背景 白蛋白被认为是一种有效的抗氧化剂，具有清除自由基的活性。 氧化应激和神经元凋亡是脑出血后脑损伤的主要原因。 在此，本研究探讨了白蛋白对脑出血后早期脑损伤的神经保护作用及其潜在机制。 方法 成年雄性Sprague-Dawley大鼠接受纹状体内注射自体血液诱导ICH。 静脉注射人血清白蛋白1 ICH后h。 对细胞外信号调节激酶（ERK1/2）抑制剂U0126和核因子E2相关因子2（Nrf2）抑制剂ML385进行腹腔注射 ICH诱导前h。 进行短期和长期神经行为测试、免疫印迹、免疫荧光染色、氧化应激评估和细胞凋亡测量。 结果 白蛋白和血红素加氧酶1（HO-1）的内源性表达（在5天达到峰值）在24天达到峰值 h） 与假手术组相比，ICH后增加。 白蛋白和HO-1与神经元共定位。 与载体相比，白蛋白治疗显著改善了72岁时的短期和长期神经行为缺陷，减少了氧化应激和神经元死亡 ICH后h。 此外，白蛋白处理显著促进ERK1/2的磷酸化； 增加Nrf2、HO-1和Bcl-2的表达； 下调Romo1和Bax的表达。 U0126和ML385消除了白蛋白对ICH后行为和蛋白质水平的治疗作用。 结论 白蛋白减轻大鼠脑出血后氧化应激相关神经元死亡可能部分通过ERK/Nrf2/HO-1信号通路。 我们的研究表明，白蛋白可能是改善脑出血后脑损伤的一种新的治疗方法。
1.简介 脑出血（ICH）约占所有中风类型的10%至20%[ 1 – 三 ]仍然是一个严重的公共卫生问题，发病率和死亡率都很高[ 4 , 5 ]. 由于ICH的多种损伤机制，目前缺乏有效的治疗方法[ 6 – 8 ]. 氧化应激（OS）和神经元凋亡被认为是脑出血后脑损伤发病机制中的关键破坏性过程[ 9 – 11 ]. 因此，减少OS和神经元凋亡可能是改善ICH患者预后的潜在治疗靶点。
白蛋白是一种独特的多效性蛋白质，具有585个氨基酸的单链多肽[ 12 ]. 白蛋白是一种多功能蛋白质，参与调节胶体渗透压、内源性配体和药物的运输以及调节微血管通透性[ 13 – 15 ]. 此外，白蛋白被认为是一种有效的抗氧化剂，具有清除自由基的活性和独特的生化结构[ 16 , 17 ]. 先前的研究表明，人血清白蛋白治疗对局灶性和全身性脑缺血具有神经保护作用[ 18 , 19 ]，蛛网膜下腔出血[ 20 , 21 ]和非物质文化遗产[ 22 ]. 我们之前的定量蛋白质组学研究表明，脑出血后白蛋白增加[ 23 ]，但具体机制尚不清楚。
细胞外信号调节激酶（ERK）1/2是MAPK的一个原型亚家族，被认为是参与氧化应激和内质网应激的首要生物因子[ 23 ]. 白蛋白治疗激活下游蛋白ERK1/2信号[ 24 , 25 ]. 先前的研究表明，核因子-红细胞相关因子2（Nrf2）被磷酸化-ERK1/2（p-ERK1/2）激活[ 26 ]然后，Nrf2进入细胞核，促进抗氧化反应元件调节基因血红素氧化酶-1（HO-1）的转录，血红素氧合酶-1在脑出血后细胞防御OS中起保护作用[ 27 – 29 ]. 然而，白蛋白的抗氧化作用以及ICH后的潜在机制尚未被研究。
本研究旨在探讨脑出血后白蛋白的神经保护作用。 白蛋白治疗可以通过ERK/Nrf2/HO-1信号通路至少部分抑制OS损伤和神经元凋亡，从而改善大鼠脑出血后的短期和长期神经预后。
2.材料和方法 2.1. 动物 该研究得到复旦大学华山医院动物实验委员会动物护理指南的批准。 雄性Sprague-Dawley大鼠，体重250-300 g被安置在一个12 h光/暗循环，可在湿度和温度可控的环境中自由获取水和食物。 按照随机数字表将大鼠随机分为实验组和对照组。
2.2. 实验设计 共进行了四个单独的实验，并建立了实验组（图 1 ). 以盲法进行神经行为功能评估和组织学图像。
