作为研究急性和持续病毒感染的易控制模型系统，沙粒病毒值得高度关注(28,51)作为临床上重要的人类病原体，包括几种严重出血热的病原体，主要是拉沙热病毒（LFV）(8,14). 此外，在病毒免疫学和发病学领域，原型沙粒病毒淋巴细胞脉络膜脑膜炎病毒（LCMV）已被证明是一种罗塞塔病毒(28,51).
LCMV是一种带有二分RNA基因组的包膜病毒(8,25). 每个片段，命名为L（约7.2 kb）和S（约3.4 kb），使用双向编码策略表达两种病毒基因产物。S RNA指导核蛋白NP和糖蛋白前体GPC的合成。NP是最丰富的病毒蛋白，它包含病毒基因组和抗原复制中间产物。GPC被细胞枯草酶S1P翻译后裂解为成熟的病毒糖蛋白GP-1和GP-2(5,34). 非共价相关的GP-1/GP-2复合物构成病毒包膜上的尖峰并介导病毒与宿主细胞受体的相互作用(20). L段编码病毒RNA-依赖性RNA聚合酶（L）和一种称为Z的小（11-kDa）环指蛋白，其功能与许多负链RNA病毒中发现的基质蛋白类似(32,42). 根据Z与几种宿主细胞蛋白的相互作用，已经提出Z在沙粒病毒生命周期中的其他作用(8,25)及其抑制病毒聚合酶介导的RNA合成的能力(17,25).
沙状病毒出血热的发病机制尚不清楚。感染LF的患者只产生很少或没有抗LFV免疫反应，而那些从LF病中恢复的患者则有证据表明T细胞和B细胞对LFV都有反应(18,24). LF患者组织的组织学检查显示细胞损伤最小，只有非常轻微的免疫细胞浸润(44). 这些发现表明，宿主无法产生有效的抗病毒免疫反应会导致LFV的发病率和致死率。因此，病毒血症的程度是LFV感染结果的良好预测因子(18).
适应性免疫反应为宿主提供了强大的长期抗病毒防御，但在数天或数周内不会达到完全疗效。相反，感染后，宿主的先天反应会很快激发出来，为宿主提供早期保护，并严重影响随后的适应性免疫反应(4). 宿主固有免疫反应的质量和数量与相应的病毒对抗活动之间的平衡往往会影响病毒的致病性。I型干扰素（IFN）在宿主对病毒感染的先天性和适应性免疫反应中发挥关键作用(7). I型干扰素的表达受包括干扰素调节因子3（IRF-3）在内的潜在转录因子控制。通过细胞“传感器”激活后，如Toll样受体或细胞质RNA解旋酶(49)，IRF-3磷酸化，发生同二聚体化和核移位(38). 一旦进入细胞核，IRF-3与IRF-3应答启动子和转录辅激活物组蛋白乙酰转移酶CBP/p300相互作用，导致IRF-应答基因的转录，并且IRF-3还与NF-κB和AP-1一起促进β-干扰素（IFN-β）的转录。病毒激活IκB激酶和激活IRF-3的TANK-binding激酶1的机制尚不清楚，但病毒感染期间产生的双链RNA（dsRNA）被认为是负责I型干扰素转录诱导的主要因素之一。最近，有人提出细胞质RNA解旋酶维甲酸诱导基因I（RIG-I）和黑色素分化相关基因5与病毒dsRNA结合，从而激活IRF-3激酶。RIG-I与dsRNA的结合刺激其ATP酶/解旋酶活性，导致其N-末端caspase募集域（CARD）暴露，该域招募其他细胞因子，包括IPS-1，也称为VISA、CARDIF和MAVS（线粒体抗病毒信号蛋白）(19,26,39,47)从而激活IRF-3激酶并产生IFN-α/β。分泌的干扰素-β与细胞表面受体结合，激活JAK/STAT信号通路，导致干扰素刺激基因（ISG）的转录激活，包括具有PKR和Mx等抗病毒活性的基因。许多病毒已经开发出通过抑制干扰素诱导、其信号传导或两者来对抗干扰素反应的机制(46). 在这里，我们表明，LCMV NP阻断了IRF-3的核转位和转录活性，从而导致对I型干扰素产生的强烈抑制。砂状病毒NP的这种干扰素抵抗活性可能导致宿主先天性抗病毒反应无法控制致病性砂状病毒的增殖。
材料和方法
细胞和病毒。
BHK-21、293T和Vero细胞保存在添加10%胎牛血清和青霉素/链霉素的Dulbecco改良Eagle培养基中。A549细胞和A549/LCMV-Pi细胞（持续感染LCMV的A549细胞）保存在含有10%胎牛血清和青霉素/链霉素的Dulbecco改良Eagle培养基中。如上所述，通过Vero细胞上的斑块测定法测定LCMV滴度(10). 将表达绿色荧光蛋白（GFP）（NDV-GFP）的仙台病毒（SeV）和新城疫病毒（NDV）在10天龄的胚胎蛋中培养(三,31). 表达GFP（VSV-GFP）的水泡性口炎病毒（VSV）在BHK-21细胞中生长(41).
