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调解人激怒。2010; 2010: 436145.
2010年12月21日在线发布。 数字对象标识：10.1155/2010/436145
预防性维修识别码：项目经理3010695
PMID：21197406

肝脏缺血储存过程中危险信号的释放：器官损伤的潜在标志？

刘安定,1, 2, 3,, 郝金,1, 3, 奥拉夫·迪尔希,4 邓美红,三 海黄,三 玛蒂娜·布罗克尔-普莱斯,5和乌塔·达曼1, 3, *
作者信息 文章注释 版权和许可信息 PMC免责声明

摘要

移植肝在植入前由于缺血和操作而不可避免地受到损伤。高迁移率族蛋白B1（HMGB1）和巨噬细胞迁移抑制因子（MIF）等危险信号在免疫应答中起着关键作用。我们描述了它们在冷/热缺血和额外操作诱导的机械损伤期间释放到流出物中的动力学。此外，我们还评估了HMGB1/MIF的释放与缺血性/机械损伤之间的关系。随着缺血时间的延长，流出液中的肝酶和蛋白质增加。HMGB1/MIF-释放与肝细胞损伤程度相关。随着缺血时间的延长和损伤程度的增加，HMGB1从细胞核转移到细胞质，弱核染色和强细胞质染色均显示HMGB1的转运。HMGB1早期易位到细胞质，危险信号早期释放到流出物中，表明机械损伤加剧了肝脏损伤。我们的结果表明，HMGB1和MIF的测定反映了缺血损伤的程度。此外，HMGB1和MIF在检测手术操作过程中对器官移植造成的额外机械损伤方面比肝酶更敏感。

1.简介

术语“移植损伤”描述了在移植过程中对移植物造成的所有损伤事件的组合。外植体损伤与器官操作过程中的机械应力程度有关，并且在一定程度上是从供体器官中取出器官时不可避免的。机械应力可能因外科医生和患者而异。缺血损伤是由缺血和冷缺血共同引起的。器官植入过程中发生再灌注损伤和主要的机械植入损伤。

细胞受损导致死亡细胞或活化免疫细胞释放危险信号[1]. 危险信号将损伤转化为分子事件，从而触发先天性和适应性免疫反应[1,2].

任何对身体造成伤害的东西都是有害的。这是1994年Matzinger提出的免疫学危险模型的基本思想[三]. 根据免疫学中的危险模型，只有被受损细胞发出的细胞警报信号激活的抗原提呈细胞才能在生物体内启动免疫反应[4,5]. 报警信号，如热休克蛋白70[6]和高迁移率族蛋白1（HMGB1）是内源性危险信号[7,8]. 损伤相关分子模式（DAMP）的危险信号[9]. DAMP由模式识别受体检测，协调炎症和免疫反应[10,11]. 危险信号在评估肝移植损伤中的作用尚不清楚。移植前危险信号的量化，如HMGB1和巨噬细胞移动抑制因子（MIF），可能有助于量化植入前器官损伤，并可作为器官质量的指标，尤其是边缘移植。

2.材料和方法

2.1. 实验设计

实验旨在研究热缺血和冷缺血以及机械损伤对细胞内定位以及损伤标记物HMGB1和MIF在盐水中释放的影响。将肝脏存放在37°C时会导致热缺血损伤。将肝脏存放在4°C下，可导致冷缺血损伤。在肝移植上施加重物会造成额外的机械损伤。使用两种大鼠菌株来测试释放是否与菌株无关(表1).

表1

群体分布。

损坏类型应变观测间隔时间观察时间废水肝脏组织
CI公司刘易斯(n个= 6)1小时24小时HMGB1；最低工资组织学
M+CI公司刘易斯(n个= 6)1小时24小时AST；中高音HMGB1国际卫生标准
威斯康星州刘易斯(n个= 6)0.5小时6小时
M+CI公司刘易斯(n个= 6)0.5小时6小时
CI公司BN编号(n个= 6)1小时24小时

CI，冷缺血；WI，热缺血；M、 机械应力；HMGB1，高迁移率组盒-1；巨噬细胞移动抑制因子；IHC、免疫组织化学；天冬氨酸转氨酶；丙氨酸转氨酶。

2.2. 动物

本研究中使用了近交雄性Lewis和BN大鼠（埃森大学医院中心动物设施），体重约为300-350克。所有动物都被安置在标准的动物护理条件下，可以自由饮水和吃老鼠。所有程序均按照德国动物福利法执行。动物实验由Bezirksregierung Düsseldorf批准。

