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.2020年12月25日；5(3):461-477.
doi:10.1002/hep4.1629。 eCollection 2021年3月。

脂肪酸去饱和酶1通过调节PPARα-FGF21轴影响肝脏脂质平衡

萨米尼·阿提纳拉亚南 1, 杨一凡 2, 王晓坤 3, 伊芙琳·卡拉威 2, 德芬·蔡 3, 纳加·查拉桑尼 4, 罗伯特·查普金 2 5, 刘万清 1 3 6
附属公司

脂肪酸去饱和酶1通过调节PPARα-FGF21轴影响肝脏脂质平衡

萨米尼·阿提纳拉亚南等。 肝素Commun. .

摘要

脂肪酸去饱和酶1（FADS1），也称为δ-5去饱和酶（D5D），是参与多不饱和脂肪酸（PUFA）去饱和和延伸级联以生成长链PUFA（LC-PUFA）的速率限制酶之一。D5D功能降低和肝功能下降FADS1型LC-PUFAs的表达以及低水平与非酒精性脂肪性肝病相关。然而，D5D在肝脏脂质稳态中的因果作用尚不清楚。在这项研究中，我们假设FADS1的下调会增加肝脏脂质积聚的易感性。我们使用在体外和体内模型来检验这一假设，并描述介导FADS1功能降低效应的分子机制。我们的研究表明，FADS1敲除显著降低了HepG2细胞中LC-PUFAs的细胞水平，并增加了脂质积累和脂滴形成。脂质积累与参与脂质稳态的多种途径的显著改变有关，尤其是脂肪酸氧化。这些作用被证明是由过氧化物酶体增殖物激活受体α（PPARα）-成纤维细胞生长因子21（FGF21）轴功能降低介导的，这可以通过二十二碳六烯酸、PPARα激动剂或FGF21治疗逆转。体内与野生型同胞相比，喂食高脂肪饮食的FADS1基因敲除小鼠的肝脏脂肪变性增加。小鼠肝组织的分子分析基本上证实了这些观察结果在体外尤其是PPARα和FGF21的蛋白表达降低。结论：总的来说，这些结果表明FADS1型通过下调PPARα-FGF21信号轴，改变肝脏中的肝脏脂质稳态。

