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.2003年3月3日;22(5):1134-46.
doi:10.1093/emboj/cdg117。

HLF/HIF-2alpha是与促红细胞生成素相关的早产儿视网膜病变的关键因素

附属公司

HLF/HIF-2alpha是与促红细胞生成素相关的早产儿视网膜病变的关键因素

森田正信等。 浮雕J. .

摘要

HLF(HIF-1alpha-like factor)/HIF-2alpha基因敲除小鼠具有胚胎致死性,阻止了对成年小鼠HLF功能的研究。为了研究HLF在成人病理性血管生成中的作用,我们通过在HLF基因的外显子1中插入夹在两个loxP序列之间的新霉素基因来产生HLF敲除(HLF(kd/kd))小鼠。野生型HLF mRNA表达减少80-20%(取决于组织)的HLF(kd/kd)小鼠具有生育能力,明显正常。作为早产儿视网膜病变(ROP)小鼠模型的高氧-常氧治疗在野生型小鼠中诱导了新生血管,但在HLF(kd/kd)小鼠中没有诱导新生血管,而高氧治疗后长时间的常氧导致HLF(kd/kd)小鼠的视网膜神经层退化,原因是血管化不良。在HLF(kd/kd)小鼠中,Cre介导的插入基因的去除恢复了HLF的正常表达和视网膜新生血管。各种血管生成因子的表达水平表明,只有促红细胞生成素(Epo)基因的表达与HLF的表达同时受到显著影响。结合HLF(kd/kd)小鼠腹腔注射Epo的结果,这表明Epo是HLF导致实验性ROP的靶基因之一。