2.3. 外科手术

手术是在异氟醚（美国圣路易斯Sigma-Aldrich）吸入麻醉下进行的（异氟醚浓度3%，氧气流量0.5 l/min）。用横切口打开腹部后，肝脏从韧带中脱离，并用冷盐水冲洗。

在机械应力组中，在肝脏原位移植之前，通过在肝脏上反复（10次）放置100 g金属重量1 min，使肝脏承受机械应力。

分别用12G和14G导管对肝下腔静脉和门静脉进行插管。将插管肝脏置于培养箱（37°C）或冰箱（4°C）中。在规定的时间间隔（温缺血30分钟，冷缺血1小时），用生理盐水（4°C）在10 cm h的恒定压力下冲洗肝脏2O通过门静脉，从肝下腔静脉收集1.5 ml流出物。收集后立即将蛋白酶抑制剂（1 ug/ml抑肽酶、1 ug/ml亮氨酸蛋白酶、1 ug-ml胃蛋白酶抑制素、1 mM PMSF 1 mM NaF 1 mM Na3VO4）（美国圣路易斯Sigma-Aldrich）添加到流出物样品中。随后对样品进行离心分离以去除红细胞。

2.4. 肝脏损伤评估

为了评估冷缺血或热缺血后的肝细胞损伤，使用自动化学分析仪（拜耳；德国勒沃库森）测量流出物中的天冬氨酸氨基转移酶（AST）和丙氨酸转氨酶（ALT）。

2.5. 组织病理学

将肝组织固定在4.5%福尔马林缓冲液中至少24小时。使用标准技术进行石蜡包埋。章节（4μm） 切割并用苏木精-伊红染色。组织学评估侧重于细胞损伤的迹象，如空泡化、细胞分离、细胞肿胀和坏死。

2.6. 凝胶电泳和Western印迹

流出物样品在1x负载缓冲液（0.06 M Tris-HCl、5%SDS、0.3%溴酚蓝、10%甘油和0.1 M二硫苏糖醇）中煮沸10 min，并在1.5 mm 12%的小凝胶上通过SDS-PAGE分离。使用罐式转移装置（美国旧金山霍夫）将蛋白质转移至聚偏二氟乙烯（PVDF）膜（英国白金汉郡GE Healthcare）。在室温下，用5%的牛奶溶液（5%脱脂奶粉，0.1%吐温20）封闭膜1小时。初级抗体（抗HMGB1多克隆抗体，1:1000，Abcam，剑桥，英国；在室温下将抗MIF多克隆抗体1:3000（英国剑桥Abcam）添加到膜中1小时。用与辣根过氧化物酶结合的次级山羊抗兔或驴抗血清抗体（英国剑桥Abcam）探测膜。使用Lumi-Light Western印迹底物（德国曼海姆罗氏应用科学公司）和高灵敏度胶片（英国白金汉郡GE Healthcare公司）进行检测。使用扫描仪（日本长野爱普生V750）对胶片进行数字化。使用图像J 1.40 G（NIH，贝塞斯达，美国）定量带密度。使用重组HMGB1（Sigma-Aldrich，St.Louis，USA）生成涵盖0至2000 ng/ml范围的标准曲线，以计算废水中HMGB1的浓度。相反，由于没有纯化的重组MIF，MIF的定量结果以任意单位表示。

2.7. 银色染色

电泳后，丙烯酰胺凝胶在固定缓冲液中培养1h（40%乙醇，10%乙酸）。随后，将凝胶浸入5%乙醇-5%乙酸溶液中过夜。然后将凝胶在蒸馏水中漂洗5分钟，并在室温下在10%戊二醛溶液（美国圣路易斯Sigma-Aldrich）中浸泡30分钟。用去离子水清洗以去除戊二醛。凝胶在新制备的0.1%氨化硝酸银溶液（德国达姆施塔特默克）中培养30分钟。培养后，再次在蒸馏水中短暂清洗凝胶，然后在显影液缓冲液（0.01%甲醛和0.01%柠檬酸）中培养5到10分钟min。向凝胶中添加5%乙酸溶液，停止反应。

