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.2021年3月；3(3):378-393.
doi:10.1038/S4225-021-00359-x。 Epub 2021年3月8日。

胰岛素刺激的内蛋白水解TUG裂解将能量消耗与葡萄糖摄取联系起来

Estifanos N Habtemichael公司 # 1 2, 唐·T·李 # 1 三, 若昂·保罗·坎波雷兹 1 4, Xavier O Westergaard公司 1 5, Chloe I销售 1, 刘欣然 三, 弗朗西斯科·洛佩斯·吉拉尔德斯 6, 斯蒂芬·G·德弗里斯 1, 李寒冰（Hanbing Li） 1 7, 戴安娜·鲁伊斯 1, 肯尼·Y·王 1, 巴韦什·S·赛亚尔 1, 索菲亚·冈萨雷斯-萨帕塔 1, 帕梅拉·丹恩 1, 斯泰西·N·布朗 1, Sandro Hirabara先生 1 8, 丹尼尔·法特纳 1, 利·戈德克 1, 威廉·菲尔布里克 1, 杰拉尔德·舒尔曼 1 9, 乔纳森·波根 10 11
附属公司

胰岛素刺激的内蛋白水解TUG裂解将能量消耗与葡萄糖摄取联系起来

Estifanos N Habtemichael公司等人。 自然元. 2021年3月.

摘要

TUG栓系蛋白在细胞内结合并隔离GLUT4葡萄糖转运蛋白，胰岛素刺激TUG裂解将GLUT4转移到细胞表面并增加葡萄糖摄取。胰岛素的这种作用独立于磷脂酰肌醇3-激酶，其生理相关性尚不确定。在这里，我们表明，这种TUG裂解途径调节肌肉中胰岛素刺激的葡萄糖摄取和组织水平的能量消耗。使用肌肉特异性Tug（Aspscr1）基因敲除和肌肉特异性组成性Tug裂解的小鼠，我们发现在GLUT4释放后，Tug C末端裂解产物进入细胞核，结合过氧化物酶体增殖物激活受体（PPAR）γ及其辅活化因子PGC-1α并调节基因表达以促进脂质氧化和产热。该途径在肌肉和脂肪细胞中分别起到上调肌脂蛋白和解偶联蛋白1（UCP1）的作用。PPARγ2 Pro12Ala多态性可降低糖尿病风险，增强TUG结合。ATE1精氨酸转移酶调节TUG产品的稳定性，它介导特定的蛋白质降解途径并控制产热。我们的结论是，胰岛素刺激的TUG裂解可以协调全身能量消耗和葡萄糖摄取，这一机制可能有助于食物的热效应，其衰减可能会促进肥胖。

