泛素编辑蛋白A20参与银纳米粒子诱导的CD68上调和TLR4激活对大鼠耳蜗炎症的调控

摘要

背景

随着纳米技术的快速发展和纳米工程材料在日常生活中的日益应用，其潜在的安全问题已成为公共卫生领域的一个严重关注问题。大鼠耳模型已被应用于研究银纳米粒子（AgNPs）对皮肤、粘膜和内耳中类似于神经系统（例如大脑和脊髓）的生物屏障渗透性的影响[1]. 先前的研究表明，AgNPs导致透明质酸在耳蜗中积聚，破坏外耳道皮肤、中耳粘膜和内耳的生物屏障，从而导致进入中耳后听力损失[1–三]. 透明质酸作为一种内源性病原体相关分子模式（PAMP），通过结合透明质酸结合蛋白（hyaladherins）对危险信号作出反应，包括toll样受体2/4（TLR2/4）、CD44、透明质酸介导的运动受体和肿瘤坏死因子-α（TNF-α）刺激的糖蛋白-6[4–7]. 其中，TLR2/4是一类哺乳动物的同源物果蝇属Toll蛋白对先天宿主防御具有重要意义。它们属于模式识别受体（PRR），专门识别和响应种类繁多的PAMP[8]. 此外，TLR4负责感知危险/损伤相关分子模式（DAMP）并赋予免疫刺激活性[9]. TLR的激活启动转录因子（如核因子-κB（NF-κB）和激活蛋白-1）的上调，这些转录因子在产生炎症分子（如白介素-1β（IL-1β）、白介素-6（IL-6）和TNF-α及其受体TNFRs）中起关键作用，趋化因子（例如单核细胞趋化蛋白（MCP））和活性氧/氮物种，导致炎症疾病[10–12].

已经确定了一些参与调节TLR信号衰减的蛋白质，如泛素编辑蛋白A20[13–15]. A20在调节TLR介导的炎症反应中起负效应，其过度表达抑制气道上皮细胞中TLR2和TLR4介导的IL-8合成[16]. A20缺失升高NF-κB调节的炎症细胞因子水平并导致自发性脑炎症[17]. 环指蛋白11（RNF11）是A20的关键成分，被认为是控制NF-κB信号通路的关键负调控因子之一。RNF11通过调控NF-κB信号通路来保护内毒素刺激的小胶质细胞[18]. 单核细胞中RNF11的敲除导致持续的TNF-和脂多糖介导的NF-κB信号激活和上调NF-κ的B相关炎症基因转录[18,19].

CD44作为另一种重要的透明质酸黏附素，能够在透明质酸结合后从外周血中募集单核细胞[20]. 进一步研究表明，CD44和透明质酸之间的相互作用减弱会减少MCP的产生，从而破坏单核细胞的募集[21]. MCP是一个小肝素结合、带正电荷的趋化因子家族，在控制细胞对外源刺激的反应中发挥着不可或缺的作用。它们在触发免疫活性细胞（如单核细胞、中性粒细胞、淋巴细胞和树突状细胞）沿骨髓窦（经常与毛细血管吻合）的动员和迁移以及引导它们进入炎症组织中至关重要[22]. 在内耳中，螺旋韧带纤维细胞作为对脂多糖反应的主要免疫传感器，涉及TLR2依赖性NF-κB信号激活和MCP1上调，导致单核细胞迁移和相应的浸润[23,24].

粘附分子通过锚定作用在介导白细胞固定中发挥关键作用[25]. 其中，血管细胞粘附分子1（VCAM1）使单核细胞沿着微血管壁以较慢的速度滚动，粘附到内皮细胞上[26]. Rac1是Rho-like小GTPase的成员，由肌球蛋白轻链蛋白磷酸化介导，促进肌动蛋白细胞骨架重塑并调节紧密连接蛋白（如闭塞素和克劳丁）。微血管壁紧密连接的破坏使白细胞渗入靶点[27–29]. 细胞外信号调节激酶1/2（Erk1/2）、c-Jun N末端激酶1/2/3（JNK1/2/3）（也称为应激激活蛋白激酶）和p38亚型（α、β、γ和δ）属于MAPK家族的蛋白被认为是白细胞运动和内皮细胞活动的细胞信号转导的基本成分[30,31].