2.8. 免疫组织化学染色

对于HMGB1的免疫组织化学检测，在水浴中使用柠檬酸-EDTA缓冲液（10 mM柠檬酸，2 mM EDTA，0.05%吐温20，pH 6.2）在100°C下进行抗原回收20分钟。使用100 ul无血清阻断缓冲液（丹麦格洛斯特鲁普达科）阻断非特异性蛋白结合。用PBS冲洗玻片3次。切片在室温下用稀释（1/500）的多克隆兔抗HMGB1抗体（英国剑桥Abcam）孵育1小时。用PBS冲洗载玻片，并使用PowerVision goat anti-Rabbit-AP（ImmunoLogic，Duiven，Netherlands）进行检测，使用Fast-Red（Dako，Glostrup，Denmark）作为底物。切片用苏木精复染5分钟。使用安装在显微镜上的数码相机（日本东京奥林巴斯）以200倍的放大倍数记录染色过程。三张图片——每个小叶区一张[12]-随机抽取标本进行HMGB1染色分析。计算了在拍摄的三张照片（800-1000个细胞）中，仅细胞核HMGB1染色和细胞质HMGB1染色的肝细胞占肝细胞总数的百分比。

2.9. 统计分析

数据表示为平均值±标准偏差。通过单向方差分析评估各组之间的差异显著性。用Spearman秩相关检验二元相关性。所有测试均使用SigmaStat v3.5（Systat-Software，Erkrath，Germany）进行。A类P（P）-低于0.05的值被认为具有统计学意义。

3.结果

3.1. 流出物中的蛋白质随着缺血时间和机械应力的增加而增加

移植物的损伤导致一系列蛋白质的释放，如肝酶、危险信号等。流出物中的总蛋白质被作为反映蛋白质释放到缺血溶液中的参数，从而指示移植物的损伤。为了定性评估外植体和缺血损伤引起的流出物中蛋白质组成的变化，在流出物样品的凝胶电泳后进行银染色。冷/热缺血1/0.5小时后开始向流出物释放蛋白质，并随着缺血时间的增加而增加（图1（a）和1（c）). 在释放到流出物中的蛋白质阵列中，我们鉴定出一种分子量约为28-kDa的蛋白质，对应HMGB1的分子量，另一种蛋白质的分子量约13-kDa，对应MIF的分子量。我们通过免疫印迹证实，分子量与HMGB1和MIF相对应的条带对各自的抗体显示阳性信号。额外的机械损伤增强了蛋白质释放（图1（b）和1（d）). 从BN肝脏获得的流出物显示出与从Lewis肝脏获得的流出物相似的动力学和染色模式（数据未显示）。

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肝脏缺血储存期间蛋白质的释放。电泳后用银染法观察在24小时冷缺血或6小时热缺血后以规定间隔收集的流出物中蛋白质的释放。在热/冷缺血的前30/60分钟内，总蛋白浓度显著增加。箭头指示HMGB1和MIF的位置。（a） 冷缺血；（b） 机械应力加冷缺血；（c） 热缺血，（d）机械应力加热缺血。

3.2. 肝脏损伤随缺血时间和机械应激增加

为了确定肝细胞损伤程度与外植体和缺血时间的关系，测定了流出物中的AST和ALT。AST在移植后立即检测不到，并且在热缺血或冷缺血期间随着时间的推移逐渐增加（图2（a）和2（b）). 热/冷缺血0.5小时/2小时后，观察到肝酶适度释放（平均>10 U/L）。热/冷缺血1小时/13小时后出现大量释放（平均>100 U/L）。AST释放较早（0.5–1.5小时/1–12小时热/冷缺血），达到较高水平，但没有显著升高(P（P）>0.05）水平。ALT也得到了类似的结果，并且不受大鼠菌株的影响（数据未显示）。

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缺血储存期间的肝脏损伤。流出物中的肝酶随着热/冷缺血时间的延长而逐渐增加。平均总肝酶值较高，但不显著(P（P）>.05）（（a）和（b））。肝脏组织学检查证实了肝损伤（原始放大倍数为200倍）。肝细胞形态的渐进性变化，如细胞分离（D）、细胞质空泡化（V）和核固缩（P），随着缺血时间的延长而增加。（c） 0 h冷缺血（CI）肝组织；（d） 24小时CI肝组织。

肝脏组织学证实，肝脏损伤随着缺血时间的延长而增加。H&E染色显示早期肝形态正常（分别为0小时、4小时冷缺血、0小时、0小时热缺血）(图2（c）). 温/冷缺血1、8h后分别出现细胞质空泡化、肝细胞细胞核碎裂和肝细胞解离，并随着缺血时间的增加而显著。在热缺血1小时到6小时之间，观察到细胞形态的渐进性变化，如细胞肿胀、细胞质空泡化和核碎裂，当冷缺血时间从12小时延长到24小时时，也得到了类似的结果(图2（d）).