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利益冲突声明

竞争性利益

作者声明没有相互竞争的利益。

数字

扩展数据图1。
扩展数据图1.MTKO小鼠葡萄糖稳态的表征。
a、 b中，对股四头肌中TUG的相对丰度进行了量化(一)和心脏(b条)使用12周龄MTKO和WT对照小鼠组织的免疫印迹密度测定。每组N=5。c中，如图所示，将禁食MTKO和WT小鼠的股四头肌均质化，并纯化富含T小管的膜组分并进行免疫印迹。每组的前三个样品与图1c所示的未模拟样品相同。此处显示的所有四个非模拟样品均包含在图1d所示的定量中，即e。日期：，如图所示，对禁食小鼠股四头肌的T小管组分和总匀浆进行对照免疫印迹，以证明组分的纯度。e中，图1c中的免疫印迹密度测定法定量了WT小鼠股四头肌中完整TUG的相对丰度。每组N=3。f–h，在17周龄的WT和MTKO小鼠中测量体重和组成。每组N=8。我，测量12周龄WT和MTKO小鼠的心脏重量。N=9只体重，8只MTKO小鼠。j、，在16周龄小鼠心脏穿刺获得的血液中测量空腹血糖浓度。N=9只WT和11只MTKO小鼠。k、，HOMA-IR是根据图1g和（j）中分别绘制的配对胰岛素和葡萄糖测量值计算的，实验对象是16周龄禁食4-6小时的小鼠。每组N=5。我，在19周龄禁食小鼠进行更替研究之前，测量基础血糖。N=8只WT和9只MKTO小鼠。米，在禁食19周大的小鼠中测量心脏特异性葡萄糖摄取。N=8只WT和9只MKTO小鼠。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析。
扩展数据图2。
扩展数据图2…MTKO小鼠的能量消耗特征。
a–d，在代谢笼中测量17周龄WT和MTKO小鼠的指示参数。能量消耗归一化为总重量(c（c）)和瘦体重（LBM；d日). N=8只WT和7只MTKO小鼠。e–g，能量消耗测量值与一天中的时间关系图(e（电子）)在光线下(（f）)和黑暗(克)小时。N=8只WT和7只MTKO小鼠。h–j，呼吸交换比（RER；小时)，运动活动(我)和食物摄入(j个)绘制。N=8只WT和7只MTKO小鼠。k、，在代谢笼中测量22周龄WT和MTKO小鼠的水分摄入。每组N=16。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析。
扩展数据图3。
扩展数据图3……MTKO小鼠容易肥胖，并且在高脂肪饮食中减少了能量消耗。
a、，从15周龄开始，给小鼠喂食高脂肪饮食（HFD），并绘制出与基线相比的体重增加百分比。N=10只WT和12只MTKO小鼠。b、，HFD后，根据血糖和胰岛素的配对测量值计算HOMA-IR。N=7只WT和10只MTKO小鼠。c中，按照喂食HFD 3周的小鼠后肢肌肉上的指示进行免疫印迹。d–f，在代谢笼中进行测量之前，14周龄MTKO和WT小鼠喂食HFD 3周后的体重和组成。每组N=7。g–q，将喂食HFD的14周龄MTKO和WT小鼠饲养在代谢笼中，并测量指示参数。每组N=7（g–l，p，q）；N=7只WT和6只MTKO小鼠（m–o）。RER，呼吸交换比；LBM，瘦体重。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析*p<0.05，**p<0.01，***p<0.001。
扩展数据图4。
扩展数据图4。
a、，在断奶后30°C下饲养的雄性MTKO和WT小鼠中测量体重。所有小鼠均以常规食物喂养。N=11只WT和9只MTKO小鼠。b、，在断奶后30°C下饲养的雌性MTKO和WT小鼠中测量体重。所有小鼠均以常规食物喂养。N=12只WT和8只MTKO小鼠。c、 日期：，来自20周龄小鼠的性腺白脂肪组织用于(一)和(b条)称了一下。N=5 WT和3 MTKO雄性，10 WT和5 MTKO雌性。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析*p<0.05，**p<0.01，***p<0.001。
扩展数据图5。
扩展数据图5。参与能量消耗的特定基因在MTKO小鼠中表达减少，在UBX小鼠中表达增加。
