环GMP-AMP合成酶是一种激活I型干扰素途径的细胞溶质DNA传感器

摘要

早在DNA被证明是一种遗传物质之前，人们就知道它能刺激免疫反应，但DNA作为免疫刺激物发挥作用的机制尚不清楚(1). 虽然DNA可以通过与内体中的Toll样受体9（TLR9）结合来刺激树突状细胞中I型干扰素的产生，但胞浆中的DNA如何诱导IFN尚不清楚。特别是，在干扰素途径中检测细胞溶质DNA的传感器仍然难以捉摸(2). 虽然一些蛋白质，包括DAI、RNA聚合酶III、IFI16、DDX41和其他几种DNA解旋酶，被认为是诱导IFN的潜在DNA传感器，但没有一种被普遍接受(三).

环状GMP-AMP合成酶（cGAS）的纯化和鉴定

我们发现，将DNA传递到哺乳动物细胞或细胞溶质提取物会触发循环GMP-AMP（cGAMP）的产生，其结合并激活STING，从而激活IRF3并诱导IFNβ(4). 为了鉴定cGAMP合成酶（cGAS），我们分离了小鼠纤维肉瘤细胞系L929的细胞溶质提取物（S100），其中含有cGAMP合成活性。通过在鲱鱼睾丸DNA（HT-DNA）存在下用ATP和GTP孵育柱部分来检测该活性。用苯甲酸酶消化DNA并在95°C下加热使蛋白质变性后，将含有cGAMP的耐热上清液与穿孔菌素O（PFO）渗透的Raw264.7细胞（转化的小鼠巨噬细胞）孵育。用天然凝胶电泳分析这些细胞中cGAMP诱导的IRF3二聚体(4). 使用这种方法，我们进行了三种独立的纯化路线，每种路线包括四个色谱步骤，但使用的色谱柱或色谱柱顺序不同(图S1A). 特别是，第三种方法包括使用生物素化DNA寡核苷酸（一种称为免疫刺激DNA或ISD的45-bp DNA）的亲和纯化步骤。我们估计，我们实现了8000-15000倍的纯化，并从这些分离路线中回收了2-5%的活性。然而，在这些纯化路线的最后一步中，组分的银染并未显示出与cGAS活性共同纯化的清晰蛋白带，这表明L929细胞溶质提取物中推测的cGAS蛋白丰度可能很低。

我们开发了定量质谱分析策略，以确定在每个纯化路线的最后一步与cGAS活性共同纯化的蛋白质列表。我们推断，假定的cGAS蛋白必须在所有三条纯化路线中与其活性共同纯化，而大多数“污染”蛋白则不会。因此，从每个纯化路线的最后一步中，我们选择了含有大部分cGAS活性的组分（峰值组分）和含有极弱或无活性的相邻组分(图S1B). 各组分中的蛋白质通过SDS-PAGE分离，并通过纳米液相色谱-质谱（nano-LC-MS）进行鉴定。使用MaxQuant软件通过无标签定量分析数据(5)，与cGAS活性共同纯化的蛋白质如补充表1所示，并在维恩图中说明(图S1C). 值得注意的是，尽管许多蛋白质在一条或两条纯化路线中与cGAS活性共同纯化，但在所有三条路线中只有三种蛋白质共同纯化。这三种蛋白均为假定的非特征化蛋白：E330016A19（登录号：{“类型”：“entrez-protein”，“属性”：{“文本”：“NP_775562”，“term_id”：“116812912”，“term_text”：“NFP_775562}}核电厂_775562)，具有含蛋白2的双PH结构域的Arf-GAP({“类型”：“entrez-protein”，“属性”：{“文本”：“NP_742145”，“term_id”：“26006859”，“term_text”：“NP_742145}}NP_742145号)和信号识别颗粒9kDa蛋白({“类型”：“entrez-protein”，“属性”：{“文本”：“NP_036188”，“term_id”：“6755662”，“term_text”：“NP_036188”}}NP_036188号). 其中，E330016A19中鉴定出24种以上的独特肽，占该蛋白质507个氨基酸的41%(图S2A).