2.3. 实验1 为了通过western blot研究脑出血后白蛋白和HO-1的内源性表达，36只小鼠被随机分为6组( /组）：12天后假手术和ICH h、 24个 h、 72个 h、 5个 d、 和7 d.此外，将4只小鼠平均分配给72只 h ICH后和假手术组( /组）进行双重免疫荧光（IF）染色，以评估白蛋白和HO-1在神经元上的定位。
2.4. 实验2 为了确定白蛋白的神经保护作用，30只大鼠被随机分为5组进行神经行为评估( /组）：假手术组、ICH+溶媒（生理盐水）、ICH+白蛋白（0.625 g/kg），ICH+白蛋白（1.25 g/kg）和ICH+白蛋白（2.5 克/千克）。 1点静脉注射白蛋白 ICH之后的h。 转角、改良加西亚和前肢放置测试用于评估24岁时的神经行为功能 h和72 h ICH后。 根据神经测试结果，另外30只大鼠被随机分为假手术组、溶媒组和白蛋白组（1.25 g/kg）组( /组）。 采用荧光翡翠C（FJC）染色、末端脱氧核苷酸转移酶dUTP（TUNEL）染色、免疫荧光染色、丙二醛（MDA）和超氧化物歧化酶（SOD）测定，评估白蛋白对72小时OS和神经元凋亡的影响 h ICH后。 最佳剂量的白蛋白（1.25 g/kg）。
2.5. 实验3 为了进行长期结果评估，24只大鼠被随机分为3组( /组）：假手术组、ICH+载体组和ICH+白蛋白组（1.25 g/kg）。 白蛋白给药1 h静脉注射ICH后，然后每24小时注射一次 h连续三天。 进行长期神经行为测试和Morris水迷宫测试。
2.6. 实验4 为了研究ERK/Nrf2/HO-1通路的神经保护机制，72只大鼠被分为6组( /组）：假手术组、ICH+溶媒（生理盐水）、ICH+白蛋白（1.25 g/kg），ICH+白蛋白（1.25 g/kg）+二甲基亚砜，ICH+白蛋白（1.25 g/kg）+U0126和ICH+白蛋白（1.25 克/千克）+ML385。 ERK1/2抑制剂U0126和Nrf2抑制剂ML385在1 ICH前h。 72岁时进行神经行为测试和蛋白质印迹 h ICH后。
2.7. 非物质文化遗产模型 采用大鼠双注射法诱导ICH[ 30 ]. 用氯胺酮混合物（100 mg/kg）和甲苯噻嗪（10 毫克/千克）。 然后，在俯卧位的立体定向架（David Kopf Instruments）上确定心率。 使用钻头在头骨上钻一个1.0mm的毛刺孔（1.5 前角前mm，3 mm横向至中线，6 颅骨表面以下mm）。 总共100个 μ 从啮齿类动物的股动脉采集新鲜自体血L。 以3微升的速度输送30微升血液 μ L/min，带微量注射泵（KDS-100，kDa Scientific）。 等待7天后 最小值，70 μ L血液于5时输送至右侧纹状体 μ L/min，然后缓慢抽出注射套管10 第二次注射后min。 Sham大鼠接受了类似的手术，只使用插管，不进行血液注射。
2.8. 药物管理局 人血清白蛋白（25%溶液，Baxter Healthcare Corp）在1 如前所述，脑出血诱导后h[ 19 ]. U0126（sc-222395，圣克鲁斯生物技术，美国）[ 31 ]和ML385（30 mg/kg）（6887，托克里斯，美国）[ 32 ]腹腔注射5%二甲基亚砜（DMSO）稀释液1 ICH诱导前h。
2.9. 短期神经功能表现 24岁时出现急性神经功能缺损 h和72 研究人员对ICH后h进行盲法评估。 如前所述进行转角、前肢放置和改良Garcia测试[ 33 ]. 在转角测试中，分数计算为 . 对于前肢放置测试，左前肢放置计算为 . 改良的Garcia测试包括7个评分系统，评分范围从0到21。