a–e，RNA是从即兴演奏喂食10周龄的WT、MTKO和UBX小鼠，并使用qPCR测量所选转录物的相对丰度。N=4 WT、5 MTKO和4 UBX小鼠，但UBX TUG-Cter数据的N=3除外（a）。a、，对照反应用于验证MTKO小鼠中TUG的敲除和UBX小鼠中UBX-Cter转基因的表达。b、，Sarcolipin（Sln）、Ucp1和β转录物的相对丰度三-显示肾上腺素能受体（Adrb3）。c中，显示了与能量消耗和脂质代谢有关的指示转录物的相对丰度。日期：，显示了编码PGC-1α（Ppargc1a）和PPARγ（Pparg）的转录物的相对丰度。e中，显示了编码所示钙螯合蛋白的转录物的相对丰度。数据以生物独立样本的平均值±SEM表示，使用双尾t检验（a–e）进行分析。f、，与WT对照组相比，对11周龄禁食4-6小时的UBX小鼠股四头肌中差异表达的转录物进行基因集富集分析（每组N=3只小鼠；使用CuffDiff分析转录物，如方法部分所述）。转录本按重要性排序，前2000个转录本使用GO生物过程本体基因集进行分析。与“温度平衡”相对应的基因集显著丰富（图3b；错误发现率q值=0.038）。这里列出了UBX和WT肌肉中差异表达的这组特定基因，以及它们在基因列表中的排名、UBX肌肉与对照组相比表达的fold-change、RNAseq数据集中的调整后的p值（如果使用Benjamini方法调整多次比较后p<0.05，则文本为粗体），以及GSEA软件计算的运行富集分数。
扩展数据图6。
扩展数据图6.TUG C末端产物进入细胞核并结合PPARγ和PGC-1α。
a、，从禁食的WT、UBX和MTKO小鼠的股四头肌制备核级分，用IP注射胰岛素-葡萄糖溶液或生理盐水对照进行处理，并在注射后30分钟实施安乐死。按照指示进行免疫印迹。b、 c、，如图所示，通过瞬时转染HEK293细胞表达蛋白质，并进行免疫沉淀（IP）和免疫印迹（WB）。日期：，重组蛋白以GST融合形式产生，固定在谷胱甘肽小球上，并与重组TUG C末端裂解产物（残基165–550）孵育。如图所示，洗脱结合的TUG蛋白并进行蛋白质印迹。e中，将重组蛋白固定化并与可溶性重组PPARγ2蛋白孵育。如图所示，洗脱结合的PPARγ2并进行蛋白质印迹。f、，截短形式的TUG作为GST融合产生，GST被裂解以产生可溶性TUG片段。如图所示，将其与固定化GST、PGC-1α和PPARγ2孵育。如图所示，对结合的蛋白质进行洗脱和免疫印迹。克，将PPARγ1或PPARγ2 N端37个残基对应的肽固定在链霉亲和素珠上。使用逆转录病毒在MEF中稳定表达TUG C末端产物（以Met残基开始），并将这些细胞的裂解物与珠培养。洗脱结合蛋白并进行免疫印迹。小时，含有Pro12或Ala12残基的PPARγ2的29个N末端残基对应的肽被固定在小球上，并与表达TUG C末端产物的MEF裂解物孵育。如图所示，洗脱结合蛋白并进行免疫印迹。我，肽用于(小时)用HEK293裂解物孵育，洗脱结合的内源性（人类）完整TUG并进行免疫印迹。j、，通过IP注射胰岛素-葡萄糖溶液对WT和MTKO小鼠进行治疗，然后在3 h后实施安乐死。从股四头肌裂解物中免疫沉淀PGC-1α，并进行免疫印迹检测结合PPARγ，如图3g所示。定量了重复实验中PPARγ的相对丰度。N=3个生物独立样本，表示为平均值±SEM，使用双尾t检验进行分析。
扩展数据图7。
扩展数据图7…TUG控制PGC-1α蛋白丰度。
a、，对WT和MTKO小鼠进行胰岛素-葡萄糖IP注射或生理盐水对照，然后在注射后的指定时间处死。如图所示，对股四头肌进行免疫印迹。b、 c、，通过IP注射胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照处理WT和MTKO小鼠，然后在3 h后处死。从股四头肌制备裂解物，对PGC-1α进行免疫印迹，并使用密度计量化每个样品中的相对丰度。（c）中的数据表示为生物独立样本的平均值±SEM（每组N=3），使用ANOVA进行分析，并对多重比较进行调整。日期：，WT和MTKO小鼠用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照处理，然后在3小时后处死。从股四头肌中制备RNA，并使用Q-PCR测量PGC-1α(第1a部分)mRNA丰度。数据以生物独立样本（每组N=3）的平均值±SEM表示，使用ANOVA进行分析，并进行多次比较调整。