生物信息学分析引起了我们对E330016A19的关注，它与寡腺苷酸合成酶（OAS1）的催化结构域具有结构和序列同源性(图1A). 特别是，E330016A19包含一个保守的G[G/S]x_9–13[E/D]h[E/D]h图案，其中x_9–13表示由任何氨基酸组成的9–13个侧翼残基，h表示疏水性氨基酸。这个基序在核苷酸转移酶（NTase）家族中发现(6). 除OAS1外，该家族还包括腺苷酸环化酶、聚[A]聚合酶和DNA聚合酶。E330016A19的C末端包含一个男性异常21（Mab21）结构域，该结构域首次在秀丽线虫蛋白Mab21(7). 序列比对显示，从斑马鱼到人类，C末端NTase和Mab21结构域高度保守(图S2B和S2C)，而N末端序列则不太保守(8). 有趣的是，E330016A19、C6orf150的人类同源物（也称为MB21D1）最近被鉴定为干扰素刺激基因（ISG）筛选中的几个阳性结果之一，这些基因的过度表达抑制了病毒复制(9). 为了清楚起见，并根据本文提供的证据，我们建议将小鼠蛋白E330016A19命名为m-cGAS，将人类同源物C6orf150命名为h-cGAS。定量RT-PCR显示，m-cGAS在永生化MEF细胞中的表达较低，但在L929、Raw264.7和骨髓源性巨噬细胞（BMDM）中的表达较高(图1B). 同样，h-cGAS RNA在HEK293T细胞中的表达很低，但在人单核细胞系THP1中的表达较高(图1C). 免疫印迹进一步证实h-cGAS蛋白在THP1细胞中表达，但在HEK293T细胞中不表达(图1D; 目前还没有小鼠cGAS抗体。）。因此，不同细胞系中m-cGAS和h-cGAS的表达水平与这些细胞产生cGAMP和诱导IFNβ对胞浆DNA的反应能力相关(4,10).

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图1

cGAMP合成酶（cGAS）的鉴定

(A类)使用PROMALS3D程序对小鼠cGAS、人类cGAS和人类OAS1的假定核苷酸转移酶（NTase）域进行多序列和结构比对。NTase超家族的保守活性位点残基以黑色突出显示，相同氨基酸以红色突出显示，保守氨基酸以黄色突出显示。预测的二级结构在线形上方显示为α螺旋（H）和β链（E）。(B和C)不同小鼠cGAS RNA水平的定量RT-PCR分析(B)和人类(C类)细胞系。MEF（imt）：不朽的MEF；原料：Raw264.7；SDM：脾源性巨噬细胞；BMDM：骨髓源性巨噬细胞。本次和所有其他q-RT-PCR分析中的误差条代表平均值的标准误差（n=3）。(D类)用所示抗体对HEK293T和THP1细胞中的内源性人类蛋白进行免疫印迹。

cGAS催化触发I型干扰素的产生

m-cGAS在HEK293T中过度表达，缺乏STING表达(图1D)，没有诱导IFNβ，而HEK293T细胞中STING的稳定表达使这些细胞在m-cGAS诱导IFNβ中具有高度的能力(图2A). 重要的是，假定的催化残基G198和S199对丙氨酸的点突变破坏了m-cGAS诱导IFNβ的能力。这些突变，以及其他推测的催化残基E211和D213突变为丙氨酸，也削弱了m-cGAS在HEK293T-STING细胞中诱导IRF3二聚体的能力(图2B). c-GAS诱导的干扰素β的量与MAVS（一种作用于RNA传感器RIG-I下游的衔接蛋白）诱导的量相当，并且比其他假定的DNA传感器诱导的量高几个数量级，包括DAI、IFI16和DDX41(图2C). 为了确定cGAS和其他推测的DNA传感器的过度表达是否导致细胞中产生cGAMP，将热处理细胞提取物的上清液与PFO-渗透的Raw264.7细胞培养，然后测量IRF3二聚体(图2D，底部）。在HEK293T-STING细胞中表达的所有蛋白中，只有cGAS能够在细胞中产生cGAMP活性。

