TNF-α和TNF-β阻断对自身免疫中T细胞功能的影响
越来越多的证据表明，在患者和实验动物中阻断TNF的作用会增加某些（但不是所有）T细胞依赖性自身免疫性疾病的疾病活动和严重程度。表中列出了阻断TNF作用导致原有自身免疫疾病恶化或延长，或出现新的自身免疫症状的疾病.
表1
| 疾病 | 干预 | 结果 | 机制 | 工具书类 |
|---|
| 1 | 多发性硬化 | 抗TNF、可溶性TNFR | 中枢神经系统损伤和疾病活动增加 | ? T细胞激活 | [1，2] |
| 2 | 实验性变态反应性脑脊髓炎 | EAE TNF-α无突变加重 | T细胞反应性的常规回归失败；延长 | ? T细胞激活 | [三] |
| 3a、。 | （NZB×NZW）F1小鼠中的小鼠“狼疮” | TNF给药（成人） | 发病延迟3-4个月 | ? 抑制T细胞活化 | [4] |
| 3b、。 | （NZB×NZW）F1小鼠中的小鼠“狼疮” | 抗-TNF给药（成人） | 发病较早，病情加重 | ? T细胞激活 | [5] |
| 3c中。 | （NZB×NZW）F1小鼠中的小鼠“狼疮” | 杂合TNF缺失突变 | 发病较早，病情加重 | ? T细胞激活 | [6] |
| 3d。 | （NZB×NZW）F1小鼠中的小鼠“狼疮” | 抗IL-10给药（成人） | 发病延迟，严重程度降低 | 内源性TNF增加，导致T细胞活化降低 | [5] |
| 4a、。 | NOD小鼠的1型糖尿病 | 成年小鼠TNF i.p | 糖尿病发病延迟，发病率降低 | ? 抑制T细胞活化 | [7] |
| 4b、。 | NOD小鼠的1型糖尿病 | 成年小鼠中的抗-TNF | 可变，发病较早，发病率增加 | ? T细胞激活 | [8] |
诸如多发性硬化症、实验性变态反应性脑脊髓炎和1型糖尿病（T1DM）等疾病都是T细胞介导和T细胞依赖性疾病。（NZB×NZW）F1株中的小鼠“狼疮”是抗体介导的，但明显依赖于T细胞产生致病性IgG自身抗体。表中所示的调查结果至少有两项独立的研究证实了所有病例，在大多数病例中，也有几项研究证实了这一点。在列出的一种或多种疾病中，这些结果的许多可能机制被排除在外。这些排除的机制包括CD4的改变+/CD8（CD8）+比率、Th1/Th2比率的变化、Fas和Fas配体表达水平的变化以及对IL-12、IL-4表达水平的影响等[8，9].
一些证据表明，TNF水平与T细胞反应性和TCR信号转导负相关[4，8-14]. 这些研究记录了正常T细胞和TCR转基因T细胞长期暴露于TNF后，T细胞增殖、细胞因子生成和钙通量降低在体外和体内研究。最近，Cope和同事们[15]在培养的T细胞杂交瘤中，CD3zeta p21、p23和ZAP 70的磷酸化水平降低在体外在TNF-α无毒水平的情况下。
在我们自己的实验室（Munson等我们与Arthur Weiss博士的实验室合作，发现Jurkat T细胞长期暴露于无毒水平的TNF中5天，导致TCR介导的NF-κB核活化减少90%（如编码与荧光素酶基因偶联的NF-kb B结合位点的报告构建物所检测到的）TCR刺激后。这些结果表明，TNF阻断对许多自身免疫性疾病的免疫刺激作用（表)可能是由于T细胞从内源性TNF-α介导的抑制中释放出来。如果是这样，这意味着慢性TNF-α暴露以某种方式下调TCR介导的信号转导。
由于TNF具有这种多向性效应，并且肿瘤坏死因子受体1（55 kb）（TNFR1）和肿瘤坏死因子接收器2（75 kb.