扩展数据图8。
扩展数据图8。TUG调节线粒体功能和形态，对肌纤维类型没有太大影响。
a、，使用电子显微镜对喂食HFD 2.5周的小鼠的WT和MTKO比目鱼肌进行成像。如图所示，在MTKO肌肉中发现了脂滴，但在WT肌肉中没有发现，脂滴靠近线粒体。b–e，通过电子显微镜获得喂食HFD的WT和MTKO小鼠（各3只）比目鱼肌的图像，并对其进行分析以量化线粒体密度(b条)，面积(c（c）)，长度(d日)、和宽度(e（电子）). 在每只小鼠的5-9张图像上手动追踪线粒体。每个数据点表示单个图像测量值的平均值。N=22个WT和21个MTKO图像被量化。数据以平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析。f、，使用qPCR测量股四头肌中指示转录物的相对丰度。N=4只WT、5只MTKO和4只UBX小鼠。数据绘制为平均值±SEM，并使用双尾t检验进行两两分析。克，采用免疫组织化学方法对股四头肌横切面进行染色，检测肌球蛋白重链IIA型。小时，从每种基因型的5只单独的小鼠的2-3张图像中，量化了MHC IIA型染色的肌纤维百分比。N=12 WT、12 MTKO和14 UBX图像被量化，数据绘制为平均值±SEM。
扩展数据图9。
扩展数据图9。肌氨酸丰度由TUG调节，并在饮食诱导的胰岛素抵抗中降低。
a、，WT和MTKO小鼠从断奶时起在30°C下饲养。20周龄时，禁食小鼠，用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照治疗，3小时后处死。如图所示，对后肢肌肉裂解物进行免疫印迹。对该实验的重复数据进行了量化，并绘制在图4b中。b、，用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照处理WT和UBX小鼠，30分钟后处死，并按指示对股四头肌进行免疫印迹。c、 日期：，WT和MTKO小鼠用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照处理，并在30分钟后处死。后肢肌肉用PGC-1α进行染色质免疫沉淀(c（c）)和PPARγ(d日)抗体，如图所示。PCR用于检测与肌脂蛋白转录起始位点相关的−200核苷酸的扩增子。e中，给WT小鼠喂食常规食物（RC）或高脂肪饮食（HFD）3周，然后用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照治疗30分钟。四头肌裂解物进行免疫印迹以检测完整的TUG和C末端裂解产物。使用密度测定法对复制品进行量化，并绘制在图4f中。f、，WT小鼠喂食RC或HFD 3周，禁食并处死。如图所示，分离后肢肌肉并进行免疫印迹。使用密度测定法对复制品进行量化，并绘制在图4g中。
图1。
图1.在喂食常规食物的小鼠中，肌肉中TUG缺失会导致GLUT4易位，并在禁食期间增加葡萄糖摄取，而不会影响能量消耗。
a、 b、，按照肌肉TUG敲除（MTKO）和野生型（WT）对照小鼠的指示进行免疫印迹。GWAT和SC WAT分别表示性腺和皮下白色脂肪组织。c中，12周龄MTKO和WT小鼠禁食4-6小时，腹腔注射胰岛素和葡萄糖或生理盐水对照，然后在注射胰岛素和糖后30分钟处死。如图所示，将股四头肌均质化，并纯化富含T小管的膜组分并进行免疫印迹。d、 e、，GLUT4的丰度(d日)和IRAP(e（电子）)使用密度测定法对T管富集膜进行定量。在每个未刺激组中，N=4，在每个刺激组中N=3。f、，测量10周龄小鼠的空腹血糖浓度。每组N=8。克，在16周龄小鼠中测量空腹胰岛素浓度。每组N=5。h–j，示踪剂输注用于测量全身葡萄糖转换(小时)、腓肠肌葡萄糖摄取(我)和股四头肌葡萄糖摄取(j个)19周龄禁食小鼠。N=8只WT和9只MKTO小鼠。k、，在禁食2小时的小鼠股四头肌中测量糖原含量。每组N=4。l中，使用间接量热法测量17周龄小鼠的能量消耗，并绘制线性回归图。N=8只WT和7只MTKO小鼠。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用ANOVA进行分析(d、 e（电子）)，双尾t检验(f–k)和ANCOVA(我).
图2。