质粒。
pHISG54-GFP/CAT、pIFNβ-GFP/CAT、pHISG54-RFP/CAT和pIFN？RFP/CAT表达绿色荧光蛋白或单体红色荧光蛋白（RFP）cDNA(9)在干扰素刺激基因54（ISG54）或干扰素β启动子的控制下融合到氯霉素乙酰转移酶（CAT）。这些质粒是通过在pHISG54-CAT的CAT开放阅读框上游引入GFP或RFP开放阅读框获得的(6)或pIFNβ-CAT(45). p55C1B FF已在前面进行了描述(48). 质粒pC-L、pC-NP、pC-Z和pC-GP分别表达LCMV-ARM的聚合酶（L）、核蛋白（NP）、Z和糖蛋白（GP）(32). pEGFP-C1-hIRF3和pCAGG萤火虫荧光素酶表达质粒已在前面描述过(2). pC-IRF3（DN）表达一种显性负形式的IRF-3（ΔN IRF-3），对应于PCR产生的133个残基的N末端截断，以pCAGs IRF-3为模板(2). 表达A/PR/8/34流感病毒NS1的质粒(三)和尼帕病毒W(31)前面已经描述过。
LCMV和利巴韦林治疗A549细胞持续感染。
为了生成A549/LCMV-Pi细胞，我们用LCMV-ARM感染A549细胞（感染多重性[MOI]为0.1）。在感染后72小时（p.i.），我们传代细胞以产生A549/LCMV-Pi p1。经过两次额外的传代后，A549/LCMV-Pi p3含有大多数表达病毒抗原（>95%）的细胞，如免疫荧光（IF）所示，并含有感染性病毒（>90%），如感染中心分析所示(11). 如前所述，通过利巴韦林（RB）治疗A549/LCMV Pi细胞，治愈LCMV感染(10,36).
定量逆转录PCR（qRT-PCR）分析。
在感染后24小时或干扰素治疗后24小时，按照制造商的条件（Invitrogen），用TRIzol从A549细胞或A549/LCMV-Pi细胞中分离出RNA。RNA（100 ng）用于通过使用特定引物测量MxA、IFN-β、IFI56和肌动蛋白的mRNA水平（见图图例）。)如前所述，ABI7900 HT仪器中的SYBR绿色(50).