迁移的单核细胞可以分化为巨噬细胞。可塑性和灵活性是巨噬细胞的主要特征，反映了它们的激活状态[32]. 活化巨噬细胞具有与T淋巴细胞Th1/Th2极化模式相似的独特功能表型，可定义为M1和M2。与TLR依赖性信号通路相关的Th1标志性细胞因子（如干扰素-γ（IFN-γ）和TNF-α）诱导的M1具有上调参与细胞偏向性免疫的基因、增强抗原呈递和产生一系列独特的炎性细胞因子（如IL-1β、IL-6和TNF-α）的能力。由Th2标志性细胞因子（如IL-4和IL-13）诱导的M2在免疫抑制、抗炎（如IL-10）、组织再生和伤口愈合（如转化生长因子-β（TGF-β）和血管内皮生长因子（VEGF））中发挥重要作用[33,34].

本研究旨在阐明AgNP诱导内耳生物屏障功能变化的确切机制。我们将大鼠内耳暴露于AgNPs，并假设TLR信号通路参与了AgNP诱导的听力损失，与大鼠耳蜗中巨噬细胞的潜在招募有关。A20可能在调节TLR通路的下游信号传导中发挥作用。在暴露AgNP后，使用免疫组织化学方法对大鼠耳蜗中可能参与这些信号通路的分子进行了彻底分析。

方法

结果

AgNPs增强耳蜗细胞的敏感性和趋化蛋白

暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的内毛细胞和柱细胞显示出中度CD68染色，而外毛细胞和Deiters细胞显示出极弱的CD68染色（图1小时). 纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和螺旋神经节细胞表现出轻微的CD68染色（图1天,​，f）。（f）). 在耳蜗外侧壁，0.4%AgNPs显著增强了纹状基底细胞CD68染色(第页 < 0.01，事后测试）和螺旋韧带纤维细胞（主要是III型）(第页 < 0.01，事后测试）（图1a个). 然而，在第二和第三圈的细胞中没有观察到增强染色（图1亿,​，c）c（c）) (第页 > 0.05，事后测试）。在CD68中⁺螺旋韧带和蜗轴中分别发现了细胞群、稀疏分支细胞和单核细胞（图1c个,​，i）。我). 在Corti的器官中，0.4%的AgNPs增加了内部毛细胞和柱状细胞中的CD68染色，但没有增加外部毛细胞和Deiters细胞中的CD68染色（图1克). 在螺旋神经节细胞和毛细血管内皮细胞中，0.4%的AgNPs在所有情况下都没有改变CD68染色（图第1页) (第页 > 0.05，事后测试）。0.02%的AgNP在所有轮次中对上述细胞的CD68染色没有影响（未显示图像）(第页 > 0.05，事后测试）。

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图1

CD68型⁺免疫荧光共聚焦显微镜或免疫组织化学显示鼓室内注射0.4%AgNPs 7天后大鼠耳蜗中的细胞。暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官（CO）的内毛细胞（IHC）和柱细胞（PC）呈中度染色，而外毛细胞（OHC）和Deiters细胞（DC）呈极弱染色(小时). 纹状基底细胞（SBCs）、螺旋韧带纤维细胞（SLFs）和螺旋神经节细胞（SGCs）呈轻度染色(d日,（f）). 在暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中，SBC和SLF（主要是III型）在第一轮(一)以及CO的IHC和PC(克)显示出更强烈的染色。稀疏分支细胞(c（c）)和单核细胞(我)螺旋韧带和蜗轴分别用CD68染色。然而，第二轮和第三轮的SBC和SLF(b条,c（c）)、SGC(电子)毛细血管内皮细胞(电子)、OHC和DC(克)没有显示任何更改。染色强度的比较如所示j个和k个.比例尺=30μm in一–（f），20μm英寸克,小时，以及中的放大图像我和80μm英寸我

暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的纹中间细胞、纹基底细胞、螺旋韧带纤维细胞、螺旋神经节细胞、外毛细胞、柱细胞和Deiters细胞都显示出CD44的强染色（附加文件1：图S1B、S1D和S1F），而内毛细胞表现出轻微的CD44染色（附加文件1：图S1F）。0.4%AgNPs对上述细胞的染色没有任何影响（附加文件1：图S1A、S1C和S1E）(第页 > 0.05，独立样本t吨测试）。

暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞（主要为II型）、螺旋神经节细胞、内毛细胞和柱细胞显示TLR2的强染色（附加文件2：图S2B、S2D和S2F），而外层毛细胞和Deiters细胞的TLR2染色极弱（附加文件2：图S2F）。纹状基底细胞和螺旋韧带纤维细胞显示TLR4轻度染色（图二维)而Corti器官的螺旋神经节细胞、毛细胞、柱细胞和Deiters细胞的TLR4染色极弱（图第2页,​，h）。小时). 在暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中，Corti器官的外毛细胞和Deiters细胞对TLR2的染色更为强烈（附加文件2：图S2E）。然而，纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和螺旋神经节细胞的TLR2染色在所有回合中都没有任何变化（附加文件2：图S2A和S2C）(第页 > 0.05，单向方差分析），也不适用于内毛细胞和柱细胞（附加文件2：图S2E）。条纹基底细胞(第页 < 第一圈和第二圈为0.05第页 < 第三圈0.01，单向方差分析）和螺旋韧带纤维细胞（图2a个–c（c）) (第页 < 在第一圈、第二圈和第三圈中为0.05，单因素方差分析）显示TLR4的染色强度更高，与耳蜗圈无关(第页 > 0.05，单因素方差分析）。内毛细胞、柱细胞和Deiters细胞对TLR4的染色更为强烈，而外毛细胞则没有（图2克). 然而，螺旋神经节细胞没有显示任何变化（图2个). 0.02%AgNP对上述细胞中TLR2和TLR4的染色没有任何影响（图中未显示）(第页 > 0.05，单因素方差分析）。

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图2

TLR4级⁺免疫荧光共聚焦显微镜或免疫组织化学显示鼓室内注射0.4%AgNPs 7天后大鼠耳蜗中的细胞。暴露于dH的耳蜗中₂O、 纹基底细胞（SBC）和螺旋韧带纤维细胞（SLF）呈轻度染色(d日)而Corti器官（CO）的螺旋神经节细胞（SGCs）、毛细胞（HCs）、柱细胞（PC）和Deiters细胞（DC）的染色极弱(（f）,小时). 在暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中，SBC和SLF表现出更强烈的染色，这与耳蜗转向无关(一–c（c）). 在CO中，内毛细胞（IHC）、PC和DC显示出更强烈的染色，但外毛细胞（OHC）没有(克). 然而，SGC没有显示任何变化(电子). 染色强度的比较如所示我和j个.比例尺=30μm

暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的Deiters细胞显示出MCP1的强染色，而内毛细胞和内柱细胞显示出中度MCP1染色（图3小时). 纹状体中间细胞、纹状体基底细胞、螺旋神经节细胞、外毛细胞和外柱细胞显示MCP1轻度染色（图三维,​、f、，（f）,​，h），小时)而螺旋韧带纤维细胞的MCP1染色极弱（图三维). 出乎意料的是，Corti器官的纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞、螺旋神经节细胞以及毛细胞、柱细胞和Deiters细胞都显示出MCP2的强染色（附加文件三：图S3B、S3D和S3F）。暴露于0.4%的耳蜗中（图3a年)和0.02%AgNP（图中未显示）、纹状体中间细胞、毛细血管内皮细胞和纹状体基底细胞(第页 < 0.01，单因素方差分析），第一轮显示MCP1染色更强烈。然而，耳蜗中的螺旋韧带纤维细胞（主要是III型）暴露于0.4%AgNP（图3a年–c（c）) (第页 < 第一圈和第三圈为0.01第页 < 第二轮0.05，单向方差分析）显示MCP1的染色更强烈，与耳蜗转动无关(第页 > 0.05，单因素方差分析）。此外，0.4%AgNPs增加了Corti器官内柱细胞和Deiters细胞的MCP1染色（图3克). 然而，螺旋神经节细胞没有显示任何变化（图第三版) (第页 > 0.05，单因素方差分析）。0.4%和0.02%AgNPs在所有轮次中均不影响上述细胞中MCP2的染色（未显示图像）(第页 > 0.05，单因素方差分析）。

