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.2007年8月6日;204(8):1813-24.
doi:10.1084/jem.20070876。 Epub 2007年7月23日。

白血病细胞FBW7突变介导NOTCH通路激活和对γ-分泌酶抑制剂的耐药性

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白血病细胞FBW7突变介导NOTCH通路激活和对γ-分泌酶抑制剂的耐药性

詹妮弗·奥尼尔等。 实验医学杂志. .

摘要

γ分泌酶抑制剂(GSIs)可以在体外阻断NOTCH受体信号传导,因此为依赖于失调的NOTCH活性的肿瘤提供了一种有吸引力的靶向治疗。为了阐明T细胞急性淋巴细胞白血病(T-ALL)中GSI耐药的基础,我们研究了具有NOTCH细胞内结构域(NICD)组成性表达但在NOTCH1中缺乏C末端截断突变的T-ALL细胞系。所检测的七个细胞系中的每一个和81个(8.6%)初级T-ALL样本中的7个都存在FBW7基因的突变或纯合缺失,FBW7是一种与NICD周转有关的泛素连接酶。事实上,我们证明FBW7突变体不能与NICD结合,并定义了FBW7结合所需的NICD的磷酸化简区。尽管FBW7的突变形式仍然能够与MYC结合,但它们没有将其作为降解的靶点,这表明NICD及其主要下游靶点MYC的稳定可能有助于FBW7突变白血病的转化。此外,我们发现所有7个FBW7突变的白血病细胞株都对MRK-003 GSI耐药。用MRK-003治疗后,大多数耐药株也未能下调NOTCH靶向MYC和DELTEX1的mRNA水平,这意味着FBW7突变的T-ALL中残留的NOTCH信号有助于GSI耐药。