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图2

cGAS激活IRF3并诱导IFNβ

(A类)将编码标记小鼠cGAS（m-cGAS）及其活性位点突变体G198A/S199A（GS>AA）和MAVS的表达质粒（100和500 ng）转染到HEK293T细胞或稳定表达STING的同一细胞系（HEK293 T-STING）。转染24小时后，用q-RT-PCR检测IFNβRNA。(B)与（A）类似，只是通过天然凝胶电泳分析细胞裂解物的IRF3二聚体（顶部）。用Flag抗体免疫印迹法监测转染基因的表达水平（底部）。h-cGAS：人体cGAS；小鼠cGAS中的ED>AA:E211A/D213A。(C类)将所示蛋白的表达载体转染到HEK293T-STING细胞中，然后通过q-RT-PCR测量IFNβ。(D类)在SDS-PAGE和天然PAGE后，分别用Flag和IRF3抗体对（C）中显示的细胞裂解物进行免疫印迹（顶部两个面板）。对等分的细胞提取物进行cGAMP活性检测，这是通过检测IRF3二聚化在输送到渗透性Raw264.7细胞（底部）后进行测量的。(E类)人和小鼠cGAS在HEK293T细胞中表达，并使用Flag抗体纯化亲和力。在存在或不存在HT-DNA的情况下，将蛋白质与ATP和GTP孵育，并通过cGAMP在Raw264.7细胞中诱导IRF3二聚体的能力来评估cGAMP的合成。

为了测试cGAS能否在体外合成cGAMP，我们从转染的HEK293T细胞中纯化了野生型（WT）和突变型Flag-cGAS蛋白。WT m-cGAS和h-cGAS，但不是cGAS的催化失活突变体，能够产生cGAMP活性，从而刺激渗透性Raw264.7细胞中的IRF3二聚体(图S3A). 重要的是，m-cGAS和h-cGAS的体外活性取决于HT-DNA的存在(图2E). 为了测试DNA是否增强cGAS对细胞中IFNβ的诱导作用，将不同数量的cGAS表达质粒转染到HEK293T-STING细胞中，是否含有HT-DNA(图S3B). HT-DNA通过低剂量（10和50 ng）而非高剂量（200 ng）cGAS质粒显著增强IFNβ诱导。转染的cGAS质粒DNA可能激活细胞中的cGAS-蛋白，导致IFNβ诱导。与cGAS相比，即使HT-DNA联合转染，IFI16和DDX41也不会诱导IFNβ。

通过DNA转染和DNA病毒感染诱导干扰素β需要cGAS

我们使用两对不同的siRNA来敲除L929细胞中的m-cGAS，发现两种siRNA寡聚物都显著抑制HT-DNA诱导的IFNβ，并且抑制程度与敲除m-cGAS RNA的效率相关(图S4A). 我们还建立了两个稳定表达shRNA序列的L929细胞系，靶向m-cGAS的不同区域(图S4B). 与表达对照shRNA（GFP；图3A). 重要的是，L929-sh-cGAS细胞中cGAS的表达恢复了干扰素β的诱导(图3B). STING或MAVS在L929-sh-cGAS细胞中的表达(图3B)或向这些细胞输送cGAMP(图3C)也诱导了IFNβ。相反，cGAS的表达或cGAMP的递送未能在L929-shSTING细胞中诱导IFNβ，而STING或MAVS的表达则恢复了这些细胞中IFNβ的诱导(图3B和3C). 定量RT-PCR分析证实了在稳定表达相应shRNAs的L929细胞系中敲除cGAS和STING的特异性和效率(图S4C). 这些结果表明，cGAS在STING上游发挥作用，是细胞溶质DNA诱导IFNβ所必需的。

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图3

cGAS对于通过DNA转染和DNA病毒感染激活IRF3和诱导IFNβ至关重要

(A类)将稳定表达靶向GFP（对照）或m-cGAS两个不同区域shRNA的L929细胞株用HT-DNA转染指定时间，然后用q-RT-PCR检测IFNβRNA。请参见图S4BRNAi效率。(B)将稳定表达抗GFP、cGAS或STING shRNA的L929细胞转染pcDNA3（载体）或驱动指示蛋白表达的相同载体。转染24小时后，用q-RT-PCR检测IFNβRNA。看见图S4CRNAi效率。(C类)如图所示，将cGAMP（100 nM）输送至洋地黄素透性化L929/shRNA细胞。在cGAMP给药后的指定时间，用q-RT-PCR测定干扰素βRNA。(D类和E类)将所示L929-shRNA细胞感染HSV1（ΔICP34.5）或仙台病毒（SeV）达所示时间，然后测量IRF3二聚体。(F类)用HT-DNA转染L929/shRNA细胞或感染HSV1 6小时，然后测量IRF3二聚体（上图）。这些细胞的提取物被用于制备耐热上清液，这些上清液被输送到渗透性Raw264.7细胞，以刺激IRF3二聚化（底部）。(G公司)使用C18柱通过HPLC对（F）中的耐热上清液进行分级，并使用SRM通过质谱测定cGAMP的丰度。