在A549/LCMV-Pi细胞中，抑制了SeV介导的ISRE启动子激活以及IFN和ISG的诱导，但不抑制IFN-β诱导的抗病毒状态。（A） 用1μg ISRE-CAT报告质粒（+）转染A549和A549/LCMV-Pi细胞。转染后，细胞被模拟感染（−）或感染SeV（+）。20小时后，准备细胞裂解物进行CAT分析。（B，C）A549、A549/LCMV-Pi和RB处理的A549/LCMV-Pi细胞被模拟感染（−）或感染SeV（+）。在24小时p.i.时，分离总RNA，并使用特定引物（如下所示）进行定量RT-PCR，以确定IFN-βmRNA（B）以及MxA、IFI56K和RIG-i mRNA（C）的水平。（D） LCMV在A549细胞中的持续存在并不能阻止I型干扰素诱导的抗病毒状态。用人干扰素β（huIFNβ）（0、10、100和1000 U/ml）处理A549和A549/LCMV-Pi细胞。干扰素治疗后24小时，分离总RNA，并通过qRT-PCR测定MxA和IFI56K的mRNA水平。RT是用随机六聚体作为引物进行的。用于qPCR的基因特异性引物如下：IFN-β（sense，5′-GTCAGAGTGGAATCCTAAG-3′；antisense，5′-ACAGCATCTGCTGGTTGAAG-3′）；Mx1（正，5′-CGTGTGATTGAGAAGAGAGAGA-3′；反，5′-TGCAGAGGAGCGATTCGTG-3′）；RIG-I（正义，5′-AAGCCTTGGCATGTTACAC-3′；反义，5′-GGCTTGGATGGTGGTTACT-3′）；IFI56K（正义，5′-TCGGAAAGGCATGATC-3′；反义，5′-GACCTGTCTCACAGAGTC-3′）；和肌动蛋白（有义，5′-ACTGGAACGGTGAAGGTGAC-3′；反义，5′-GTGACTTGGGAGAGACTG-3′）。
免疫荧光。
SeV感染细胞固定在2.5%甲醛中，并用0.1%NP-40渗透。用SeV单克隆抗体11F3和5F5（1μg/ml）（C.Lopez提供）培养细胞1 h，然后用异硫氰酸荧光素（FITC）结合抗鼠抗体（DAKO实验室）（1%牛血清白蛋白中的1:100）培养30 min。如前所述，使用LCMV的豚鼠血清通过IF检测LCMV抗原(7). 使用Mowiol安装样品并通过荧光显微镜进行分析，使用Adobe Photoshop和Canvas软件对图像进行数字化。
干扰素信号抑制剂NDV-GFP检测。
使用Lipofectamine（LF）2000（Invitrogen）转染Vero细胞2μg所示表达质粒。14小时后，用人IFN-β（Calbiochem）处理细胞（1000 IU/ml）24小时，然后用NDV-GFP（MOI为2）感染，16小时后，通过荧光显微镜检查GFP的表达(27).
IRF-3的核转位。
使用LF 2000将1μg pEGFP-C1-hIRF3（1μg）和所示表达质粒（每个2μg）转染Vero细胞(2). 14小时后，用磷酸盐缓冲盐水冲洗细胞两次，并在37°C下感染SeV 1小时。去除病毒接种物后，添加新鲜培养基，并在12~16 h p.i.通过表观荧光观察IRF-3的核转位。
报告者分析。
用磷酸钙与0.5μg GFP/CAT或RFP/CAT报告质粒和4μg指示表达质粒以及荧光素酶表达质粒（1μg）共同转染293T细胞。14小时后，用磷酸盐缓冲盐水清洗细胞并感染SeV。在p.i.24小时，通过外荧光检测GFP或RFP的表达，并制备细胞裂解物用于荧光素酶和CAT分析。CAT活性使用荧光素酶值进行标准化。使用相同的方案用IRF3启动子报告质粒p55C1B-FF转染293T细胞，但使用编码雷尼利亚猴病毒40启动子下的萤光素酶。对于A549细胞的报告分析，使用Amaxa核感染技术进行转染。A549电池（106将100μl溶液T（核感染试剂盒）中的细胞与质粒DNA（2μg）混合，并在Amaxa nucleofector装置中使用程序A-31进行核感染。
NDV-GFP和VSV-GFP生物测定。