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数字

图1。
图1。
MRK-003治疗导致人类T-ALL细胞系的细胞周期阻滞、凋亡和NICD生成抑制。(A) GSI-敏感HPB-ALL细胞系的细胞周期分析。用DMSO(载体)或1μM MRK-003处理细胞7 d,用碘化丙啶染色,并用流式细胞仪进行分析。(B) 在DMSO或1μM MRK-003中培养7天后,对DND41细胞系进行Annexin V–FITC/碘化丙啶染色。数字表示每个象限中单元格的百分比。在其他GSI敏感细胞系中也观察到类似结果。(C) GSI-resistant Molt13细胞株在DMSO(载体)或MRK-003中7天后的细胞周期分析。表I中列出的所有其他GSI抗性细胞系也观察到了类似的结果。(D)Molt4细胞系在DMSO或1μM MRK-003中7天后的膜联蛋白V–APC/碘化丙啶染色。在所有其他GSI抗性细胞系中都观察到类似的结果。(E) 激活NOTCH1蛋白印迹分析。用1μM MRK-003处理T-ALL细胞株3 d。对全细胞裂解物进行SDS-PAGE电泳,并用NOTCH1(V1744)抗体进行免疫印迹。
图2。
图2。
NOTCH T2512A突变体的稳定性增加,与FBW7的结合减少。(A) 四种人类NOTCH蛋白以及不同物种的NOTCH蛋白质的比对表明,假定的NOTCH-CPD具有很强的保守性。已知的CPD与NOTCH进行比对。(B) T2512A NOTCH突变体与WT FBW7结合不足,肿瘤衍生的FBW7精氨酸突变体(R465C)不再与WT NOTCH结合。按照指示转染细胞,并免疫沉淀FLAG-FBW7。样品经SDS-PAGE电泳和抗MYC标记(9E10)免疫印迹检测转染的Notch蛋白。对全细胞裂解物进行分析,以验证转染构建物的表达。(C) K562红白血病细胞系的共免疫沉淀试验表明,T2512A在造血细胞中与FBW7结合不足。对全细胞裂解物进行分析,以验证转染构建物的表达。(D) FBW7–Notch ICD相互作用不需要S2514的磷酸化。如上文B所示转染293a细胞并进行分析。(E) NICD优先与核和核仁FBW7亚型相关。用所示质粒转染293a细胞,并按上文B所述进行分析。(F) 体内泛素化试验表明,NOTCH T2512A突变株对FBW7介导的泛素化具有抵抗力。如图所示转染293a细胞。制备细胞裂解物,并用抗HA抗体进行免疫沉淀,以去除泛素化蛋白。样品经SDS-PAGE电泳和9E10免疫印迹检测MYC-标记的NOTCH蛋白。对全细胞裂解物进行分析,以验证转染构建物的表达。(G) 与WT NOTCH相比,NOTCH T2512A突变体在293a细胞中的半衰期延长。用WT NICD或T2512A突变株转染293a细胞。48小时后,在体内用脉冲标记细胞35S-蛋氨酸/半胱氨酸,在含有过量未标记蛋氨酸和半胱氨酸的培养基中追赶指定时间。用MN-1抗血清免疫沉淀转染的NOTCH蛋白,并对样品进行SDS-PAGE电泳。然后将凝胶暴露在x射线胶片上。
图3。
图3。
GSI治疗导致T-ALL细胞亚群中MYC蛋白水平降低。用1μM MRK-003或DMSO处理T-ALL细胞株3 d,并用RIPA裂解缓冲液制备全细胞裂解物。使用抗MYC和β-肌动蛋白抗体作为负荷对照进行Western blot分析。
图4。
图4。
T-ALL细胞系增加了MYC半衰期。(A) 带有WT的T-ALL细胞系FBW7型(Molt4、DND41和KOPTK1)在体内用脉冲标记35S-蛋氨酸/半胱氨酸,在含有过量未标记蛋氨酸和半胱氨酸的培养基中追赶指定时间。在每个时间点从等量细胞中免疫沉淀内源性MYC,并通过凝胶电泳进行分析。35每个样品的S-标记MYC通过磷光成像仪进行定量。每个细胞系的MYC降解率在图中用最适合的指数线表示。根据指数线方程计算MYC的半衰期。(B) 对具有突变的T-ALL细胞系进行类似的脉冲追逐实验FBW7型(CEM和Jurkat)。与B细胞淋巴母细胞系JY细胞相比,所分析的所有T-All细胞系都增加了MYC半衰期。
图5。
图5。
GSI处理突变体T-ALL细胞株后NOTCH靶基因没有减少FBW7型. MYC公司DELTEX公司通过微阵列基因表达分析测定18个T-ALL细胞株在1μM MRK-003 GSI处理3d后的RNA水平(与DMSO处理的细胞相比)。值是日志10表达水平比率MYC公司DELTEX公司MRK-003处理细胞与DMSO处理细胞的比较。
图6。
图6。
突变体FBW7型不能与NICD结合,并以主导-消极的方式防止MYC降解。(A) FBW7精氨酸点突变体可与MYC有效共沉淀,但不与NOTCH共沉淀。将所示质粒转染293a细胞。用抗FLAG对全细胞裂解物进行免疫沉淀,并通过MT-NOTCH或HA-MYC的免疫印迹分析结果样品。还通过SDS-PAGE和免疫印迹法直接分析全细胞裂解物中的FLAG-FBW7、HA-MYC或MT-NOTCH,以验证转染构建物的表达。所有转染中都包含dnCul1,以阻止FBW7介导的蛋白酶体降解。(B) T-ALL相关FBW7突变体无法介导MYC降解。如图所示转染293a细胞。如图所示,对整个细胞裂解物进行SDS-PAGE和HA-MYC或FLAG-FBW7免疫印迹。(C) 肿瘤衍生FBW7突变体主要通过WT-FBW7抑制MYC周转。用恒定量的HA-MYC转染293a细胞,增加FLAG-FBW7-γ或恒定量(500 ng)的FLAG-FBW-γ和增加量的FLAG-FBW7--γ-R465H(1–5μg)的组合。突变体与WT FBW7表达的比率显示在7–9号通道上方。HA-cdk2不影响FBW7对MYC的转换,被纳入转染对照。如图所示,对全细胞裂解物进行SDS-PAGE和HA-MYC、HA-cdk2或FLAG-FBW7免疫印迹。

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引用人

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