TNF阻断具有治疗作用的疾病
表中列出了阻断TNF作用被证明具有治疗作用的疾病三种疾病（RA、克罗恩病和牛皮癣）形成了一个有趣的组，与TNF阻断导致病情恶化的疾病形成了鲜明对比（表). 许多人认为RA是T细胞介导的疾病，但与TNF阻断导致病情恶化的疾病不同（表)，抗肿瘤坏死因子治疗导致症状显著减轻，在某些情况下几乎完全缓解，尽管该病在停止抗肿瘤坏死素治疗后相对迅速复发。
表2
| 疾病 | 干预 | 结果 | 机制 | 参考 |
|---|
| 第1a条。 | 类风湿关节炎 | 抗TNF、可溶性TNFR | 65%的患者疾病活动显著减少 | 阻断TNF诱导的炎症反应（巨噬细胞活化降低） | [16] |
| 1b、。 | 类风湿关节炎 | 抗TNF、可溶性TNFR | 多达15%的患者产生α-dsDNA抗体。0.2%出现轻度SLE | ? T细胞激活 | [16] |
| 1c中。 | 类风湿关节炎 | 抗TNF、可溶性TNFR | 少数患者出现中枢神经系统症状，提示MS | ? T细胞激活 | [17] |
| 2 | 克罗恩病 | 抗TNF、可溶性TNFR | 高达80%的患者疾病活动显著减少 | ? 单核细胞/巨噬细胞活性降低 | [18] |
| 三。 | 银屑病 | 制剂 | 显著清除皮肤损伤，减少相关关节炎 | 阻断TNF诱导的炎症 | [19] |
关于克罗恩病和牛皮癣的发病机制，人们知之甚少或猜测甚少。关于克罗恩病，最近的证据表明，主要的诱发遗传因素之一是NOD 2基因的一系列突变，NOD 2是NF-κB的调节器，是炎症相关基因的主要调节器[20，21]. 这些基因在单核细胞和巨噬细胞中表达，被认为是先天免疫反应的一部分。RA中巨噬细胞产生的细胞因子（IL-1、TNF-α和IL-6）的显著性以及单核细胞中表达的基因的显著性和先天免疫系统中的活性表明，那些TNF阻断具有治疗作用的疾病可能主要是巨噬细胞和单核细胞过度产生TNF和相关细胞因子的结果。这可能最初由活化的T细胞触发，但炎症的主要介质是巨噬细胞而不是T细胞。
抗肿瘤坏死因子治疗对RA的一些副作用（抗dsDNA抗体的发展、显性系统性红斑狼疮的发展以及提示多发性硬化的中枢神经系统损害[表])表中所列疾病的已知表现其中，对TNF行动的封锁导致病情恶化。
新生儿给予TNF和抗TNF对NOD小鼠T1DM的影响
表介绍了新生儿给新生NOD小鼠服用无毒剂量的TNF-α的效果，这导致糖尿病的发病率显著增加，发病早得多。此外，在出生后的前21天，以20克/克体重开始，每隔一天增加到100克的剂量给予抗TNF，会导致糖尿病和几乎所有胰岛细胞自身免疫迹象的完全和长期（1年）消失[10]. 最近的证据表明，在新生期接受TNF治疗的NOD小鼠的CD4水平已经很低，但进一步急剧下降+CD25型+调节性T细胞。相反，新生儿期抗肿瘤坏死因子治疗导致增加在这些CD4中+CD25型+调节性T细胞。初步研究表明CD4的增加+CD25型+仅T细胞就足以解释T1DM的完全预防，因为定期将少量T细胞转移到年轻的NOD小鼠会阻止T1DM的发展。
表3
新生儿肿瘤坏死因子（TNF）和抗TNF治疗对1型糖尿病（T1DM）模型的影响
| 模型 | 干预 | 结果 | 机制 | 工具书类 |
|---|
| 1a、。 | NOD小鼠的T1DM | TNF，1-2μg，腹腔注射，每日一次，自出生起21天 | 糖尿病发病率增加和发病提前 | ? CD4进一步下降+CD25型+调节性T细胞 | [9，10]（A Wu和HO McDevitt，未发表的意见） |
| | | ? 胸腺减少 | | |
| | | T细胞阴性选择 | | |
| 1b、。 | NOD小鼠的T1DM | 抗-TNF，20–100μg i.p.，每天一次，从出生起21天 | 完全、长时间（1年）无糖尿病和胰岛细胞自身免疫 | CD4显著增加+CD25型+调节性T细胞 | [9，10]（A Wu和HO McDevitt，未发表的意见） |
| | | ? 胸腺增加 | | |
| | | T细胞阴性选择 | | |
| 2 | 表达RIP-TNF的C57BL/6小鼠的T1DM | TNF在β细胞中过度表达 | 严重胰岛炎，但从未发生糖尿病（除非引入转基因RIP-B7.1） | RIP-TNF似乎诱导了胰岛反应性T细胞的Th2移位 | [11，12] |
虽然这种对调节性T细胞的影响可能是新生儿TNF和抗TNF对T1DM影响的主要解释，但还有另一种可能性。这是假设的[9]通过降低TCR信号传导，新生儿TNF暴露导致胸腺T细胞阴性选择减少，特别是自身反应性T细胞。相应地，新生儿暴露于抗肿瘤坏死因子，通过TCR增加信号，可能导致胸腺T细胞对自身反应性T细胞的阴性选择增加，从而预防糖尿病。
T1DM的第二个模型如表所示是通过引入编码与TNF-α编码序列耦合的大鼠胰岛素启动子的转基因在C57BL/6小鼠中诱导的。由于β-胰岛细胞中TNF的过度表达，这些小鼠出现早期严重的胰岛炎。然而，尽管存在这种严重的持续性胰岛炎，这些转基因动物从未发展成糖尿病，只有在引入第二个转基因大鼠胰岛素启动子-B7.1后才能诱导其发展成糖尿病[11，12].