图2：在高脂肪饮食中，肌肉TUG基因敲除小鼠的体重增加和能量消耗减少，这与结构性TUG裂解小鼠的效果相反。
a、，从15周龄开始，给小鼠喂食高脂肪饮食（HFD），并测量体重随时间的增长。N=10只WT和12只MTKO小鼠。b、 c中，在喂食HFD 17天前后测量小鼠体重。N=11只WT和14只MTKO小鼠。d、 e、，在17.5周大的小鼠中，在HFD上17天后测量空腹血糖和胰岛素浓度。N=7只WT和10只MTKO小鼠。f–j，对喂食HFD 3周的18周龄小鼠进行体重和成分测定。N=7只WT和6只MTKO小鼠。k–n，对14周龄HFD喂养小鼠的能量消耗进行了测量，并随时间变化进行了显示(k个)，在光照时间(我)，在黑暗时间(米)，并在24小时内平均(n个). 每组N=7。o、，14周龄HFD喂养的MTKO和WT小鼠的能量消耗被标准化为瘦体重。每组N=7。第页，14周龄HFD喂养的UBX和WT小鼠的能量消耗被标准化为瘦体重。每组N=6。问题，UBX、WT和MTKO小鼠的能量消耗与体重呈线性回归。N=6只UBX、13只WT和7只MTKO小鼠。数据以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析(a–p)和ANCOVA(q个). *p<0.05，**p<0.01，***p<0.001。
图3。
图3.TUG C末端切割产物与PPARγ和PGC-1α作用，控制氧化代谢。
a、，RNA-seq用于分析禁食UBX和WT小鼠（N=3只）股四头肌的转录体，转录丰度的变化通过火山图显示（见方法）。显示选定成绩单的身份。b、，利用基因集富集分析对RNA-seq鉴定的差异表达基因进行了分析，发现调控温度稳态的基因显著富集。c中，通过腹腔注射胰岛素-葡萄糖溶液或生理盐水对照处理野生型小鼠，然后从股四头肌中分离细胞液和核组分，并按指示进行免疫印迹。日期：，小鼠通过IP注射胰岛素-葡萄糖溶液进行治疗，然后在指定时间从后肢肌肉制备裂解物。使用TUG C末端抗体进行免疫沉淀，并按照指示对洗脱的蛋白质进行免疫印迹。e中，含有Pro12或Ala12的PPARγ2 N末端对应的肽被固定在小球上，然后与重组TUG C末端产物孵育。按照指示进行免疫印迹。f、，通过转染表达蛋白质，免疫沉淀PGC-1α，并按指示进行免疫印迹。g中，通过IP注射胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照对指示小鼠进行治疗，然后在3 h后实施安乐死。从股四头肌制备裂解物，免疫沉淀PGC-1α，并按指示进行免疫印迹。小时，给显示的小鼠喂食HFD 2.5周，然后使用电子显微镜对比目鱼肌进行成像。我，在喂食HFD的小鼠股四头肌中测量肌细胞内甘油三酯。N=8只WT和9只MTKO小鼠。j、，测定棕榈酸酯氧化体外在热中性饲养的小鼠比目鱼肌中。每组N=6。所有数据均为生物独立样本，采用双尾t检验进行分析，并以平均值±SEM表示(i、 j个).
图4。
图4：胰岛素通过拖曳作用增强产热蛋白——肌脂蛋白的产生。
a、，用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照组对小鼠进行治疗，并在指定时间对后肢肌肉进行免疫印迹。b、，在30°C下饲养的小鼠中重复进行类似于（a）的研究，并对肉脂丰度进行量化和绘图。N=7 WT未刺激小鼠、8 WT胰岛素刺激小鼠、3 MTKO未刺激鼠和5 MTKO胰岛素刺激鼠。c中，将所示小鼠禁食4-6小时，然后对后肢肌肉进行免疫印迹，以量化肌脂蛋白的丰度。N=4只WT、5只UBX和5只MTKO小鼠。日期：，用胰岛素治疗所示小鼠，后肢肌肉用TUG C末端抗体进行染色质免疫沉淀。PCR检测到肉脂蛋白（Sln）转录起始位点上游指示位点的序列。e中，含有肌脂蛋白启动子的报告构建物被用于测量转染293细胞的转录活性。每组N=3。f中，给WT小鼠喂食常规食物（RC）或高脂肪饮食（HFD）3周，然后用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水对照治疗30分钟。对股四头肌进行免疫印迹以检测完整的TUG和42kDa C末端产物。绘制解理产物与完整TUG的比率，并将其归一化为基本对照样品。每组N=3。