将来自转染或病毒感染细胞或转染和感染病毒的细胞的上清液在紫外线下灭活10分钟，然后添加到新鲜的Vero细胞中。16小时后，细胞被NDV-GFP（MOI of 2）或VSV-GFP感染，并且在24小时p.i.时，用表观荧光监测GFP的表达。作为阳性对照，我们使用经指定量IFN-β处理的Vero细胞。在对照实验中，通过检测羊抗人干扰素-β多克隆抗体（生物医药实验室）（稀释度为1/100）的效果来验证该分析。
结果
LCMV感染对脂质体介导DNA转染诱导的细胞抗病毒状态的影响。
为了研究LCMV是否能抑制I型干扰素应答，我们利用基于脂质体/DNA转染（Tx）能力的NDV-GFP互补分析，在多个细胞系中诱导强大的干扰素介导的抗病毒状态，阻止NDV-GFPs的复制(30,31). 在这些研究中，我们使用来自人类肺腺癌的A549细胞，因为这些细胞广泛用于研究病毒-IFN相互作用和支持长期LCMV持续感染（A549/LCMV-Pi）（图。). 非转染和LF/DNA转染的A549/LCMV-Pi细胞支持同样高水平的NDV-GFP增殖（图。)正如预测的那样，A549细胞的LF/DNA转染诱导了一种抗病毒状态，阻止了NDV-GFP的复制（图。). 这表明LF/DNA转染诱导的I型干扰素应答在A549/LCMV-Pi细胞中被阻断。因此，用来自LF/DNA转染A549细胞的组织培养上清液（TCS）处理Vero细胞可诱导抑制VSV-GFP复制的抗病毒状态（图。). 相反，用来自转染A549/LCMV-Pi细胞或非转染A549或A549/LCMV-Pi的TCS处理Vero细胞并没有抑制VSV-GFP的增殖（图。). 羊血清对人干扰素-β的处理消除了与转染A549细胞的TCS相关的VSV抑制活性（未显示）。此外，A549/LCMV Pi细胞通过利巴韦林处理治愈LCMV（图。，面板i）恢复了对LF/DNA转染产生抗病毒状态的能力（图。，面板ii）。
在A549/LCMV-Pi细胞中，I型干扰素的诱导受到抑制。（A） LCMV在A549细胞中的持久性。用LCMV感染A549细胞（MOI为0.1），72小时后传代细胞建立持续感染株（A549/LCMV-Pi）。（i） 分别用IF和感染中心试验评估A549/LCMV-Pi细胞中表达病毒抗原和携带感染病毒的细胞数量。如前所述，确定了感染中心（IC）的百分比(11). （ii）使用NP探针检测S RNA（复制）和NP mRNA（转录），通过Northern印迹法测定病毒RNA水平。MB，亚甲蓝染色检测28S rRNA。（B）用2μg空pC质粒模拟转染A549或A549/LCMV-Pi细胞（Tx−）或转染（Tx+）(2,32). 转染后2小时，细胞感染NDV-GFP（MOI of 2）（+），并在24小时p.i.时评估GFP表达。作为对照，A549细胞用500 IU/ml人干扰素β（huIFNβ）（+）处理。（C） 用来自A549细胞或用空质粒模拟转染或转染的A549/LCMV-Pi细胞的TCS处理Vero细胞（12小时）。处理过的Vero细胞被表达GFP的VSV感染（MOI为1）。用人干扰素-β处理A549细胞的TCS作为对照。稀释，稀释。（D） LCMV感染治愈的细胞恢复了其产生I型IFN的能力，以应对LF介导的DNA转染。（i） RB治疗治愈LCMV感染的细胞特征。Ag+，抗原阳性。（ii）用空质粒模拟转染或转染A549、A549/LCMV-Pi和RB处理的A549/LCMV-Pi。转染16小时后，细胞感染NDV-GFP（MOI of 2），GFP表达在未感染的24小时p.i.UNF测定。
LCMV持续存在对SeV介导的ISRE启动子激活和IFN-β和ISG mRNA生成的影响。
接下来我们研究了LCMV的持续存在是否干扰了由SeV感染引发的IFN-β的产生。为此，我们使用了一种不诱导IFN应答的核感染方案，用质粒pHISG54-CAT转染A549和A549/LCMV-Pi细胞。在转染后24小时，我们用SeV感染细胞，使IRF-3活化，随后诱导I型干扰素反应元件（ISRE）启动子，并在24小时p.I.制备细胞裂解物，用于CAT活性。SeV介导的ISRE启动子激活在A549/LCMV-Pi细胞中被阻断（图。). A549和A549/LCMV-Pi细胞对SeV感染同样敏感（数据未显示），这表明ISRE启动子的抑制不是由于A549/LMMV-Pi中SeV复制水平的降低。