对该模型的分析表明，通过TNF-α的局部表达吸引到胰岛的巨噬细胞和树突状细胞数量增加。尽管如此，这些小鼠胰岛中的T细胞似乎对胰岛细胞自身抗原“耐受”，并且T细胞在β-胰岛细胞反应性T细胞群中经历了Th2转移。虽然该模型与野生型NOD小鼠的模型不同，但值得注意的是，这些动物严重的持续胰岛炎不会导致胰岛细胞破坏，但确实会导致T细胞耐受；可能是由于T细胞功能的某种下调或改变，其作用类似于表（第3a部分）。
潜在机制
在阻断TNF作用可能增加或激活自身免疫的潜在机制中（表)TNF水平通过TCR对信号转导的反向影响和/或TNF水平对TNFR2介导的外周T细胞凋亡的直接影响最为显著（表).
表4
| 干预 | 潜在机制 |
|---|
| 1.成人TNF治疗（延缓B/WF1小鼠的1型糖尿病，防止β细胞破坏，并延缓肾小球肾炎） | 1.通过TNFR1介导的TCR信号转导和效应T细胞功能降低
2.TNFR2介导的T细胞凋亡增加
3.对CD4的影响很小+CD25型+成年小鼠调节性T细胞 |
| 2.成人抗肿瘤坏死因子治疗（不同程度地加速1型糖尿病，增加B/W F1肾炎，增加晚期EAE） | 1.通过TNFR1增加TCR信号转导和效应T细胞功能
2.通过TNFR2减少T细胞凋亡
3.对CD4的影响很小+CD25型+抗肿瘤坏死因子调节T细胞数量 |
| 3.新生儿TNF治疗（增加糖尿病发病率并加速NOD小鼠发病） | 1.进一步降低CD4+CD25型+调节性T细胞，可能通过TNFR2介导的T细胞凋亡
2.巨噬细胞和树突状细胞可能活化，增加胰岛炎
3.通过TNFR1减少TCR信号转导，使潜在的自身反应性T细胞逃避阴性选择，迁移到外围并导致糖尿病 |
| 4.新生儿抗肿瘤坏死因子治疗（完全预防NOD小鼠的1型糖尿病） | 1.显著增加CD4+CD25型+调节性T细胞，可能通过阻断TNFR2介导的T细胞凋亡
2.可能减少巨噬细胞和树突状细胞的活化，从而使调节性T细胞有效发挥作用
3.可能增加TCR信号转导，使胸腺和/或外周的自身反应性T细胞被负选择 |
这两个突出的潜在机制中的第一个机制有几个原因。首先，很难想象TNF阻断如何激活巨噬细胞功能、抗原提呈或TNF-α的任何其他炎症功能。其次，几条证据线（见上文）表明在体外或体内暴露于TNF能够降低T细胞的反应，如T细胞增殖、细胞因子产生和钙通量所测。第三，科普和同事的初步研究[15]和Munson等（手稿正在准备中）已经表明，长期接触TNF能够减少TCR信号通路中几个近端蛋白的激活，也能够减少TCR-介导的NF-κB的激活。后者的作用很重要，因为TNF通过TNF受体信号通路的一个臂发出信号和TCR发出信号都可以导致NF-κB的激活。
还必须考虑TNF通过TNFR2增加T细胞程序性死亡的可能性，因为这两种机制都可能起作用。TNFR1的功能具有良好的特征，包括通过caspase-8途径诱导程序性细胞死亡，以及主要通过NF-κB的激活激活参与炎症反应的大量分子。TNFR2的功能特征不太明确。
对R1、R2或双受体缺乏小鼠的研究表明，TNFR1负责许多宿主防御和炎症反应[22]. TNFR2缺乏小鼠对内毒素的反应显著增加了血清TNF水平，并且在几种炎症模型中显示炎症加剧[22]. 这表明TNFR2的主要作用是抑制或调节TNF介导的炎症反应。TNFR1受体是可溶性TNF的高亲和力受体[23]，但在T细胞和腹腔渗出巨噬细胞上表达水平低得多[22]. 这种表达水平的差异使得对受体缺乏小鼠表型的评估变得复杂。因此，在TNFR2缺乏的小鼠中，实验性变态反应性脑脊髓炎是一种严重得多的急性疾病[24]. 尚不清楚这是由于TNFR2缺乏下调作用还是由于缺乏R2受体导致炎症反应中释放的TNF水平增加所致[25-31].