单纯疱疹病毒1型（HSV-1）是一种DNA病毒，已知可通过激活STING和IRF3诱导IFN(三). 重要的是，L929细胞中抗m-cGAS而非GFP的shRNA强烈抑制HSV-1感染诱导的IRF3二聚体(图3D). 相反，cGAS的敲除并不影响仙台病毒（一种RNA病毒）对IRF3的激活(图3E). 为了确定细胞中产生cGAMP是否需要cGAS，我们将HT-DNA转染到L929-shGFP和L929-sh cGAS中，或用HSV-1感染这些细胞，然后制备含有cGAMP的耐热组分，随后将其输送到渗透性Raw264.7细胞中，以测量IRF3的活化。cGAS的敲除在很大程度上消除了DNA转染或HSV-1感染产生的cGAMP活性(图3F，底部）。使用选择性反应监测（SRM）的定量质谱显示，DNA转染或HSV-1感染诱导的cGAMP丰度在cGAS缺失的L929细胞中显著降低(图3G). 综上所述，这些结果表明cGAS对于产生cGAMP和激活IRF3以应对DNA转染或HSV-1感染至关重要。

为了确定cGAS在人类细胞的DNA传感途径中是否重要，我们建立了稳定表达靶向h-cGAS的shRNA的THP1细胞系(图S4D). h-cGAS的敲除强烈抑制了HT-DNA转染或痘苗病毒（另一种DNA病毒，但不是仙台病毒）感染IFNβ的诱导(图S4D). h-cGAS的敲除也抑制了由HSV-1感染在THP1细胞中诱导的IRF3二聚化(图S4E). 这一结果在另一个表达靶向h-cGAS不同区域的shRNA的THP1细胞系中得到进一步证实(图S4F). 多个cGAS shRNA序列在抑制小鼠和人类细胞系中DNA诱导的IRF3激活和IFNβ诱导方面的强大和特异性作用表明cGAS在STING依赖的DNA传感途径中起着关键作用。

重组cGAS蛋白以依赖DNA的方式催化ATP和GTP合成cGAMP

为了测试cGAS是否足以催化cGAMP合成，我们在HEK293T细胞中表达了标记的h-cGAS，并将其纯化到明显的均一性(图4A). 在HT-DNA存在的情况下，纯化的c-GAS蛋白催化cGAMP活性的产生，从而刺激透化Raw264.7细胞中的IRF3二聚化(图4B). DNase-I治疗消除了这种活性。cGAS活性也受到其他DNA的刺激，包括poly（dA:dT）、poly（dG:dC）和ISD，但不受RNA poly（I:C）的刺激。cGAS合成cGAMP需要ATP和GTP，但不需要CTP或UTP(图4C). 这些结果表明，纯化cGAS蛋白的环化酶活性受DNA而非RNA的刺激。

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图4

纯化cGAS依赖DNA合成cGAMP

(A类)从HEK293T细胞表达和纯化的Flag-h-cGAS的银染。(B)如（A）所示，在存在不同形式核酸的情况下，用ATP和GTP培养纯化的Flag-h-cGAS。cGAMP的生成通过其在Raw264.7细胞中诱导IRF3二聚体的能力进行评估。(C类)与（B）类似，但反应包含HT-DNA和NTP的不同组合，如图所示。(D类)与（B）类似，除了WT和突变cGAS蛋白是从大肠杆菌并对其在指定浓度下的活性进行分析。(E类)净化的m-cGAS来自大肠杆菌与ATP、GTP和DNA孵育0或60 min，通过IRF3二聚化分析（顶部）和SRM质谱（底部）分析cGAMP的产生。