2.10. 长期神经行为表现 如前所述，在脑出血后第7、14和21天进行旋转和足部断层测试，在脑缺血后第22-27天进行水迷宫测试[ 34 ]. 对于水迷宫测试，通过视频跟踪系统记录测试第1天到第5天的游泳距离和逃避潜伏期。 在测试第6天，还通过视频跟踪记录了探针测试。
2.11. Western印迹分析 如前所述进行蛋白质印迹[ 5 ]. 简言之，在ICH后的既定时间点用异氟醚麻醉大鼠，并经心灌注冷PBS。右大脑半球在RIPA裂解缓冲液（sc-24948，Santa Cruz Biotechnology，USA）中均质，然后在14000进一步离心 30转/分 最少等量蛋白质（4 μ 五十、 30个 μ g） 加载到10%SDS-PAGE凝胶上。 分离后，蛋白质被转移到硝化纤维素膜上，硝化纤维素膜被进一步封闭2 h使用封闭溶液。 将膜与以下主要抗体在4°C下孵育过夜：抗白蛋白（1 : 500，ab207327，美国Abcam），抗p-ERK（1 : 1000，Santa Cruz Biotechnology，USA），抗ERK（1 : 1000，sc-514302，Santa Cruz Biotechnology，USA），抗Nrf2（1 : 1000，GTX103322，Gene Tex），抗-HO-1（1 : 1000，ab68477，Abcam，MA，USA），反Romo1（1 : 1000，Aviva Systems Biology，加利福尼亚州圣地亚哥），抗Bcl2（1 : 1000，ab59348，Abcam，MA，USA）和抗Bax（1 : 1000，利特尔顿，科罗拉多州）。 膜与抗- β -肌动蛋白抗体（1 : 5000，sc-47778，Santa Cruz Biotechnology，TX，USA）。） 结果标准化使用 β -肌动蛋白作为加载控件。 使用ImageJ软件通过密度测定法量化印迹条带的相对密度。
2.12. 组织学分析 用异氟醚麻醉大鼠，经心灌注PBS，然后100 mL 4%多聚甲醛（PFA），如前所述[ 35 ]. 大脑被迅速取出并用福尔马林固定24小时 h，然后用30%蔗糖脱水3天。 冠状脑切片（10 μ m） 使用低温恒温器（CM3050S，Leica Biosystems，USA）切割并准备双重免疫荧光[ 36 ]、FJC染色[ 37 ]、TUNEL染色[ 37 ]和8-羟基-2 - 脱氧鸟苷（8-OHdG）染色[ 35 ]. 通过荧光显微镜（DMi8，Leica Microsystems，USA）观察载玻片。
2.13. 免疫荧光染色 72岁时进行双重免疫荧光染色 ICH后h。 将载玻片与以下主要抗体在4°C下孵育过夜：抗白蛋白（1 : 100，ab207327，Abcam，美国），抗HO-1（1 : 100，ab68477，Abcam，MA，USA）和anti-NeuN（1 : 150，ab104224，Abcam，Cambridge，MA，USA）。 用荧光结合二级抗体（1）孵育切片 : 200，Jackson ImmunoResearch，USA）在室温下放置1-2次 DAPI染色前h，用显微镜观察切片并拍照。
2.14. 荧光翡翠C染色 用改良的FJC易稀释染色试剂盒（Biosensis，Thebarton，South Australia）对72个神经元进行FJC染色，以评估退化神经元的数量 ICH后h。 根据制造商的说明，在用PBS清洗后，用FJC工作溶液培养20个切片 min，然后用荧光显微镜观察。 在放大400倍的显微镜下，在每只大鼠的三个随机脑切片上对血肿周围区域的FJC阳性神经元数量进行计数。 用ImageJ软件计算FJC阳性神经元的平均数量。