TNF和TCR信号通路
关于肿瘤坏死因子通过TCR对信号转导的特异性影响，应该注意到，Cope及其同事报告称，T细胞杂交瘤长期接触肿瘤坏死因子会导致CD3zeta p21和23以及ZAP 70的活化下调[15]. 目前尚不清楚TNF暴露如何导致这些近端TCR信号转导蛋白的激活减少。然而，活性降低会导致PLC-γ和PKC的活性降低，以及CD28到NF-κB的激活途径相应减少。
如前所述，蒙森等（手稿正在准备中）在Jurkat T细胞中显示，长期暴露于低水平TNF-α会导致TCR诱导的NF-κB活化在5天的孵育期后显著降低。TNF暴露可通过这两种途径导致NF-κB活化减少。预计这将导致T细胞活化和T细胞反应减少。相反，暴露于抗肿瘤坏死因子和阻断所有内源性肿瘤坏死因子应能阻止正常内源性TNF对NF-κB活化的影响。在后两次观察中[15]（曼森等.，手稿正在编写中），长期接触TNF影响的途径和信号蛋白尚不清楚，并且由于这两种信号途径的复杂性，很难识别。
细胞受体信号通路之间的实际和潜在相互作用（受体串扰）：TNF-α和胰岛素受体之间的相互作用
胰岛素抵抗是一种重要的代谢异常，通常与压力、感染、癌症和肥胖有关，在非胰岛素依赖型糖尿病中尤为突出。在前三种情况下，经常观察到TNF-α的生成增加。
在肥胖中，已经观察到脂肪细胞产生低水平的TNF-α，这会增加肥胖[32]. 1994年，Spiegelman及其同事发现TNF-α抑制胰岛素受体的信号传导[33]这与胰岛素受体酪氨酸激酶活性降低有关[34]. 随后，Spiegelman的小组表明，通过胰岛素受体的这种信号减少是由于胰岛素受体底物-1（IRS-1）丝氨酸磷酸化的诱导。丝氨酸磷酸化将IRS-1转化为胰岛素受体酪氨酸激酶活性抑制剂[35]. （1997年，Hotamisligil及其同事也证明TNF通过增加脂肪细胞中瘦素的释放而导致肥胖[36].)
今年早些时候，White及其同事证实了TNF对胰岛素受体信号传导的影响[37]显示TNF-α、胰岛素和胰岛素生长因子-1均作用于丝氨酸307上的丝氨酸磷酸化IRS-1。TNF-α对IRS-1的丝氨酸307磷酸化需要MEK的作用（也在TNF信号通路中激活），而胰岛素和胰岛素生长因子-1对丝氨酸306磷酸化需要JNK-1与IRS-1结合，以及磷脂酰肌醇3-激酶的激活。
这是一个很好的接收器串扰示例。胰岛素、胰岛素生长因子-1和TNF-α均刺激IRS-1上丝氨酸307的抑制性磷酸化，但这是通过使用不同的激酶途径实现的，均与IRS-1和丝氨酸307。类似类型的相互作用可能解释许多其他受体串话现象，可能包括TNF通过TCR下调信号的作用。
TNF和IL-10之间的相互作用
如石田所述等. [5]，对成年（3-4个月大）（NZB×NZW）F1雌性小鼠（预计会消除IL-10的抑制作用并导致疾病加重）长期给予抗IL-10，这矛盾地导致肾小球肾炎发病延迟。这种自相矛盾的结果几乎完全是由于IL-10未能下调巨噬细胞和T细胞的TNF-α生成，因为同时给予抗TNF和抗IL-10对该模型中的疾病没有影响。因此，内源性TNF（与IL-10无关）发挥了与这些小鼠注射TNF相同的延缓和预防作用[4，5]. （在这些小鼠中，单用抗-TNF药物就导致致命性肾炎发病更早[5].)