接下来，我们使用qRT-PCR测定干扰素βmRNA水平（图。)和ISG MxA、IFI56K和RIG-I（图。)SeV感染A549和A549/LCMV-Pi细胞。正如预测的那样，SeV感染的A549细胞显示这些mRNA上调。相反，在A549/LCMV-Pi细胞中，这些mRNA的诱导作用显著降低，而在RB治疗LCMV治愈的A549/LCMV-Pi细胞内，ISG的SeV诱导作用恢复到正常水平。暴露于外源性IFN-β的A549/LCMV-Pi细胞MxA和IFI56K mRNA水平增加（图。)，表明LCMV持续存在并不能阻止I型IFN信号传导，而是阻断了对感染的内源性IFN-β的产生。
单个LCMV多肽对SeV诱导的IFN-β和ISRE启动子激活的影响。
为了确定特定的LCMV基因产物是否抑制A549/LCMV-Pi细胞中IFN-β的产生，我们将分别表达LCMV蛋白的质粒与pIFNβ-GFP/CAT或pHISG54-GFP/CAT报告质粒一起转染293T细胞。使用CaPO进行转染4不会诱导IFN-β的产生和随后的抗病毒状态(23). 我们使用A型流感病毒NS1的转染作为基因的控制，该基因可有效抑制这两个启动子的激活。转染后24小时，细胞被模拟或SeV感染，在24小时p.i.时，分析细胞CAT活性（图。)和通过落射荧光的GFP表达（图。). 用表达LCMV Z、GP或L蛋白的pC质粒转染的细胞没有阻断SeV介导的IFN-β或ISRE启动子的激活。相反，LCMV-NP蛋白的表达将这两个启动子的激活阻断到与A型流感病毒NS1蛋白相似的水平。我们通过Western blotting证实了LCMV Z、GP和L蛋白的表达和功能，并在LCMV小基因组拯救试验中产生病毒样颗粒(32)（未显示）。
LCMV NP抑制SeV介导的IFN-β、ISRE和IRF启动子的激活。细胞（293T）与0.5μg不同报告质粒和4μg指示的LCMV表达质粒共转染（+），24 h后，细胞模拟感染（-）或感染SeV（+）。每天24小时测定CAT（A和B）、荧光素酶（C）和GFP（D和E）的表达。
LCMV-NP和NS1以及IRF-3的显性阴性形式，在IRF-3依赖启动子（p55C1B-FF luc）下对荧光素酶报告基因的表达表现出类似的抑制活性（图。). 流感病毒NS1和LCMV NP不抑制SeV增殖（数据未显示）。这些数据揭示了NP是LCMV感染细胞中负责IFN拮抗活性的唯一病毒基因产物，并表明LCMV-NP可以特异性抑制IRF-3依赖性转录。
LCMV-NP对SeV诱导的IFN-β生成的影响。
为了检测LCMV NP对内源性IFN-β转录激活的影响，我们用pIFNβ-RFP/CAT或pHISG54-RFP/CAT单独或与pC-NP或pC-NS1一起转染293T细胞。20小时后，细胞被SeV感染，在24小时p.i.时，分析细胞的RFP和CAT表达（图。分别）。LCMV NP和流感病毒NS1基因产物以类似的效率抑制RFP和CAT的表达。与报告基因表达结果一致，与SeV感染和模拟转染细胞相比，来自感染SeV并转染NS1或NP的细胞的TCS显著降低了IFN水平，这是由它们对Vero细胞中NDV-GFP生物测定的各自影响决定的（图。). 用羊抗人干扰素-β多克隆血清孵育，消除了用空质粒转染细胞和SeV感染细胞进行TCS NDV-GFP生物测定的抑制活性（数据未显示）。总之，这些发现表明，LCMV-NP抑制了细胞产生IFN-β以应对SeV感染。
在LCMV-NP转染细胞中，SeV介导的IFN-β和ISRE启动子激活受到抑制。293T细胞转染如图图例所示。但使用在IFN-β（IFN-βmRFP-CAT）或ISRE（ISRE mRFP-CAT）启动子下与CAT融合的单体红色荧光蛋白。20小时后，细胞被模拟感染（−）或感染SeV（+），16小时后，通过荧光和CAT分析评估报告启动子的激活。（A） 用表观荧光显微镜检测单体RFP的表达。（B） 与用空（E）对照质粒转染的未感染细胞的值相比，正常CAT表达水平显示为诱导的变化。