3.3. 长期冷/热缺血后肝细胞HMGB1染色模式的改变

免疫组织化学染色观察HMGB1仅在冷缺血和热缺血肝细胞中的细胞内分布（图3（a1）和3（a3）)以及其他机械伤害（图3（a2）和3（a4）). 分别计算核HMGB1染色和细胞质HMGB1着色的肝细胞百分比(图3（b）). 在正常肝脏（0小时）的肝细胞核中发现HMGB1的免疫反应性。单个肝细胞（约1%）呈细胞质染色。当热/冷缺血延长至2/8小时时，细胞质强（冷/热缺血>85%）、核染色弱或无核染色的细胞比例显著增加。当缺血时间进一步延长至热/冷缺血6/24小时时，几乎未检测到核染色（冷/热缺血<5%），仅检测到微弱或无细胞质染色。

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大鼠冷/热缺血后肝脏HMGB1表达的免疫组织化学分析。缺血和机械应力（a）会改变染色模式。（a1）冷缺血（CI），（a2）机械应力加冷缺血（M+CI）。细胞核和细胞质染色的肝细胞相对频率（b）。在正常肝脏中，只有单个肝细胞出现细胞质染色（<1%）。相对频率随缺血时间增加而增加，在热/冷缺血2h/8h（85%/95%）后达到峰值，此后持续下降。移植过程中对肝脏施加的机械应激增加HMGB1易位(P（P）<0.05与无机械应力组）。显示的数据代表了放大200倍后分析的所有组织样本*P（P）< .05.

3.4. HMGB1移位相关的机械应力

弱核染色和强细胞质染色显示HMGB1易位到细胞质的肝细胞百分比在机械应激后立即显著增加到约10%。与没有机械应力的肝脏相比，这种差异具有统计学意义(P（P）< .001). 非实质肝细胞在热/冷缺血的病理生理学中起着重要作用。活化的Kupffer细胞已被确定为HMGB1和MIF的关键来源。Kupffer细胞和窦状内皮细胞在移植后立即出现弱核染色和强细胞质染色(图4). 与肝细胞中的染色模式相反，血管内皮细胞和胆管上皮细胞中的染色模式保持不变。所有时间点的血管内皮细胞HMGB1均为阴性。在整个观察期的缺血过程中，胆道上皮细胞HMGB1呈强阳性(图4).

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HMGB1-非实质细胞中的染色模式。枯否细胞（KCs）核染色弱，细胞质染色强。血管内皮细胞（EC）HMGB1阴性，胆道上皮细胞（BC）在缺血过程中HMGB1强阳性（200x）。

3.5. HMGB1和MIF在污水中的释放取决于损害程度

为了确定HMGB1和MIF是否被释放并与肝细胞损伤相关，对缺血期间在规定时间点获得的流出物样品进行Western blot分析。早在10.8小时（8小时-12小时）冷缺血或1.9小时（1.5小时-2.5小时）热缺血时检测到HMGB1和MIF释放，并逐渐增加(图5（a）). 在外植体过程中，由于10分钟的重量应力引起的机械损伤，然后是热缺血或冷缺血，会显著增加HMGB1和MIF在流出物中的释放。使用图像J评估带密度，用ng/ml（HMGB1）或任意单位（MIF）表示(图5（b）). 在机械应激组中，热缺血0.96小时（0.75-1.5小时）或冷缺血6.50小时（5-8小时）后已检测到HMGB1，这明显早于仅受缺血损伤的组(P（P）= .0027,P（P）分别为.0020）。

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肝脏缺血储存期间危险信号的释放。用Western blot（a）对24或6小时半小时或每小时冲洗肝脏后的流出物进行HMGB1和MIF评估。Western blot检测HMGB1和MIF两种危险信号的释放。（a1）冷缺血；（a2）机械应力加冷缺血；（a3）热缺血；机械应力加热缺血。使用Image J程序评估带密度，并表示为ng/ml（HMBG1）或任意单位（MIF）（b）。与单纯缺血组相比，机械应激组和单纯缺血组的危险信号均明显提前释放(P（P）= .0027;P（P）分别为.002）。在早期时间点（冷/热缺血0.75-1.5小时/5-11小时），流出物中HMGB1和MIF的相对浓度也显著高于仅缺血组(*P（P）< .05).