我们还表达了m-cGAS大肠杆菌作为SUMO融合蛋白。纯化后，Sumo-m-cGAS以依赖于DNA的方式产生cGAMP活性(图S5、A和C). 然而，在SUMO标签被SUMO蛋白酶去除后，m-cGAS蛋白以不依赖于DNA的方式催化cGAMP合成(图S5、B和C). 这种DNA依赖性丧失的原因尚不清楚，但可能是由于相扑去除后的一些构象变化。滴定实验表明，少于1 nM的重组cGAS蛋白导致了可检测到的IRF3二聚体，而cGAS的催化失活突变体即使在高浓度下也无法激活IRF3(图4D). 为了正式证明cGAS催化cGAMP的合成，使用SRM通过纳米LC-MS分析反应产物。cGAMP在含有纯化cGAS、ATP和GTP的60分钟反应中检测到(图4E). 利用碰撞诱导解离（CID）进行离子裂解，进一步证实了cGAMP的身份。由纯化cGAS合成的cGAMP的裂解模式显示产物离子的m/z值与化学合成cGAMP相匹配(图S5D). 总之，这些结果表明纯化的cGAS催化ATP和GTP合成cGAMP。

cGAS与DNA结合

DNA对cGAS活性的刺激表明cGAS是一种DNA传感器(图4B). 事实上，GST-m-cGAS和GST-h-cGAS，但不是GST-RIG-I N末端[RIG-I（N）]，都是通过生物素化的ISD沉淀的(图5A). 相反，生物素化RNA不结合cGAS(图5B). 缺失分析表明，含有残基1–212而非C末端片段213–522的h-cGAS N末端片段与ISD结合(图5C). 含有161–522残基的较长C末端片段确实与ISD结合，这表明序列161–212可能对DNA结合很重要。然而，h-cGAS中161–212残基的缺失并没有显著损害ISD结合，这表明cGAS在N端含有另一个DNA结合域。事实上，含有1–160残基的N末端片段也与ISD结合(图5C). 因此，cGAS可能在N末端包含两个单独的DNA结合域。然而，我们试图在大肠杆菌或者HEK293T细胞尚未成功，所以目前我们不知道这个序列是否足以结合DNA。然而，很明显，含有残基1–212的h-cGAS的N末端对于结合DNA来说既是必要的也是充分的。

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图5

cGAS是一种DNA结合蛋白

(A类)显示的GST融合蛋白表达并纯化自大肠杆菌然后在ISD或生物素ISD存在下与链霉亲和素珠培养。结合蛋白用SDS样品缓冲液洗脱，并用GST抗体进行免疫印迹检测。(B)从HEK293T细胞中表达并纯化Flag-h-cGAS，然后用链霉亲和素珠培养，如（A）所述，但Flag抗体用于免疫印迹，生物素RNA也用于与cGAS结合。(C类)在HEK293T细胞中表达标记的全长或截短人cGAS蛋白，并纯化亲和力。如（B）所述，对其结合生物素ISD的能力进行了分析。右图：将编码h-cGAS全长和缺失突变体的表达质粒转染到HEK293T-STING细胞，然后通过q-RT-PCR测量IFNβRNA。

在HEK293T-STING细胞中过度表达h-cGAS的不同缺失突变体，以确定其激活IRF3并诱导IFNβ和细胞因子肿瘤坏死因子α（TNFα）的能力(图5C和图S6A). 蛋白质片段1–382缺乏C末端140残基，包括大部分Mab21结构域，未能诱导IFNβ(图5C，右）或TNFα或激活IRF3(图S6A)，表明完整的Mab21结构域对cGAS功能很重要。正如预期的那样，N末端212残基（片段213–522）的缺失，包括NTase结构域的一部分，消除了cGAS活性(图5C和图S6A). 催化残基之前NTase折叠的第一螺旋内仅四个氨基酸（KLKL，Δ171-174）的内部缺失也破坏了cGAS活性(图S6A). 有趣的是，N末端160残基的缺失并不影响cGAS对IRF3的激活或细胞因子的诱导(图5C和图S6A). 体外实验表明，该蛋白片段（161–522）仍以依赖DNA的方式激活IRF3通路(图S6B). 因此，h-cGAS的N端160个氨基酸，其一级序列在进化上不是高度保守的，对于cGAS结合DNA和催化似乎在很大程度上是不必要的。相反，NTase和Mab21结构域对cGAS活性很重要。

cGAS主要定位于细胞溶质

为了确定cGAS是否是细胞溶质DNA传感器，我们从THP1细胞制备了细胞溶质和细胞核提取物，并通过免疫印迹分析内源性h-cGAS的定位。在胞质提取物中检测到h-cGAS，但在细胞核提取物中几乎检测不到(图6A). 进一步对THP1提取物进行差速离心，以将亚细胞细胞器彼此分离并与胞质溶胶分离(图6B). 在S100和P100（100000×g离心后的颗粒）中检测到类似数量的h-cGAS，表明该蛋白可溶于细胞质，但该蛋白的很大一部分与光小泡或细胞器有关。P5中未检测到cGAS蛋白，P5中含有线粒体和内质网，VDAC和STING的存在分别证明了这一点。在P20中也未检测到cGAS，P20主要含有ER和重泡(图6B).