NDV-GFP生物测定。来自转染和感染的293T细胞的上清液如图所示。用紫外线处理并添加到新鲜Vero细胞中。16小时后，细胞感染NDV-GFP（MOI为2），在24小时p.i.时，通过外荧光检测GFP的表达。
LCMV-NP对IRF-3核转位的影响。
核移位是IRF-3激活的标志。因此，我们使用GFP标记的IRF-3表达质粒检测了LCMV-NP阻止IRF-3核活化的能力。我们将GFP标记的hIRF-3与空质粒或表达LCMV NP、L、GP或Z蛋白的质粒一起转染Vero细胞。转染24小时后，用SeV感染细胞，14小时后通过荧光显微镜检查GFP-IRF-3亚细胞定位。用空质粒转染细胞并感染SeV，而非模拟感染对照，显示GFP标记的IRF-3的核定位。同样，转染LCMV L、Z或GP蛋白质粒的细胞在SeV感染时表现出IRF-3核定位。相反，转染LCMV-NP或流感病毒NS1的细胞对SeV感染的IRF-3核转位表现出严重抑制（图。). SeV诱导的IRF-3核转位在A549/LCMV-Pi细胞中也受到抑制，但在A549对照细胞中没有受到抑制（图。).
在LCMV-PI和LCMV-NP转染细胞中IRF-3的核转位均受到抑制。（A） 用GFP标记的IRF-3（1μg）和4μg所示的LCMV表达质粒共同转染Vero细胞。20小时后，细胞被模拟感染或感染SeV，并于16h p.i.通过表观荧光评估GFP标记的IRF-3的核移位。（B） 用GFP标记的IRF-3转染LCMV持续感染细胞（LCMV-Pi）和对照Vero细胞，24h后，细胞模拟感染或感染SeV。在第16小时，我们确定了在模拟感染或LCMV Pi-Vero细胞中显示GFP-IRF3核易位的细胞的百分比，这些细胞也被模拟感染或被SeV感染。
LCMV基因产物对干扰素诱导的抗病毒状态的影响。
为了检测LCMV蛋白是否也可以阻止细胞暴露于IFN诱导的抗病毒状态，我们用表达LCMV基因产物的质粒转染Vero细胞，并检测它们对IFN治疗诱导的抗毒状态的影响（图。). 我们选择Vero细胞进行这项检测，因为它们不产生干扰素，但对外源性添加的I型干扰素保持功能性反应。对于对照组，我们转染了著名的干扰素信号拮抗剂Nipah W(40). 转染后24小时，用人干扰素-β处理细胞，12小时后，用NDV-GFP感染细胞。用荧光显微镜监测NDV-GFP的复制。抑制IFN信号传导的蛋白质，如Nipah W，促进转染细胞中对IFN敏感的NDV-GFP的复制。根据GFP表达评估，未经干扰素处理的细胞表现出NDV高增殖水平。感染前用干扰素处理未转染细胞或空质粒转染细胞，可完全抑制NDV复制。与之前的数据一致，表达Nipah W的细胞促进了NDV-GFP的复制，而不考虑干扰素的治疗。在转染每个LCMV基因产物L、NP、GP或Z的细胞中，NDV-GFP复制受到抑制。这些结果与我们的观察结果相关，即A549/LCMV-Pi细胞在用人干扰素-β治疗后无法抑制抗病毒状态（数据未显示）。总之，这些发现表明，在所测定的实验条件下，LCMV个体基因产物中没有一种能对抗I型IFN信号传导，从而建立抗病毒细胞状态。
LCMV蛋白的表达不能阻止干扰素诱导的抗病毒状态。用2μg所示表达质粒转染Vero细胞，24小时后，用人干扰素-β（1000 U/ml）处理细胞。干扰素治疗后24小时，细胞感染NDV-GFP。使用阴性对照品（空质粒）和阳性对照品（Nipah W）验证该分析。其他对照包括未经人干扰素β（1000 U/ml）处理（−IFN）或预处理（+IFN）的Vero细胞（顶面板）。−Tx，未转染细胞。
讨论
我们在这里首次记录了一种竞技场病毒干扰素拮抗剂。LCMV感染会损害细胞诱导IFN-β启动子转录激活的能力，以应对LF/DNA转染或SeV感染。这导致干扰素-β分泌水平显著降低，随后ISG转录激活水平降低。这种对干扰素-β诱导的抑制是由病毒NP介导的（图。,、和)阻断了SeV诱导的IRF-3激活（图。). IRF-3是诱导I型IFN的关键转录因子，因此NP介导的IRF-3激活抑制可能干扰LCMV感染细胞中IFN-β启动子的激活。与NP介导的IRF-3激活抑制相一致，NP导致其他几个IRF-3诱导启动子的转录抑制（图。).