在这些时间点（热/冷缺血0.75-1.5小时/5-11小时），流出物中HMGB1的相对浓度也显著高于仅缺血组(P（P）< .05). Western blot也检测到MIF的释放，其动力学与HMGB1的释放相似，并且在机械应力下释放的MIF明显高于仅缺血时的MIF。与单纯缺血组相比，额外的机械应力并没有导致肝酶释放到流出物中的显著增加(P（P）> .05).

HMGB1的类似释放模式也在移植的BN肝脏中观察到，这些肝脏经受了24小时的冷缺血。这些数据表明，HMGB1在肝脏缺血期间以应变依赖的方式释放（数据未显示）。

3.6. AST和ALT以及HMGB1和MIF显示类似的释放模式

我们确定了肝脏酶释放与缺血时间长度之间的相关性。为了确定这种相关性，使用了没有额外机械损伤的冷缺血和热缺血的数据。AST与冷缺血或热缺血时间呈正相关(第页= .9368,P（P）<0.0001和第页= .7810,P（P）分别为<0.0001。，（图6（a）和6（b）). 危险信号的释放与缺血时间之间的相关性评估显示，HMGB1和MIF向流出物中的释放与冷时间的长短具有中等相关性(第页= .8670,P（P）<0.0001和第页= .8630,P（P）分别为<0.0001）和温暖(第页= .8740,P（P）<0.0001和第页= .8194,P（P）分别为<0.0001。，数字6（c）和6（d）)缺血时间。

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流出物HMGB1和MIF与肝酶（AST）和缺血时间的相关性。流出物AST分别与冷缺血或热缺血时间（a）和（b）呈正相关(P（P）< .0001). 对于HMGB1，数值表示使用Image J程序（（c）和（d））的带密度，或数值表示重组标准物（e）量化的浓度。对于MIF，这些值表示使用Image J程序的频带密度。流出物HMGB1和MIF水平与缺血时间中度相关（（c）和（d）；P（P）<.0001）和流出物AST（（e）和（f）；P（P）< .0001).

分别计算HMGB1释放量与肝酶的相关性，出水HMGB1与出水AST中度相关(第页= .6657,P（P）< .0001) (图6（e）). MIF和AST释放也适度相关(第页= .4901,P（P）< .0001) (图6（f）). ALT也得到了类似的结果（数据未显示）。BN肝脏中HMGB1的释放与肝脏酶的释放中度相关（数据未显示）。

4.讨论

在之前的大鼠肝移植研究中，我们证明，当生理盐水中的冷缺血时间延长到10小时时，所有大鼠都在肝移植后48小时内死亡。一旦采用9小时的冷缺血时，近50%的大鼠死亡。移植物的冷缺血9小时以下与100%的存活率相关（提交发表的论文）。缺血9–10小时后，AST、ALT以及HMGB1、MIF显著增加，与导致动物存活率下降的移植物缺血时间相同。

临床和实验研究均观察到肝脏缺血损伤后HMGB1的释放。HMGB1与肝脏缺血/再灌注损伤有关[13]，肾脏[14]，心脏[15]和大脑[16]. Ilmakunnas等人是第一个评估危险信号HMGB1作为肝细胞损伤标志物的人。在他们的研究中，HMGB1在人类肝移植前的体循环中未检测到，峰值出现在门静脉脱脉后10分钟，与AST呈中度相关。他们得出结论，人类肝移植释放的HMGB1可以作为肝损伤的标志物[17]. Tsung在小鼠缺血/再灌注模型中观察到，肝脏热缺血60分钟后24小时内，HMGB1蛋白在肝脏中的表达增加[18]表明除细胞损伤相关释放外，HMGB1也在积极生成。