从已经引用的观察结果中可以清楚地看出[4，5]TNF-α、IFN-γ和其他炎症细胞因子与IL-10有密切的相互关系[38]. 这是受体串扰的另一个例子，在本例中为“交叉抑制”。当这种抑制被释放时，巨噬细胞就能够增加其产生的炎症细胞因子，如TNF。
TNF和TCR之间的互动
发展证据[9，15]（曼森等.，手稿正在准备中）表明，长期接触TNF会下调TNF和TCR信号通路的成分。这一证据表明，TNF在NF-κB表达水平（通过TNF和TCR激活的最远端部分）和TCR CD3成分激活的最近端位点都有作用。
TNF-α对Jurkat TCR激活的影响
Jurkat T细胞在存在或不存在人重组TNF（10 ng/ml）的情况下培养1-6天。然后用各种转录因子结合位点游离酶报告体转染细胞，培养过夜，用佛波醇12-肉豆蔻酸13-醋酸盐和离子霉素或单独使用抗CD3或在没有TNF的情况下与抗CD28结合进行洗涤和刺激。细胞与编码截短CD25分子的质粒共转染，该分子可用于通过抗CD25染色和进行FACS分析使转染效率正常化。
在用佛波醇12-肉豆蔻酸13-醋酸盐和离子霉素刺激后，TNF治疗3-5天，导致与I类NF-κB结合位点-核糖核酸酶报告子构建物的NFκB-结合减少86%，在转染效率正常化后，用抗CD3+抗CD28刺激后，导致NF-κ的B结合减少83%。同样，TNF治疗导致AP-1与AP-1荧光素酶报告子结合的类似减少，以及双NF-AT-AP-1复合报告子荧光素素酶生成的减少。磷球在磷酸化方面几乎没有差异。
前面章节引用的研究结果表明，TNF-α暴露会影响TCR信号转导通路的近端和远端。为了调查TNF和TCR信号通路成分的表达变化（上调或下调），目前正在进行的实验将利用基因表达谱作为评估慢性TNF-α暴露对TCR信号转导的影响的第一步。这些实验将利用Alizadeh最初使用的“淋巴芯片”等[39]以分析在各种刺激条件下大B细胞淋巴瘤以及最近在Jurkat T细胞中的基因表达。这些实验目前正在进行中，应该可以更全面地评估这两种受体信号通路中基因表达的变化。对TNF暴露如何间接调节TCR信号转导的准确理解可能会导致开发补偿TNF阻断对那些自身免疫性疾病的影响的方法，而这是一种合适的治疗措施。
LTα/β和LTβ受体在自身免疫中的作用
通过注射将LTα/β的可溶性胞外结构域偶联到IgG的Fc片段作为融合蛋白（LTβR-Fc）给NOD小鼠[40]或通过从巨细胞病毒（CMV）启动子转录的转基因表达[41]，预防NOD小鼠的T1DM。这种预防的机制以及这些干预措施可能产生的不良副作用目前尚不清楚。LTβ受体阻滞剂的作用有三种主要的非排他性机制。
第一种机制是阻止MAdCAM-1的表达，导致有缺陷的T细胞、B细胞和树突状细胞归巢并定位于外周淋巴器官。二是LTαβ/LTβ受体、B淋巴细胞趋化剂（BLC）和BLR-1（以及SLC和ELC）之间的正反馈回路中断，导致T细胞、B细胞和树突状细胞在脾脏和淋巴结内定位不当，从而导致T细胞，B细胞，和抗原呈递细胞（APC）相互作用[40，41]. 最后，由于可溶性LTβ受体结合LTα/β和LIGHT（其同源受体是疱疹病毒进入介质[HVEM]），因此可溶性LTβR-Fc的免疫调节作用可能通过阻断LIGHT、LTα/？和LTβ受体之间的相互作用来介导。
有大量证据（在[42-44])描述了LTα/β和LTβ受体在免疫系统发育中的关键作用。这种配体-受体对，以及TNF-α超家族中的其他几个配体-接收器对，以及许多转录因子、趋化因子和趋化因子受体都被证明是淋巴结正常生成所必需的[42-50]. 其中许多基因产物在淋巴结形成的最早期阶段以及该过程的后期阶段起作用。这些影响超出了本讨论的范围，本讨论将重点讨论缺乏LTβ受体对免疫系统功能的影响，主要是在自身免疫中。