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数字

图1
图1
体外慢病毒载体的FADS1‐KD和过度表达模型(*P（P） < 0.05; **P（P） < 0.01; ***P（P） < 0.001). （A） HepG2（短发夹RNA治疗前后）和Huh7中FADS1蛋白水平的Western blotting。（B） ORO提取物吸光度标准化为对照组和FADS1‐KD HepG2细胞在补充有载体、低、中、高PA/OA的培养基中24小时的平均DAPI测量值。统计分析用于比较FADS1‐KD单元和对照单元之间的ORO读数。（C） 有或无FADS1过度表达的Huh7细胞的ORO读数。（D） 在高PA/OA+25μM DHA治疗36小时后，对含有或不含FADS1‐KD或FADS1−KD的人原代肝细胞的ORO读数。显示了三种独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。缩写：Cont.，control；GAPDH，甘油醛‐3‐磷酸脱氢酶；NT，车辆；过度表达；短发夹RNA。
图2
图2
HepG2稳定细胞中性脂质的BODIPY染色（对照、KD和KD过度表达）。用载体处理细胞，包括牛血清白蛋白（NT组）、PA+OA或PA+OA+DHA。图像显示了细胞（绿色）和细胞核（蓝色）中的脂滴，放大倍数为40倍（A），图像的数字放大视图（B），以及基于每组六个独立视野的BODIPY信号的量化平均荧光强度（C）*P（P） < 0.05, **P（P）<0.01，或***P（P）与各组对照细胞相比<0.001；# P（P） < 0.05,## P（P）<0.01，或### P（P）与各组对照细胞相比<0.001；+ P（P）与PA+OA处理的FADS1‐KD细胞相比，<0.05；ƚƚ P（P）与PA+OA处理的FADS1‐KD细胞相比，<0.01。显示了两个独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。
图3
图3
FADS1‐KD效应的逆转FADS1型HepG2细胞中的过量Exp或DHA治疗。（A） 标记基因在对照细胞、FADS1‐KD细胞、FADS 1-KD过度表达的细胞和用DHA（25μM）处理的FADS1−KD的细胞中的mRNA表达。细胞在常规培养基中与载体或DHA一起培养24小时。这里显示的是显著的基因(*P（P）<0.05）与对照细胞相比，FADS1‐KD细胞中的FADS1−KD基因发生了改变，这也被FADS1过度表达和DHA治疗（基因名称用粗体表示(# P（P）<0.05）或DHA治疗(ƚ P（P）<0.05）（标有星号的基因名称）。（B） 使用CM‐H评估HepG2对照细胞和FADS1‐KD细胞的ROS生成2DCFDA（一般氧化应激指标）和MitoSOX Red（线粒体ROS指标）。用Hoechst 33342染色细胞核。（C，D）细胞ROS和线粒体ROS水平的定量。（E）通过铜转换指数的比色分析测定的总抗氧化水平2+到Cu+在FADS1‐KD和对照HepG2细胞中，用载体（NT）或含有PA/OA的培养基（所有其他三组）处理24小时。（F） 24小时内，载体（NT）中FADS1‐KD和对照HepG2细胞中的总TG水平以及添加中等水平PA/OA的培养基（其他三组）*P（P） < 0.05, **P（P）<0.01，或***P（P）与对照shRNA细胞相比，<0.001；# P（P） < 0.05,## P（P）<0.01，或### P（P）与PA/OA处理的FADS1‐KD细胞相比<0.001。显示了三个独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。缩写：AO，抗氧化剂；FA，脂肪酸；IRE，肌醇需要酶；线粒体活性氧。
图4
图4
FADS1功能调控后PPAR‐α和FGF21的表达。（A） 对照组、FADS1-KD、FADS1‐KD过度表达的FADS1−KD和DHA处理的HepG2细胞中PPAR‐α和FGF21的定量PCR mRNA表达。用中等水平的PA/OA处理细胞24小时。在与（A）相同的条件下处理后，细胞（B）中PPAR‐α（western blot）的蛋白水平和收集的培养基中分泌的FGF21（ELISA）（C）*P（P） < 0.05, **P（P）<0.01，或***P（P）与对照组相比<0.001；# P（P） < 0.05,## P（P）<0.01，或### P（P）与PA/OA处理的FADS1‐KD细胞相比<0.001。显示了三个独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。缩写：ACTB，肌动蛋白β。
图5
图5
FADS1调节PPAR‐α与FGF21启动子的结合亲和力。（A） 对照组、FADS1-KD、FADS1‐KD+过表达和FADS1−KD+DHA处理的HepG2细胞的核提取物与含有PPRE基序的FGF21启动子探针的结合活性。使用过多的未标记探针进行竞争。（B） 用不同浓度的FF（PPARα激动剂）处理的对照组和FADS1‐KD HepG2细胞的核提取物与FGF21启动子PPRE探针的结合活性。（C） 对照组和经对照组和PPAR‐αsiRNA处理的FADS1‐KD细胞的核提取物与FGF21启动子PPRE探针的结合活性。显示了两种独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。
图6
图6
用FF（A）或FGF21（B）治疗逆转FADS1‐KD效应。对照组或FADS1‐KD HepG2细胞用载体（NT）、中等PA/OA、中等PA/OA+FF（50 nM）或中等PA/OA+FGF21蛋白（10 nM和30 nM）处理24小时*P（P） < 0.05, **P（P）<0.01，或***P（P）与对照shRNA细胞相比<0.001；# P（P） < 0.05,## P（P）<0.01，或### P（P）与PA/OA处理的FADS1‐KD细胞相比<0.001。显示了独立性能的代表性实验（一式三份）的数据。
图7
图7
Fads1‐KO对肝脏组织学（A）、脂滴形成（B）、肝总TG（C）和总胆固醇水平（D）的影响。苏木精和伊红染色显示肝脏组织学，ORO染色显示脂质滴。这两种材料均来自喂食HFD 4周的小鼠，组织切片在放大×20倍的条件下观察总TG水平FADS1型喂食HFD 4周和8周的null、Het和WT小鼠*P（P）<0.05或**P（P）与WT小鼠相比<0.01。（C，D）数据是通过一次实验生成的，共三次。缩写：wk，weeks。
图8
图8
Fads1‐KO对null和WT小鼠（喂食HFD 4周）肝组织中标记基因表达（定量PCR mRNA水平）（A）以及Ppar‐α和Fgf21蛋白水平的影响（B）*P（P）与WT相比<0.05。数据是通过一次实验生成的，共三次。缩写：缩写：Actb，actin beta；Scd1，硬脂酰-CoA去饱和酶。
图9
图9
当前研究结果的概要示意图。FADS1表达减少会改变LC-PUFA的内源性生成，并进一步抑制PPARα-FGF21轴信号传导，导致脂肪酸氧化和稳态改变。这最终会导致肝脏中的TG和胆固醇积聚。
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