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数字

无
图1。小鼠突变HLF公司基因。靶向载体轮廓和第一外显子周围的限制性图谱(封闭框)(A类). 箭头表示用于区分野生型的引物的位置HLF公司来自突变体的基因。MC-1-NEO(开盒)表示新霉素耐药性(近地天体)受MC-1启动子和TK控制的基因是受单纯疱疹病毒启动子控制的胸苷激酶基因。这个近地天体将夹在loxP序列之间的基因插入外显子1不是我的网站。重组ES细胞DNA的DNA印迹分析(B类)或老鼠尾巴(C类). 基因组DNA被消化速度我或生态RI,分别与5′或3′外探针杂交。基因分型HLF公司来自后代的基因座(D类). 用杂合子交配后代的基因组DNA进行PCR分析HLF公司克朗鼠标(左侧面板)。获救人员的PCR分析HLF公司液氧基因也显示(右面板)。插入的近地天体通过交配去除了基因HLF公司克朗Cre-转基因小鼠。HLF mRNA表达的RT-PCR分析(E类). RNA是从野生型的眼睛中制备的,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/lox小鼠,并进行RT-PCR分析。进行实时定量PCR(底部),野生型小鼠眼球中HLF mRNA的量指定为1.0。家蚕杂交后代同窝卵的基因分型HLF公司克朗/+杂合子出生后2周(F类).
无
图2。野生型和野生型HLF表达的比较HLF公司千卡/千卡老鼠。HLF的表达水平(A类)和HIF-1α(B类)在正常氧条件下,通过实时定量PCR检测不同器官(脑、肝、肾、心和肺)的mRNA。用抗HLF抗体对大鼠背主动脉、肾上腺和平滑肌进行免疫组织化学染色HLF公司千卡/千卡 (C类E类)和野生型(F类H(H))E18.5小鼠。注意,HLF在HLF公司千卡/千卡每个器官中都有野生型小鼠。条形图表示25µm(F)和100µm(G和H)。DA,背主动脉;CV,主脉;ST,交感干;AG,肾上腺;K、 肾脏。
无
图3。视网膜中HLF和HIF-1α的蛋白表达及免疫组织化学染色。指出了实验的时间进程(A类). 75%O后立即取样2处理(P12–0小时)以及从75%O转换后的2和12小时(P12-12小时)2至正常空气。在适当的时间点(0、2和12 h)获得全细胞提取物,并进行SDS-PAGE检测HLF和HIF-1α的表达(B类). 用肌动蛋白抗体检测HLF和HIF-1α蛋白的表达,并将P12–0 h野生型小鼠中HLF和HIF-1α的表达指定为1.0(C类). 野生型(+/+)(D、E、H和I)和HLF公司千卡/千卡小鼠(F、G、J和K)在P12–0小时或P12–12小时与抗HLF孵育(D类G公司)和抗HIF-1α抗体(H(H)K(K))和可视化,如材料和方法中所述。神经节细胞层;ONL,外核层;INL,内核层。
无
图4。在ROP模型中治疗的不同HLF基因型小鼠视网膜新生血管。野生型(+/+)冷冻视网膜切片,HLF公司千卡/千卡(kd/kd)和Cre重组表达HLF公司千卡/千卡小鼠(lox/lox)在从高氧转变为正常氧后立即用PAS染色(P12–0 h)(A类C类). 视网膜HLF公司+/+,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/lox小鼠在P17用苏木精染色(D类F类). 箭头表示视网膜表面(D和F)有大量内皮细胞聚集。视网膜HLF公司+/+HLF公司千卡/千卡在小鼠从高氧到常氧(P12–12 h)转换后的P12–0 h和12 h,用抗CD34抗体进行免疫染色(G公司J). 箭头表示GCL中检测到的新生血管芽(G和H)。注意新生血管芽被拉长并渗入INL(I)。条形表示100µm。视网膜新生血管的量化HLF公司+/+,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/loxP17的小鼠(K(K)). 视网膜表面新生血管核的数量HLF公司+/+,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/lox对每只处理过的小鼠进行250个切片的小鼠计数,并对每个切片进行平均*P(P) < 0.01.
无
图5。通过RT-PCR分析血管生成因子的表达。视网膜mRNA的RT-PCR分析HLF公司+/+,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/lox使用HLF、HIF-1α、Epo和两种形式的VEGF的特异性引物对ROP模型小鼠(P12-0小时,P12-12小时)进行研究。PCR分析结果如25所示(A类)和30个循环(B类). G3PDH被用作内部对照。HLF也进行实时定量PCR分析(C类),HIF-1α(D类)、血管内皮生长因子(E类)和Epo(F类)视网膜内HLF公司+/+HLF公司千卡/千卡小鼠置于ROP(C–F)模型中。相对mRNA水平HLF公司+/+P12–0小时的小鼠被指定为1.0。
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图6。抗血管生成因子抗体免疫组织化学染色。冰冻视网膜切片HLF公司+/+(P12–0处的A、D、G和J,P12–12处的B、E、H、K、M、N和O)和HLF公司千卡/千卡在ROP模型中治疗的小鼠(P12-12的C、F、I和L)用抗VEGF抗体进行免疫染色(A类C类),埃博(D类F类),第2层(G公司),Flk-1(JL(左))和EpoR(M(M)O(运行)). 封闭区域(M)的放大插入也显示在(O)中。箭头显示内皮管表达EpoR(M和O)。条形图表示100µm(L)和25µm(m和O)。
无
图7。Epo对视网膜新生血管形成的影响。HLF公司+/+HLF公司千卡/千卡将小鼠保存在ROP模型中,并在给予对照PBS后检查新生血管芽的形成(A类C类)和Epo(B类D类)P12–24小时。显微镜下对CD34阳性新生血管芽进行评分(E类). *P(P) < 0.01. 从高氧到常氧的转变后,野生型(EpoR+/+)小鼠(F类)和EpoR–/–::HG1-EpoR(Tg)小鼠(G公司)在第17页检查。用抗CD34抗体染色后,对渗入INL的新生血管管形成的数量进行计数(H(H)). *P(P) < 0.05.
无
图8。视网膜的结构和功能改变HLF公司千卡/千卡小鼠(P21)在高氧后通过延长常氧治疗。苏木精染色视网膜HLF公司+/+,HLF公司kd/kdHLF公司lox/lox小鼠(P21)在高氧后长期暴露于常氧治疗(A类C类). 视网膜的免疫组织化学染色HLF公司+/+HLF公司千卡/千卡抗波形蛋白抗体小鼠(P21)(D类E类). 注意,INL的损失来自HLF公司千卡/千卡视网膜显示(B)。箭头显示视网膜中新形成的血管(D)。视网膜切片的TUNEL反应HLF公司+/+,HLF公司千卡/千卡HLF公司lox/loxP17的小鼠(F类H(H)). 还提供了封闭区域的放大插页(K(K)). 视网膜切片进行TUNEL反应,然后用核固红进行复染。条形图表示100µm(H)和25µm。的ERGHLF公司+/+HLF公司kd/kdROP模型中P21的小鼠(L(左)). 每个实验组使用三只动物。

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