通过LTβ受体阻断单克隆抗体或可溶性LTβR-Fc融合蛋白抑制成年小鼠的LTαβ信号传导，在接受该治疗的小鼠中诱导显著变化[40，41，51-54]. 在脾脏中，离散的B细胞滤泡显著减少或缺失，滤泡树突状细胞（FDC）簇缺失，边缘区出现根本性变化，边缘区巨噬细胞上没有MOMA-1（边缘亲金属巨噬细胞的标记物）染色，ER-TR9染色减少。此外，治疗组小鼠边缘区MAdCAM-1的正常染色缺失。脾白髓中B细胞区和T细胞区之间的正常边界被破坏，边缘区白髓外侧正常可见的ER-TR7+网状成纤维细胞群缺失。此外，用羊红细胞免疫后，这些小鼠没有形成生发中心[55].
单次注射LTβR-Fc足以消除1周后MAdCAM-1的表达[40]. 之前提到的其他一些变化需要多次注射融合蛋白。多次注射LTβR-Fc融合蛋白导致绵羊红细胞特异性IgG1、IgG2a和IgM反应水平逐渐降低[40].
在CMV启动子控制下表达转基因LTβR-Fc融合蛋白的BALB/c小鼠中，也可以看到脾脏结构、B细胞和T细胞区异常以及MAdCAM-1染色缺失的类似变化[55]. 在这个转基因模型中，CMV启动子直到出生后第2-3天才被激活，此时淋巴结的发育和数量已经发生[55].
LTβ受体有两个配体，LTα/β和LIGHT，TNF超家族的另一个成员。LIGHT与第二个受体HVEM的结合起到协同刺激配体-受体对的作用，可以促进T细胞增殖和IFNγ的产生。直到最近，还没有任何试剂可以有效阻止LIGHT活性体内然而，最近的一份出版物[56]利用可溶性HVEM-Fc受体分子来阻断LIGHT的作用体内这些研究表明，HVEM-Fc能够下调T细胞对伴刀豆球蛋白A和抗CD3刺激的反应。此外，在5周龄至6周龄NOD小鼠中多次注射HVEM-Fc（每次注射100克）能够将NOD受体中T1DM的发生率从25周时的80%降低到25%。因此，很明显，可溶性LTβR-Fc的作用至少部分是由于阻断了LIGHT与HVEM的相互作用。
这项最新研究的初步结果[56]未显示脾脏和淋巴结中可溶性LTβR-Fc所见的广泛形态学变化。显然，还需要进行进一步的研究，但LTβR-Fc对脾脏和淋巴结形态、边缘区缺失以及MOMA-1和MadCAM-1抗体染色的影响似乎表明，通过LTβ受体阻断的作用可能涉及LTα/β、LIGHT和MadCAM-1。初步结果表明，LTβR-Fc在预防糖尿病方面比HVEM-Fc更有效。
过去4年的几项研究[13-15]（曼森等）揭示了LTαβ/LTβ受体对自然杀伤细胞、树突状APC和FDC的发育至关重要。树突状细胞浸润淋巴结需要膜淋巴毒素，而成熟的FDC网络需要基质细胞表达LTβ受体，B细胞表达LTαβ和TNF。FDC的发育依赖于B细胞的TNF信号和LTβ受体信号（Munson等.，手稿正在准备中）。
梅比乌斯等. [57]表明，在胎儿淋巴结发育过程中，淋巴结毛细血管后高内皮微静脉表达MAdCAM-1。这允许早期淋巴前体细胞4β7+，CD45+，CD4+和CD3-进入淋巴结原基。这些细胞还表达表面LTβ和趋化因子受体BLR-1（CXCR5），并能够成为自然杀伤细胞、树突状APC和滤泡细胞[58-60]. 最近，LTαβ/LTβ受体信号传导所通过的介质吸引B细胞、树突状APC和FDC到淋巴结滤泡的形成已被阐明[61-63]. 从这些研究中得出的图片可以简要总结如下。