2.15. TUNEL染色 为了量化神经元凋亡事件，在72 按照制造商的说明，ICH后h。 计算血肿周围区TUNEL阳性神经元的数量。 在一个独立的观察者放大400倍的显微镜下，每片随机取三个脑切片作为平均值。 数据计算为TUNEL阳性神经元占总神经元的比例（%）。
2.16条。 8-OHdG免疫组织化学 如前所述，对大脑OS DNA损伤和线粒体超氧化物水平进行评估[ 35 ]. 简言之，新鲜冷冻10- μ 在正常的聚赖氨酸涂层玻片上制备m厚的脑切片。 将载玻片浸入抗原回收溶液（pH 6.0）并加热15 在微波炉中min以揭开抗原。 然后，3%H 2 O（运行） 2 添加以阻止内源性过氧化物酶10 min。用8-OHdG抗体（1）进一步培养切片 : 200，ab62623，Abcam，USA）。 用放大400倍的显微镜观察三个随机选择的切片。 通过ImageJ软件计算荧光强度。
2.17。 细胞内MDA和SOD水平的评估 为了评估细胞内丙二醛（MDA）和超氧化物歧化酶（SOD）活性，收集各组的血周组织，并在72 h前文报道的ICH后[ 37 , 38 ]. 根据制造商的说明，使用了Sigma-Aldrich（密苏里州圣路易斯）的商用MDA试剂盒和SOD检测试剂盒（美国密歇根州安阿伯市开曼化学公司）。 简言之，在95°C培养60天后 分钟，在冰浴中冷却10分钟 最小值，200 μ 将L份混合样品收集到96 well板中，用微孔板阅读器（加利福尼亚州Hercules市Bio-Rad）进行分析。 数据以每毫克蛋白质的微摩尔数表示( μ mol/mg蛋白质）。
2.18. 统计分析 所有数据显示为 ( ). WB数据采用单因素方差分析（ANOVA）和Tukey事后检验进行分析，以在多组之间进行比较。 使用双向重复测量方差分析和Tukey的事后检验来分析行为数据。 值<0.05定义为具有统计学意义。 使用GraphPad Prism 7软件（美国加利福尼亚州拉霍亚）对统计分析进行绘图和分析。
3.结果 3.1. 动物使用和死亡率 总计196只雄性Sprague-Dawley大鼠（体重250-300 g） 本研究采用了史莱克公司（中国上海）的产品。 实验期间没有大鼠死亡。
3.2. 脑出血后内源性白蛋白和HO-1的表达增加 western blot检测内源性白蛋白和HO-1蛋白水平。 早在12岁时白蛋白的表达就增加了 脑出血后h，与假手术组相比，在第5天达到峰值( , 数字 2（a） 和 2（b） ). HO-1从24显著增加 脑出血后h至5天与假手术组比较( , 数字 2（a） 和 2（c） ). 免疫荧光染色显示白蛋白和HO-1在72 ICH后h（图 2（d） – 2（f） ).
3.3. 24岁时白蛋白改善了短期神经功能缺损 h和72 ICH后h 24岁时神经行为评分显著降低 h和72 与假手术组相比，所有ICH组术后h( , 图 3（a） ). 白蛋白给药（1.25 g/kg）显著改善24岁时的神经功能 h和72 ICH后h与ICH+车辆组比较( , 图 3（a） ). 中等白蛋白剂量（1.25 根据神经行为学结果，选择g/kg）进行进一步研究。
3.4. 72岁时白蛋白减少神经细胞凋亡和神经退化 ICH后h 为了确定白蛋白是否对神经元凋亡和变性有抑制作用，72岁时在同侧血肿周围区进行FJC染色和TUNEL染色 ICH后h。 72岁时，ICH+载体组与假手术组相比，FJC和TUNEL阳性神经元的数量显著增加 ICH后h( , 数字 3（b） – 3（f） ). 与ICH+载体组相比，白蛋白治疗组在72岁时显著减少了神经元凋亡 ICH后h( , 数字 3（b） – 3（f） ).