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图3

MCP1（MCP1）⁺免疫荧光共聚焦显微镜或免疫组织化学显示鼓室内注射0.4%AgNPs 7天后大鼠耳蜗中的细胞。暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官（CO）的Deiters细胞（DC）呈强染色，而内毛细胞（IHC）和内柱细胞（IPC）呈中等染色(小时). CO的纹状中间细胞（SIMC）、纹状基底细胞（SBC）、螺旋神经节细胞（SGC）、外毛细胞（OHC）和外柱细胞（OPC）呈轻度染色，而螺旋韧带纤维细胞（SLF）呈极弱染色(d日,（f）,小时). 在暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中，SLF显示出更强烈的染色，这与耳蜗转向无关，而SIMC、SBC和毛细血管内皮细胞（CaEC）在第一转向时显示出更为强烈的染色(一–c（c）). 在CO中，IPC和DC表现出更强烈的染色，但毛细胞（HC）和OPC没有(克). 然而，SGC没有显示任何变化(电子). 染色强度的比较如所示我和j个.比例尺=30μm

AgNPs上调泛素编辑蛋白A20和RNF11的表达而不影响炎症细胞因子的表达

在暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的螺旋神经节细胞、内毛细胞和内柱细胞呈轻度TNF-α染色（附加文件9：图S9H和S9N），而纹基底细胞、螺旋韧带纤维细胞、外柱细胞、外毛细胞和Deiters细胞的TNF-α染色极弱（附加文件9：图S9B和S9N）。纹状体中间细胞、纹状体基底细胞和螺旋神经节细胞表现出轻微的TNFR1染色（附加文件9：图S9D和S9J），而螺旋韧带纤维细胞、毛细胞、柱细胞和Deiters细胞的TNFR1染色极弱（附加文件9：图S9D和S9P）。条纹中间细胞和条纹基底细胞显示TNFR2轻度染色（附加文件9：图S9F），而螺旋韧带纤维细胞、螺旋神经节细胞、毛细胞、柱细胞和Deiters细胞的TNFR2染色极弱（附加文件9：图S9F、S9L和S9R）。Corti器官的纹状基底细胞、螺旋神经节细胞和柱状细胞表现出强烈的IL-1β染色，而螺旋韧带纤维细胞（主要是II型）和内毛细胞表现出轻微的IL-1？染色（附加文件10：图S10B、S10D和S10F）。外毛细胞和Deiters细胞的IL-1β染色极弱（附加文件10：图S10F）。0.4%AgNPs对TNF-α染色无影响（附加文件9：图S9A、S9G和S9M）、TNFR1（附加文件9：图S9C、S9I和S9O）、TNFR2（附加文件9：图S9E、S9K和S9Q）和IL-1β（附加文件10：图S10A、S10C和S10E）(第页 > 0.05，独立样本t吨测试）。

暴露于dH的耳蜗中₂O、 螺旋神经节细胞显示IL-10的强染色（附加文件11：图S11F），而Corti器官的支柱细胞显示IL-10轻度染色（附加文件11：图S11J）。纹基底细胞、螺旋韧带纤维细胞、毛细胞和Deiters细胞对IL-10的染色极弱（附加文件11：图S11B和S11J）。Corti器官的螺旋神经节细胞和柱细胞显示TGF-β的强染色（附加文件11：图S11H和S11L），而纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和内毛细胞显示TGF-β轻度染色（附加文件11：图S11D和S11L）。外毛细胞和Deiters细胞的TGF-β染色极弱（附加文件11：图S11L）。0.4%AgNPs对IL-10的染色没有影响（附加文件11：图S11A、S11E和S11I）(第页 > 0.05，独立样本t吨试验）和TGF-β（附加文件11：图S11C、S11G和S11K）(第页 > 0.05，独立样本t吨测试）。

暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官的螺旋神经节细胞、内毛细胞、柱细胞和Deiters细胞显示出A20的强染色（图第4节,​，n），n个)而纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和外毛细胞表现出轻微的A20染色（图第4天,​，n）。n个). Corti器官的纹状基底细胞、螺旋神经节细胞和内柱细胞表现出RNF11的强烈染色，而螺旋韧带纤维细胞、毛细胞和外柱细胞表现为RNF11轻度染色（图4小时,​，我，我,​，第页）。第页). Deiters细胞的RNF11染色极弱（图4便士). 在耳蜗侧壁，0.4%AgNPs增强了A20的染色(第页 < 第一圈和第二圈为0.05第页 > 纹基底细胞第三圈0.05，第页 < 第一和第三圈0.05，以及第页 < 螺旋韧带纤维细胞第二圈0.01，单向方差分析）和RNF11(第页 > 第一和第三圈0.05，以及第页 < 纹基底细胞第二圈0.05，第页 < 第一圈0.01第页 < 在螺旋韧带纤维细胞的第二和第三圈中，0.05（单向方差分析）在与耳蜗转动无关的纹状基底细胞和螺旋韧带纤维纤维细胞中显著存在（图4a类–c（c）,​，电子电子–克) (第页 > 0.05，单因素方差分析）。在Corti器官中，0.4%的AgNPs增加了外毛细胞和Deiters细胞中的A20染色（图400万)外柱细胞和Deiters细胞中RNF11染色（图4个). 在螺旋神经节细胞和毛细血管内皮细胞中，0.4%的AgNPs在所有情况下都没有改变A20和RNF11的染色（图第4页,​，k）k个) (第页 > 0.05，事后测试）。0.02%AgNPs对上述细胞中A20和RNF11的染色无影响（未显示图像）(第页 > 0.05，事后测试）。

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图4

A20型⁺和RNF11⁺免疫荧光共聚焦显微镜或免疫组织化学显示鼓室内注射0.4%AgNPs 7天后大鼠耳蜗中的细胞。暴露于dH的耳蜗中₂O、 Corti器官（CO）的螺旋神经节细胞（SGCs）、内毛细胞（IHCs）、柱细胞（PC）和Deiters细胞（DC）的A20染色增强(j个,n个)而纹状基底细胞（SBCs）、螺旋韧带纤维细胞（SLFs）和外毛细胞（OHCs）表现出轻微的A20染色(d日,n个). CO的SBC、SGC和内柱细胞（IPCs）对RNF11表现出强烈的染色，而SLF、毛细胞（HCs）和外柱细胞（OPCs）表现出轻微的RNF11染色(小时,我,第页). DC对RNF11的染色极弱(第页). 在暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中，SBCs和SLFs对A20和RNF11表现出更强烈的染色，这与耳蜗转向无关(一–c（c）,电子–克). 在CO中，OHC和DC对A20的染色更为强烈(米)OPC和DC对RNF11的染色更为强烈(o（o）). 然而，SGC和毛细血管内皮细胞（CaECs）的A20和RNF11染色没有任何变化(我,k个). 染色强度的比较如所示q个和第页.比例尺=50μm in一–小时，20μm英寸米,n个和30μm英寸我–我,o（o）,第页

阴性对照玻片中没有阳性染色（附加文件12：图S12）。表中总结了暴露于AgNPs的大鼠耳蜗中未改变的分子1.

表1

暴露于AgNPs的大鼠耳蜗中的不变分子

功能/属性	分子
细胞招募	CD44细胞
先天免疫	TLR2级
趋化作用	MCP2型
紧密连接相关蛋白	VCAM1、Rac1和MLC
细胞信号转导	Erk1/2、JNK和p38
炎症	IL-1β、TNF-α、TNFR1、TNFR2
防燃烧	IL-10和TGF-β

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MLC公司肌球蛋白轻链

讨论

目前的研究表明，0.4%AgNPs而非0.02%AgNP上调了Corti器官的纹基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和非感觉支持细胞中CD68、TLR4、MCP1、A20和RNF11的表达。0.4%的AgNPs对CD44、TLR2、MCP2、Rac1、肌球蛋白轻链、VCAM1、Erk1/2、JNK、p38、IL-1β、TNF-α、TNFR1、TNFR2、IL-10或TGF-β没有影响。AgNPs的毒理机制尚不清楚。Ag公司⁺从AgNPs中释放出来的AgNPs被认为是与AgNPs暴露相关的病理过程中的重要介质[35]. 然而，这实际上是值得怀疑的，因为没有Ag⁺与氯反应后留在动物或人体中⁻并形成氯化银。IC₅₀对于AgNO_三低于AgNP[1]. 我们未公布的数据表明，鼓室注射饱和浓度（520μg/100 g）的氯化银后第二天到第七天没有引起任何听力损失。因此，我们的假设是，当前研究中细胞因子的改变是由完整的AgNPs而不是分离的Ag引起的⁺.