膜结合LTβ（由CD45产生+，CD4+，CD3-淋巴前体；参见上文）[57，61-63]与基质细胞上的LTβ受体结合，导致BLC（CCL13）的释放。通过与B细胞上的受体（BLR-1，CXCR5）结合，BCL将B细胞吸引到淋巴结和脾脏中BLC生成量最大的区域。BLC与其受体结合导致B细胞活化和LTαβ表达增加，进而导致BLC表达进一步增加，从而建立正反馈回路。BLC通过诱导膜结合LTαβ的上调，促进FDC的进一步发育。同时，通过与受体结合，LTαβ还刺激SLC（6C-kine）的诱导，SLC是一种弱B细胞趋化剂和强T细胞趋化物。SLC在紧邻B细胞区的区域中表达，形成正常淋巴结和脾脏中的T细胞富集区。
LTαβ与LTβ受体的结合也促进了淋巴组织中毛细血管后高内皮微静脉PNAd、MAdCAM-1和V-CAM的表达。内皮细胞和基质细胞在LTαβ/LTβ受体的驱动下表达SLC，也导致基质细胞表达ELC。ELC是一种强大的T细胞化学引诱剂，SLC和ELC的联合作用都与T细胞上的CCR7结合，导致正常淋巴组织中T细胞和B细胞区的明确分离。SLC和ELC也与腺干细胞前体上的CCR7结合，从而将这些细胞吸引到正在发育的淋巴结构中。
由LTαβ与LTβ受体结合（以及TNF-α与其受体结合）触发的趋化因子，从而建立淋巴结和脾脏的正常微结构。
从目前的结果来看，LTβR-Fc融合蛋白对LTβ受体的阻断将产生多重效应。其中包括LTαβ和BLC的B细胞生成减少，PNAd、MAdCAM-1和VCAM-1的表达减少，SLC减少，T细胞区基质细胞的ELC生成减少。这些效应解释了LTβ受体缺陷和LTβ缺陷小鼠以及表达LTβR-Fc融合蛋白的小鼠的许多表现：脾脏边缘区丢失；脾白髓和淋巴结中正常T细胞/B细胞区分离的部分混合和破坏；MAdCAM-1表达的降低；初级卵泡和FDC簇的减少或缺失；以及T细胞-B-细胞-APC相互作用的减少，导致特异性抗体反应的同种型转换缺陷[40，41].
LTβR-Fc对NOD小鼠T1DM发育的影响
在12周龄的NOD小鼠中注射相对大剂量的LTβR-Fc，此时未经治疗的同窝鼠已形成胰岛炎，导致胰岛炎几乎完全逆转，并且在30周龄之前不能发展为糖尿病[40]. 在CMV启动子的控制下，LTβR-Fc的表达可在融合蛋白表达大于2 g/ml血清期间预防NOD小鼠的糖尿病[41]. 然而，当转基因融合蛋白的表达降低到这个临界水平以下时，小鼠在大约40-50周龄时开始发展为糖尿病，在1年结束时发病率为40%。
这两项发现都表明，阻断LTαβ/LTβ受体配体受体系统能够下调糖尿病进程并阻止T1DM的发展。此外，第二项研究[41]研究表明，一旦转基因融合蛋白的水平降至临界水平以下，免疫系统就完全能够重新启动糖尿病进程，从而导致显性临床糖尿病。
值得注意的是，在NOD LTβR-Fc小鼠中，胰岛炎几乎没有减少；转基因阳性和转基因阴性同胞胰岛内淋巴细胞浸润的大小和胰岛炎的发生率无法区分。这一结果表明，在这种类型的治疗下，淋巴细胞迁移到炎症区域的能力没有受到损害，但产生足以导致胰岛细胞破坏的糖尿病性T细胞反应的能力受到损害，可能是由于对正常T细胞-B细胞和T细胞-APC相互作用的干扰。
因此，可以设想LTβR-Fc效应的两种主要机制来解释观察到的效应。首先，干扰LTαβ与其受体的结合可能会降低粘连蛋白和整合素的表达，从而预防胰岛炎和糖尿病。该实验室的早期研究[64]已经证明注射α4幼年NOD小鼠中的整合素能够预防这些动物的糖尿病发展。因此，对α的干扰4β7和α4β1与各自的受体结合可以防止糖尿病的发展。然而，在表达LTβR-Fc融合蛋白的小鼠中发现胰岛炎持续存在，这表明这些淋巴细胞能够进入炎症区域。