克，通过复制样品的免疫印迹密度测定法测量Usp25m丰度，如（f）所示。数据是相对于RC-fed控件绘制的。每组N=5。小时，喂食RC或HFD的小鼠禁食，按指示用IP胰岛素-葡萄糖治疗30分钟，然后处死。使用TUG C末端抗体和PCR在后肢肌肉中进行染色质免疫沉淀，以检测肌脂蛋白转录起始位点上游的位点。我，RC或HFD喂养的小鼠用IP胰岛素-葡萄糖或盐水对照治疗，然后按指示对股四头肌进行免疫印迹。j、，中的数据复制(我)被量化。N=3只RC未刺激小鼠、4只RC胰岛素刺激小鼠、四只HFD喂养的未刺激小鼠和5只HFD饲养的胰岛素刺激小鼠。所有数据均以生物独立样本的平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析(克)或ANOVA，可调整多次比较(b、 c、e、f、j).
图5。
图5：胰岛素通过TUG促进脂肪细胞中Ucp1的生成。
a、，如图所示，对基础和胰岛素处理的3T3-L1脂肪细胞的亚细胞组分进行免疫印迹。b、，禁食小鼠，IP注射胰岛素-葡萄糖溶液或生理盐水对照30分钟，然后分离性腺白色脂肪组织（GWAT）。如图所示，对细胞质和细胞核部分进行免疫印迹。c中，对3T3-L1脂肪细胞进行血清饥饿处理，用沃特曼或CB-5083处理，然后按指示用胰岛素刺激。如图所示，对匀浆和核部分进行免疫印迹。日期：，禁食WT和MTKO小鼠，用IP胰岛素-葡萄糖或生理盐水控制30分钟，然后分离后肢肌肉。使用TUG C末端抗体进行染色质免疫沉淀。PCR检测到Ucp1转录起始位点上游指示位置的序列。e中，如图所示，用IP胰岛素-葡萄糖治疗小鼠，并对GWAT进行免疫印迹。f、，对照组3T3-L1脂肪细胞和含有shRNA以耗尽Usp25蛋白酶的细胞使用罗斯柯汀进行分化，以诱导棕色样表型，然后用胰岛素刺激并免疫印迹，如图所示。g–i，3T3-L1脂肪细胞，如(（f）)用或不用胰岛素处理3小时，然后用于线粒体功能分析。耗氧量（OCR）(克)和ATP生成速率(小时)和质子泄漏(我)将其归一化为非刺激细胞的测量值。N=每组20次独立测量。数据以平均值±SEM表示，并使用双尾t检验进行分析。j、，染色质免疫沉淀按(d日)使用常规饮食（RC）或高脂饮食（HFD）喂养3周的小鼠的GWAT。按照安乐死前的指示，用胰岛素-葡萄糖或生理盐水治疗小鼠30分钟。k、，如图所示，在安乐死前使用IP生理盐水或葡萄糖-胰岛素溶液对RC或HFD喂养的小鼠的GWAT进行免疫印迹。l中，对重复实验中Ucp1蛋白相对丰度的量化(k个). 数据以生物独立样本（每组N=3）的平均值±SEM表示，使用ANOVA进行分析，并进行多次比较调整。
图6。
图6 TUG C端裂解产物稳定PGC-1α，并通过Ate1依赖机制降解。
a、，图中显示了如何在其N末端用不同的残基生成TUG C末端产物。b、，使用逆转录病毒在野生型（WT）和Ate1敲除（KO）MEF中稳定表达所示结构。如图所示，对裂解液进行免疫印迹。c中，表达野生型TUG C末端产物的WT和Ate1 KO细胞用环己酰亚胺处理指定时间，并对样品进行免疫印迹。日期：，如图所示，转染HeLa细胞表达PGC-1α和PPARγ，有或没有TUG C末端产物（从Met开始）。按照指示的时间添加环己酰亚胺，并对样品进行免疫印迹。e中，PGC-1α表达，伴或不伴HA-Ub-TUG C-term共表达。如图所示，WT和Ate1 KO细胞中的（WT）融合蛋白。按照指示的时间添加环己酰亚胺，并对样品进行免疫印迹。每种条件下的PGC-1α半衰期近似值显示在底部。
图7。
图7葡萄糖摄取和能量消耗的协调调节模型。
胰岛素通过磷脂酰肌醇-3-激酶非依赖性途径刺激位点特异性TUG切割，该切割由Usp25m蛋白酶介导。裂解从高尔基基体中释放GLUT4。N-末端裂解产物TUGUL通过将其与驱动蛋白马达连接，促进GLUT4移位到质膜。TUG C末端裂解产物从高尔基基体中提取并进入细胞核，在那里与PPARγ和PGC-1α结合。TUG产品稳定含有这些蛋白质的复合物，激活包括肌脂蛋白和Ucp1在内的基因转录，促进氧化代谢和产热。TUG C-末端产物的这种作用被Ate1依赖性降解途径终止，这限制了产热效应的持续时间。
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