越来越多的证据表明，内耳是一个活跃的免疫器官，而不是以前普遍接受的“免疫特权器官”[36]. 据报道，包括血管纹和螺旋韧带在内的耳蜗侧壁是人和小鼠内耳中巨噬细胞的主要窝藏部位[37,38]. 在目前的研究中，在暴露于dH的大鼠耳蜗的血管纹和螺旋韧带中发现了CD68轻度染色的细胞，没有分支形态₂O、 提示大鼠耳蜗没有典型的组织-巨噬细胞，可能具有与人类不同的免疫机制。据报道，巨噬细胞被招募到暴露于噪音和耳毒性药物的小鼠耳蜗中[39–42]. 目前的研究发现，暴露于0.4%AgNPs的耳蜗螺旋韧带和蜗蜗蜗杆中出现稀疏的分支CD68阳性细胞，这意味着要么大鼠耳蜗具有与小鼠不同的先天免疫系统，要么AgNP触发了来自噪音和传统耳毒性药物的不同信号通路。MCP1的唯一上调没有与其他分子如CD44、Rac1、肌球蛋白轻链和VCAM1充分合作，这可能是在向耳蜗招募大量巨噬细胞失败的原因[43–45]. 此外，Erk1/2、JNK和p38水平的不变并不能为单核细胞的粘附和迁移提供分子基础[46]. 相反，暴露0.4%AgNPs后，Corti器官的纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和非感觉支持细胞中CD68的表达显著上调。

上调的CD68可能赋予纹状体基底细胞和螺旋韧带纤维细胞巨噬细胞样功能，并增强Corti器官非感觉支持细胞的免疫活性。Corti器官的非感觉支持细胞被认为是小胶质样细胞，可能决定听觉感觉上皮的命运，因为小胶质细胞被认为在中枢神经系统中是巨噬细胞，在免疫监视中发挥着不可替代的作用[47–49]. 据报道，CD68参与了囊泡运输，将脂质输送到适当的细胞内隔间[50]. 目前的研究表明，CD68可能通过脂筏和小窝蛋白-1磷酸化操作的小窝转运参与TLR4的激活[51]. 先前的研究表明，AgNPs诱导耳蜗中透明质酸的积累，透明质酸是TLR4的底物[三]. 在当前研究中，暴露于0.4%AgNPs的耳蜗中TLR4也上调。理论上，TLR4激活触发NF-κB信号通路，并最终上调炎症细胞因子的表达，包括IL-1β、TNF-α及其受体TNFR1和TNFR2。然而，暴露于AgNPs的耳蜗中，巨噬细胞的下游细胞因子和TLR4激活均未上调。虽然这些途径不太可能从未被激活，但可以预测，某些细胞因子在早期被上调，但在随后被抑制。先前的研究表明，AgNPs可导致大鼠内耳生物屏障通透性发生可逆变化，并导致暂时性听力损失，到第七天时部分恢复，这也支持了这种可能性[1,三].

在RNF11的背景下，A20已被证明抑制TLR介导的炎症反应，并诱导NF-κB信号通路[16,17]. 目前的研究表明，暴露于0.4%AgNPs的耳蜗Corti器官的纹状基底细胞、螺旋韧带纤维细胞和非感觉支持细胞中，A20和RNF11显著上调，表明A20和RNF11可能在维持耳蜗内环境稳定从而保护听力方面发挥作用[1,三]. 然而，AgNP暴露耳的高频段听力恢复不完全表明A20和RNF11的保护作用可能有限。

结论

AgNPs可能通过上调CD68增强Corti器官非感觉支持细胞的免疫活性，从而赋予纹状基底细胞和螺旋韧带纤维细胞巨噬细胞样功能，这可能与TLR4激活有关。A20和RNF11通过负调节炎性细胞因子的表达，在维持耳蜗稳态中发挥作用。目前的研究表明，大鼠耳蜗可能具有与人和小鼠不同的免疫机制。

鸣谢

缩写

脚注

工具书类