3.5. 72岁时白蛋白减少同侧半球OS损伤 h ICH后 为了研究白蛋白对ICH后OS损伤的影响，我们检测了72岁时同侧大脑半球8-OHdG（OS到DNA的标记物）的免疫荧光染色以及脑组织中MDA和SOD的水平 ICH后h。 与假手术组相比，ICH+载体组在72小时时8-OHdG的荧光强度增加 ICH后h( , 数字 4（a） – 4（c） ). 与ICH+载体组相比，白蛋白治疗组的8-OHdG荧光强度显著降低( , 数字 4（a） – 4（c） ). 在MDA和SOD测量方面也观察到类似的结果。 ICH诱导后，ICH+载体组的SOD水平明显低于假手术组( , 图 4（d） )72岁时，ICH+载体组的MDA水平高于假手术组 ICH后h( , 图 4（d） ). 此外，与ICH+载体组相比，白蛋白给药后，SOD水平升高，MDA水平降低( ; 图 4（d） ).
3.6条。 28岁时白蛋白改善了长期神经功能缺损 ICH后d Morris水迷宫测试表明，ICH手术后，ICH+载体组在测试第3至5天期间的空间记忆和学习能力比假手术组受到的损伤更大，导致逃避潜伏期延长，游泳距离延长，以及在探测象限的时间缩短( ; 数字 5（a） – 5（d） ). 与ICH+载体组相比，白蛋白治疗组的表现显著改善，逃逸潜伏期和游泳距离更短，并且在第3-5天在探测象限花费的时间更长( ; 数字 5（a） – 5（d） ). 此外，ICH后第7天、第14天和第21天的旋转试验表明，与假手术组相比，ICH+载剂大鼠表现出显著的持续性神经功能障碍，并且ICH+媒剂大鼠的下降潜伏期短于假手术组( ; 数字 5（e） 和 5（f） ). 白蛋白治疗组的大鼠在两项测试中均表现出显著改善( ; 数字 5（e） 和 5（f） ).
3.7. 72岁时白蛋白通过ERK/Nrf2/HO-1信号通路抑制OS和神经元凋亡 ICH后h U0126和ML385逆转了白蛋白对ICH后神经行为结果的神经保护作用（图 6（a） ). Western blot用于评估白蛋白下游信号分子和OS标志物以及72 ICH后h。 与ICH+载体组相比，ICH+白蛋白组p-ERK、Nrf2、HO-1和Bcl-2的表达显著增加，但Romo1和Bax的表达降低( , 数字 6（b） – 6（小时） ). 与ICH+白蛋白和ICH+白蛋白+DMSO组相比，给予白蛋白的U0126对ERK1/2的抑制显著降低了ICH+白蛋白+U0126组的下游蛋白水平，包括p-ERK、Nrf2、HO-1和Bcl-2( ; 数字 6（b） – 6（e） 和 6（小时） ). 与ICH+白蛋白和ICH+清蛋白+DMSO组相比，ICH+蛋白+U0126组的Romo1和Bax表达显著增加( ; 数字 6（f） 和 6（克） ).
此外，脑出血后p-ERK的表达增加并没有因白蛋白和ML385的给药而改变（图 6（b） 和 6（c） ). ML385预处理的Nrf2敲除显著降低了Nrf2、HO-1和Bcl-2的表达，但在72 ICH+白蛋白+ML385组ICH后h与ICH+蛋白和ICH+蛋白质+DMSO组比较( ; 数字 6（b） 和 6（d） – 6（小时） ).