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图6

cGAS与细胞质中的DNA结合

(A类)从THP-1细胞制备细胞核和细胞质部分，并用所示抗体进行免疫印迹分析。(B)将THP-1细胞在低渗缓冲液中匀浆，并进行差速离心。用所示抗体对不同离心速度的颗粒（例如P100：100000×g后的颗粒）和S100进行免疫印迹。(C类)用Cy3-ISD（红色）转染稳定表达Flag-cGAS（绿色）的L929细胞。在转染后的不同时间点，细胞被固定，用Flag抗体或DAPI染色，并用共焦荧光显微镜成像。插入：合并图像中轮廓区域的放大。这些图像代表每个时间点至少10个细胞（代表>50%的受检细胞）。

我们还使用稳定表达Flag-m-cGAS的L929细胞通过共焦免疫荧光显微镜检查了cGAS的定位(图6C). cGAS蛋白分布在细胞质中，但也可以在核或核周区域观察到。有趣的是，用Cy3标记的ISD转染细胞2或4小时后，观察到点状cGAS，它们与DNA荧光重叠。在50%以上的观察细胞中观察到cGAS和Cy3-ISD的这种共定位和明显聚集。这些结果，再加上cGAS与DNA直接结合的生化证据，表明cGAS在细胞质中与DNA结合。

讨论

在本报告中，我们开发了一种策略，将定量质谱与传统蛋白质纯化相结合，以识别从粗细胞提取物中部分纯化的生物活性蛋白质。这种策略通常适用于由于丰度很低、活性不稳定或起始材料稀少而难以纯化到同质性的蛋白质。作为原理证明，我们使用此策略将小鼠蛋白E330016A19鉴定为合成cGAMP的酶。这一发现导致了cGAS的一个大家族的鉴定，该家族从鱼类到人类都是保守的，正式证明脊椎动物含有进化上保守的酶，可以合成环状二核苷酸，而这种二核苷酸以前只存在于细菌、古生菌和原生动物中(11–13). 霍乱弧菌可以通过其环化酶DncV（VC0179）合成cGAMP，该酶包含NTase结构域，但与哺乳动物cGAS缺乏显著的一级序列同源性(12).

我们的结果不仅证明了cGAS是一种触发I型干扰素途径的细胞溶质DNA传感器，还揭示了一种新的免疫信号机制，其中cGAS产生第二信使cGAMP，该信使与STING结合并激活STING(4)从而触发I型干扰素的产生。STING是首先进化来检测细菌中的环状二核苷酸，还是作为细胞溶质DNA反应机制的宿主内源性cGAMP，尚待确定。cGAS作为细胞溶质DNA传感器的部署大大扩展了宿主免疫系统检测到的微生物的储备。原则上，所有携带DNA进入宿主细胞质的微生物，如DNA病毒、细菌、寄生虫（如疟疾）和逆转录病毒（如HIV），都可能触发cGAS-STING途径(14,15). cGAS酶促合成cGAMP为强大而敏感的免疫反应提供了信号放大机制。然而，cGAS对宿主细胞质中自身DNA的检测也可能导致自身免疫性疾病，如系统性红斑狼疮、舍格伦综合征和艾卡迪·古提埃综合征(16–18).

据报道，其他几种DNA传感器，如DAI、IFI16和DDX41，可以诱导I型干扰素(19–21). DAI、IFI16或DDX41的过度表达不会导致cGAMP的产生。我们还发现，siRNA敲低DDX41和p204（IFI16的小鼠同源物）并不能抑制HT-DNA转染L929细胞中cGAMP活性的产生(图S7). 然而，不同的细胞类型中可能存在不同的DNA传感器。与其他假定的DNA传感器和大多数模式识别受体（如TLR）不同，cGAS是一种环化酶，可能更容易被小分子化合物抑制。这些抑制剂可能被开发成治疗人类自身免疫性疾病的药物。

补充材料

致谢

参考文献和注释