多种病毒，包括RNA和DNA病毒，表达靶向IRF-3的基因产物，以抑制受感染细胞产生IFN(15). 通过靶向IRF-3激活下游的步骤以及IRF-3磷酸化上游的激活物，可以实现对IRF-3的病毒抑制。例如，博尔纳病病毒的P蛋白通过上游激酶TANK-binding激酶1抑制IRF-3磷酸化(43). 同样，据报道，丙型肝炎病毒和副粘病毒分别在上游激活物IPS-1和黑素体分化相关基因5水平上抑制IRF-3激酶的激活(13,35). 病毒用于对抗IRF-3激活的过多策略可能反映了IRF-3在宿主对病毒的先天反应中的关键作用。我们现在将这一概念扩展到了沙粒病毒。需要进行额外的研究，以确定LCMV NP抑制IRF-3激活的水平。然而，在存在LCMV NP的情况下，IRF-3核转位的缺失表明与IRF-3磷酸化相关的上游过程受到抑制。据我们所知，这是第一例来自具有IRF-3抑制特性的负链RNA病毒的病毒核蛋白。这一观察结果与其他负链RNA病毒（如麻疹病毒和VSV）的核糖核蛋白复合物相关的IRF-3激活特性形成对比(38,41).
LCMV感染小鼠早期强烈诱导I型干扰素(21,33). 然而，这种反应被认为主要由宿主生物学固有的机制驱动，而LCMV似乎是I型干扰素的不良直接诱导剂。后者可能与病毒选择性抑制某些干扰素信号通路的能力有关，包括在多聚体（IC）攻击下依赖IRF-3的I型干扰素的产生(12). 我们已经获得了LCMV感染小鼠在多聚体（IC）刺激后I型干扰素生成受损的初步证据，这与我们的数据一致，该数据显示了强烈的NP介导的IRF-3激活抑制（图。). 重要的是要确定NP是否来自沙粒病毒科它们抑制I型干扰素诱导的能力不同，这种差异是否与毒力有关。在这方面，LFV，而不是致病性较低的Mopeia病毒，被证明是I型干扰素和细胞因子生成的有效抑制剂(1,22,29). 抑制I型干扰素诱导可能不仅对病毒逃避固有免疫反应，而且对调节宿主适应性免疫的质量和数量具有重要影响(16). 对LCMV NP干扰素拮抗活性的机制的详细了解将有助于更好地了解沙型病毒感染的致病性和免疫原性。我们最近记录了完全从克隆cDNA中拯救感染性LCMV的反向遗传学程序的建立(37). 这一进展将有助于产生重组LCMV，以在急性和持续LCMV感染的自然过程中检查NP的IFN对抗活性的生物学意义。从这些研究中获得的知识可能会揭示关于沙粒病毒毒力的新见解，并可能为产生高度减毒的沙粒病毒开辟新途径，这些病毒可被视为疫苗候选。