4.讨论 在本研究中，我们在大鼠模型中评估了白蛋白对脑出血后OS和神经元凋亡的影响，并研究了脑出血后白蛋白影响的机制。 我们首次表明，大鼠脑出血后白蛋白和HO-1的内源性蛋白水平升高，并在第5天和第24天达到峰值 h、 分别在ICH之后。 72岁时，白蛋白和HO-1在神经元上共定位 ICH后h。 此外，中剂量白蛋白治疗显著改善脑出血后的短期和长期神经功能缺损，减轻OS损伤和神经细胞凋亡。 从机制上讲，白蛋白给药增加了p-ERK1/2、Nrf2、HO-1和Bcl-2的蛋白水平，并降低了同侧血周区Romo1和Bax的蛋白水平（72 ICH后h。 ERK1/2或Nrf2抑制剂逆转了白蛋白对神经功能缺损、OS和神经元凋亡的有益作用。 这些发现表明，白蛋白可能会减弱脑损伤的OS和神经元凋亡，从而改善大鼠脑出血后的神经行为缺陷。 这种神经保护作用至少部分归因于ERK/Nrf2/HO-1信号通路。
OS在神经疾病的发病机制中起着重要作用[ 11 , 35 , 39 ]. 与缺血性中风和其他神经疾病不同，脑出血涉及OS的一个中心事件是红细胞向细胞外空间释放大量游离血红素，血红素代谢为邻近组织提供催化活性铁，从而导致继发性神经元损伤和凋亡[ 10 ]. 因此，抑制OS和神经元凋亡是ICH潜在的治疗策略。
血清白蛋白是一种多功能血浆蛋白，参与多种生理过程，具有多种生物学效应[ 40 ]. 先前的研究表明，白蛋白可以被视为营养状况的指标，也是各种急性和慢性疾病死亡率的有力预测指标[ 41 – 43 ]. 此外，由于白蛋白具有抑制聚合和增强淀粉样蛋白清除的能力，因此在神经疾病中具有神经保护作用，包括阿尔茨海默病、脑缺血和蛛网膜下腔出血 β 调节血流动力学特性，并表现出抗血栓和抗炎活性[ 44 ]. Ludmila B和他的同事发现，急性皮质内血肿后，白蛋白治疗改善了急性期的神经功能和血脑屏障完整性，但他们没有阐明白蛋白的神经保护作用的机制[ 22 ].
在本研究中，我们将白蛋白的应用范围扩大到ICH。 白蛋白在脑出血后表现出抗氧化应激和抗凋亡作用，以及对神经细胞的直接神经保护作用。 首先，ICH后同侧大脑半球内源性白蛋白水平显著增加。 此外，双重免疫荧光染色显示白蛋白定位于神经元。 以下因素可以解释脑出血后白蛋白增加的原因：（a）脑出血后，血脑屏障被破坏，白蛋白从血管渗入脑组织； （b）人脑蛋白质组项目研究报告显示，小胶质细胞等脑细胞可以合成和分泌白蛋白[ 45 ]. 虽然白蛋白被认为是一种细胞外分子，但我们发现它定位于神经元，这与白蛋白通过内吞作用可在包括神经元在内的许多细胞类型中摄取的概念相一致[ 46 ].
第二，以前的研究表明，白蛋白在许多情况下都能防止OS和细胞凋亡[ 47 , 48 ]. 在本研究中，白蛋白对脑出血后OS和细胞凋亡具有保护作用。 脑出血后白蛋白的神经保护作用通过多种机制调节，包括增加血清肿瘤压力以改善脑组织灌注、缓解脑水肿、维持正常内皮完整性和发挥抗氧化作用[ 22 , 49 ]. 更重要的是，白蛋白治疗可能具有其他与脑出血本身不同的有益效果。 白蛋白的特殊硫醇结构几乎占细胞外硫醇的80%，使白蛋白成为OS的主要细胞外蛋白靶点。 细胞外间隙中的白蛋白对出血或死亡红细胞释放的游离血红素具有很高的亲和力，可提供脂质抗氧化作用。 此外，白蛋白还通过中和游离Cu2抑制OS损伤 + 以及从催化反应中释放出来的铁[ 50 ].