细胞外HMGB1是炎症介质[1,19–21]. 在HMGB1从细胞中释放出来之前，HMGB1会从细胞核转移到细胞质中。易位与乙酰化有关[22]，磷酸化[23]和甲基化[24]HMGB1标准。HMGB1一旦释放，就会通过其受体发挥生物效应。一些受体与HMGB1信号传导有关，包括晚期糖基化终产物受体（RAGE）和Toll样家族受体，如Toll样受体4（TLR4）；Toll样受体2（TLR2）和Toll样接收器9（TLR9）[25,26]. 这些受体的信号传导诱导免疫细胞产生和释放炎性细胞因子。在我们的研究中，我们发现HMGB1在长时间的热/冷缺血后从肝细胞中释放出来。HMGB1释放到细胞外空间可能由两种不同的机制控制[27]. 一种机制是积极的分泌过程。免疫细胞利用这种机制；HMGB1可由活化的巨噬细胞、NK细胞和成熟的髓样树突状细胞主动分泌[22,28,29]. 第二种机制是被动释放过程。HMGB1在细胞坏死时释放[30–35]. 在本研究中，HMGB1从肝细胞核转移到细胞质，也转移到细胞外间隙。HMGB1易位的动力学与器官移植的整体损伤平行，如肝脏损伤标记物（AST和ALT）的释放以及流出物中蛋白质的增加，如聚丙烯酰胺凝胶中的银染所示。在释放到废水中之前，可以看到细胞质体的移位。细胞质HMGB1损失与出水检测结果平行；HMGB1确实是由受损的肝细胞释放出来的，支持了这一假说。

临床和实验研究均观察到肝脏缺血损伤后MIF的释放。MIF是另一种众所周知的细胞因子，由免疫细胞释放，在炎症疾病中发挥重要作用[36–39]. 据报道，MIF在肝细胞中组成性表达[40]. 与大多数细胞因子不同，MIF储存在细胞内池中，并在从头合成蛋白质之前通过非传统的蛋白质分泌途径立即分泌[41]. 巨噬细胞在脂多糖（LPS）、肿瘤坏死因子α（TNF）刺激后释放MIF-α)或干扰素-γ（IFN-γ) [37,41]. 小鼠脓毒症模型组织和血清中MIF水平升高[37]感染性休克患者的血清也增加了[42]. 据报道，肝切除术后患者的血浆MIF显著升高，表明MIF在调节手术损伤后的全身炎症反应中起作用[43]. 越来越多的证据支持MIF参与炎症级联反应和缺血/再灌注损伤[44,45]. 据报道，肝脏I/R损伤导致MIF的表达[46]和抗MIF抗体在小鼠内毒素诱导的致命性肝衰竭模型中减轻肝损伤。在本研究中，持续的热/冷缺血后MIF的量显著增加。肝脏非实质细胞，包括枯否细胞和窦状内皮细胞，对缺血敏感。在冷缺血期间，肝脏中的MIF mRNA立即增加（数据不包括在内）。似乎MIF主要是从肝脏非实质细胞中主动释放的。

几篇临床和实验论文描述了机械创伤后HMGB1的释放。Peltz等人报告称，钝性或穿透性创伤患者的血浆HMGB1在1小时内显著升高，严重程度评分大于或等于15。受伤后2至6小时出现峰值[47]. 使用实验模型，Levy等人观察到，在小鼠骨折引起的外周损伤后1小时，血清中HMGB1升高[48].

MIF也可能是创伤所致损伤的重要细胞因子。Jeschke等人报道，在大鼠热创伤模型中，血清中MIF的数量显著增加[49]. MIF基因表达和蛋白水平在小鼠和犬急性肺损伤模型中显著增加。脓毒症所致急性肺损伤患者的血清MIF水平也显著升高[50]. 先天性心脏病手术患儿血浆MIF显著升高[51]. 我们发现，无论是在冷缺血组还是热缺血组，额外的机械应力都会进一步促进其释放。

与肝酶相比，HMGB1和MIF在肝移植和移植物缺血后早期释放。在此期间，未观察到AST和ALT在统计学上显著增加。

5.结论

流出物中的AST和ALT以及HMGB1和MIF水平可用于评估肝移植中热缺血和冷缺血的损伤程度。值得注意的是，在早期，额外的机械应力导致HMGB1和MIF的释放量显著高于仅缺血时的释放量，但肝脏酶的释放量却没有显著高于仅在缺血时的排放量。在这种情况下，免疫组织化学观察到肝细胞中HMGB1的核质易位显著增加。我们的结果表明，HMGB1和MIF的测定反映了缺血损伤的程度。如果在手术操作期间对器官造成额外的机械损伤，如前面所述，额外确定危险信号似乎优于仅确定肝酶。

致谢

该研究部分得到了“Klinische Forschergruppe 117-Optimierung der Leberlebendspende”（批准号：Da251/5-3和5-3，KFO117）的资助。作者感谢Karin Jandt女士对语言的修改。

工具书类

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