糖尿病预防的第二种可能机制可能涉及LTαβ/LTβ受体阻滞剂在干扰T细胞和B细胞区正常分离、正常树突状细胞定位以及T细胞与B细胞和APC的错误相互作用中的作用[65]. 在后一种情况下（即在LTβR-Fc转基因小鼠中），对该配体-受体系统的干扰程度可能小于注射非常高剂量的融合蛋白所诱导的干扰程度，如果融合蛋白的剂量不严重干扰对环境抗原的正常免疫反应的发展，则可能预防糖尿病的发生。
LTα/β或LTβ无效突变导致LTβ缺乏，不仅在NOD小鼠中阻止自身免疫[40，41]也适用于实验性变态反应性脑脊髓炎和实验性小鼠结肠炎模型[66，67]. 近完全LTαβ阻断（如[40])可能会增加感染的敏感性。相反，较小程度的封锁（如[41])（以持续的胰岛炎为标志）可能导致在较短的时间内预防糖尿病的发生，需要反复给药，尽管其免疫抑制副作用不太严重。
可溶性LTβ受体转基因表达对NOD小鼠糖尿病的影响
通过将F9 LTβR-Fc转基因小鼠的种群扩大到40-50只雌性小鼠，以及非转基因同窝小鼠，对其进行糖尿病发病跟踪研究。本实验在两个不同的创始株系中进行：一个表达高水平（0.8–30 g/ml）的转基因蛋白（1610株系），另一个表达低水平（0.38–1.1 g/ml）转基因蛋白（201株系）。201株系的糖尿病发病率几乎与非转基因同胞相同（尽管稍有延迟）。然而，1610品系的雌性小鼠在30周龄时没有患糖尿病，但26只雌性小鼠中有一只除外。通过组织学和免疫组织化学对这些动物进行的检查表明，在第6周和第12周，1610株系小鼠的脾脏、淋巴结和派尔氏结出现了类似的解剖异常，正如之前所述的原始LTβR-Fc转基因小鼠所发现的那样。
在1610 NOD系中（与BALB/c小鼠的结果不同），LTβR-Fc蛋白在胚胎第16.5天开始以相对较高的水平表达，到新生儿第7天达到2-30 g转基因蛋白/ml血清。然而，在接下来的10-12周内，融合蛋白的浓度在10周龄时降至平均3 g/ml，在20周龄时降至低于2 g/ml[41]. 这是一个不寻常的结果，因为CMV启动子的转录通常会在许多组织的一生中发生。在LTβR-Fc BALB/c小鼠中，直到40-50周龄，LTβR-F c的水平保持不变。
从35-40周龄开始，雌性NOD 1610小鼠出乎意料地开始出现糖尿病，以至于到65周时，其中近50%的小鼠出现糖尿病。因此，一旦LTβR-Fc蛋白水平降至1-2 g/ml或更低，糖尿病过程就能够恢复。这一恢复导致了T1DM的发生，尽管是在非转基因同卵雌鼠出生后的15-30周。
对这些12周龄和17-19周龄小鼠的组织学分析表明，它们的胰岛炎程度与对照组同窝小鼠几乎相同（与Fu及其同事描述的结果不同[40]). 4周龄至12周龄小鼠脾脏的解剖异常在30周龄时显著减少，但边缘区的重新发育除外。在20周和30周时，边缘区的结构以及MAdCAM-1和MOMA-1的表达仍然缺失。
因此，可溶性LTβR-Fc融合蛋白可预防NOD小鼠的T1DM，同时其水平保持在临界阈值以上。有趣的是，在融合蛋白表达下降后，糖尿病过程会自发重启，并导致50%的小鼠出现显性糖尿病，延迟30周（大致相当于高水平融合蛋白表达的时间段）[41].
这项研究的结果具有重要意义，因为它们表明相对低水平的LTβR-Fc融合蛋白能够诱导遗传易感NOD小鼠的LTβ受体阻断和预防糖尿病过程。此外，从本研究中可以清楚地看出，可溶性LTβ受体的表达不会诱导免疫反应的永久性抑制。当然，这增加了一种可能性，即以仔细确定的时间和剂量给予LTβR-Fc融合蛋白，可以防止T1DM的发展，而不会显著抑制对外来抗原的免疫反应。