尽管白蛋白对脑出血诱导的损伤具有多种神经保护作用，但白蛋白激活ERK的潜在分子机制尚未得到充分研究。 我们之前的定量蛋白质组学研究[ 23 ]表明ERK1和ERK2级联是ICH后最重要的两个生物过程，白蛋白和ERK1/2信号通路是最重要的蛋白质相互作用网络。 近年来，一些研究表明，白蛋白与丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）细胞外信号调节激酶ERK1/ERK2在肾脏疾病中有重要联系，ERK1/2信号通路是白蛋白治疗激活的下游信号通路[ 24 , 51 ]. Reich等人发现，白蛋白通过人肾上皮细胞中的EGF受体激活ERK，以及白蛋白暴露后ROS的生成是白蛋白诱导细胞信号传导的一个重要近似事件[ 52 ]. 在本研究中，白蛋白的应用显著增加了p-ERK1/2的蛋白水平，而ERK1/2抑制则消除了白蛋白对神经功能缺损、OS和神经元凋亡的保护作用。 因此，本研究结果支持ICH后产生的ROS可能是蛋白诱导ERK信号通路激活的可能原因的假设。 我们的数据仅提供了白蛋白和ERK信号通路之间的联系，但还需要进一步研究来阐明ICH后白蛋白激活ERK信号途径的确切机制。 Nrf2被认为是ERK1/2激活的下游因子[ 53 ]. 激活的Nrf2协调对OS的多种反应，并控制抗氧化反应元件调节基因的转录，包括HO-1和SOD，这有助于保护细胞免受OS和凋亡的影响。 活化的Nrf2还通过增强抗氧化活性和ICH后血肿清除来减少过氧化物的形成[ 54 ]. 在我们的研究中，白蛋白的应用显著增加了72岁时同侧基底节Nrf2和HO-1的蛋白水平 ICH后h。 抑制Nrf2可消除白蛋白对神经功能缺损、OS和神经元凋亡的保护作用。 综上所述，这些结果表明，白蛋白给药至少部分通过ERK/Nrf2/HO-1信号通路减弱脑出血后OS和神经元凋亡，从而改善大鼠脑出血后的神经行为缺陷。
本研究存在若干局限性。 首先，我们没有在基因水平上测试每种蛋白质，也没有在脑出血后检测血清中白蛋白的表达。 其次，以前的研究表明白蛋白也在内皮细胞和星形胶质细胞中表达； 因此，我们不能排除白蛋白的血脑屏障保护和抗炎作用在ICH后发挥作用的可能性。 第三，Nrf2有助于上调小胶质细胞CD163和CD36的表达； 因此，我们不能排除白蛋白在促进血肿清除方面的保护作用是由于其他Nrf2信号通路的贡献的可能性。
5.结论 总之，白蛋白的应用减轻了大鼠脑出血后氧化应激相关神经元的死亡，从而改善了神经功能缺损，这些影响至少部分与ERK/Nrf2/HO-1信号通路的激活有关。 我们的研究表明，白蛋白可能是治疗ICH的一种有前景的策略。
数据可用性 这些数据支持本研究的发现，并可根据合理要求从相应作者处获得。
利益冲突 作者没有竞争性的利益需要声明。
作者的贡献 邓水祥和刘胜鹏对这份手稿的贡献相等。
致谢 我们非常感谢复旦大学脑科学研究所医学神经生物学国家重点实验室和教育部脑科学前沿中心为本研究提供的技术平台和高燕琴教授的设计指导。 本研究得到了国家重点研发计划（2018YFC1312600，2018YFC 1312604 to Y.G.）、国家自然基金会（81772674 to Y.G.）、上海市科学技术委员会（18140901100 to Y.G，19140900205 to M.T.）和上海市卫生委员会的资助， 卫生部门临床研究特别青年项目（20184Y0064 to S.D.）。
