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.2021年2月；590(7846):486-491.
doi:10.1038/s41586-020-03114-6。 Epub 2021年1月27日。

非整倍体使癌细胞易受有丝分裂检查点抑制

亚尔·科恩·谢里尔 1, 詹姆斯·麦克法兰 2, 迈阿卜杜萨马德 2, 卡罗琳·马奎斯 三, 萨拉·V·伯恩哈德 4, 玛丽亚·哈萨克科娃 2, 海伦·唐 2, 玛丽卡·伊波利托 5, 凯瑟琳·劳厄 1, 约翰娜·泽比布 1, 海蒂·L·H·马拉比 三, 安德鲁·琼斯 2, 丽莎·玛丽·斯塔特梅斯特 4, 伊雷娜·博卡吉 6, 勒内·瓦德纳 6, 尼古拉斯·莱昂斯 2, 安库尔·纳加拉贾 2 7, 亚当·巴斯斯 2 7, 戴安娜·C·J·斯佩林斯 6, 弗洛里斯·福耶尔 6, 拉明·贝鲁金 2 7, 斯特凡诺·桑塔吉达 5 8, 托德·戈卢布 2 7, 杰森·斯塔姆普夫 三, Zuzana Storchová 4, 乌里·本·达维德 9
附属公司

非整倍体使癌细胞易受有丝分裂检查点抑制

亚尔·科恩·谢里尔等。 自然. 2021年2月.

摘要

选择性靶向非整倍体细胞是一种极具吸引力的癌症治疗策略1然而，目前尚不清楚非整倍体是否会在癌细胞中产生任何临床相关的脆弱性。在这里，我们绘制了大约1000个人类癌症细胞系的非整倍体图谱，并分析了遗传和化学干扰屏幕2-9确定与非整倍体相关的细胞脆弱性。我们发现非整倍体癌细胞对纺锤装配检查点（SAC）核心成分的遗传扰动表现出更高的敏感性，这确保了有丝分裂期间染色体的正确分离10出乎意料的是，我们还发现非整倍体癌细胞对短期接触多种SAC抑制剂的敏感性低于二倍体细胞。事实上，随着时间的推移，非整倍体癌细胞对SAC的抑制变得越来越敏感。非整倍体细胞表现出异常的纺锤形几何形状和动力学，当SAC被抑制时，细胞会继续分裂，导致有丝分裂缺陷的积累，以及不稳定和不适合的核型。因此，尽管非整倍体癌细胞比二倍体细胞更容易克服SAC的抑制作用，但它们的长期增殖受到了危害。我们确定了一种特殊的有丝分裂驱动蛋白KIF18A，其活性在非整倍体癌细胞中受到干扰。非整倍体癌细胞特别容易受到KIF18A耗竭的影响，KIF18A的过度表达恢复了它们对SAC抑制的反应。我们的研究结果确定了非整倍体和SAC之间的治疗相关的合成致死相互作用。

PubMed免责声明

利益冲突声明

相互竞争的利益

T.R.G.是葛兰素史克公司的顾问，也是Sherlock Biosciences的创始人。R.B.持有Ampressa的股份，并从诺华公司获得拨款。A.J.B.接受默克、拜耳和诺华的资助，是Earli和Helix Nano的顾问，也是Signet Therapeutics的联合创始人。其他作者声明没有相互竞争的利益。

数字

扩展数据图1：
扩展数据图1:。非整倍体癌细胞对纺锤装配检查点基因抑制的敏感性增加。
(一)复制来自高倍体细胞系组（AS的上四分位）的5个代表性乳腺癌细胞系和来自近整倍体细胞株组（AS中的下四分位。(b条)基于全基因组DRIVE RNAi屏幕的火山图显示了近整倍体和高整倍体癌症细胞系（顶部和底部四分位数）之间的差异遗传依赖性。SAC的核心成员BUB1B和MAD2以红色突出显示(c（c）)维恩图显示了阿喀琉斯和DRIVE RNAi屏幕之间差异依赖基因（q<0.25）的重叠。***，p=1e-16，双尾Fisher精确检验。(d日)根据DAVID功能注释富集分析，在DRIVE RNAi屏幕中，这些路径在近整倍体比高整倍体癌症细胞系（效应大小<−0.1，q<0.1）中更为重要的基因列表中得到了丰富。完整列表见补充表3.*，本杰明校正p值<0.1；单尾Fisher精确测试。(e（电子）)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（左）和摩洛哥迪拉姆2（右）在DRIVE RNAi屏幕中。负值越大，该基因在该细胞系中越重要，p=2e-06和p=1e-04BUB1B型和摩洛哥迪拉姆2分别为；双尾t检验。(（f）)根据全基因组DRIVE RNAi筛选，火山图显示了近整倍体和高整倍体癌症细胞系（顶部和底部10%的细胞系）之间的差异遗传依赖性。BUB1B型,摩洛哥迪拉姆2和基辅18A以红色突出显示(克)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（左）和摩洛哥迪拉姆2（右）在DRIVE RNAi屏幕中（顶部与底部10%的细胞株）。数值越负，该基因在该细胞系中就越重要。*，p=0.037；***，p=5e-04；双尾t检验。(小时)近整倍体和高整倍体癌细胞系BUB1B（左）和MAD2（右）蛋白表达水平的比较。不另作说明，p>0.05；**，p=0.001；分别用于BUB1B和MAD2；双尾t检验。(我)mRNA表达水平之间的相关性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）和阿喀琉斯（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中对这些基因的遗传依赖性。斯皮尔曼ρ=0.36（p=3e-08）、0.31（p=2e-06）、0.26（p=4e-04）和0.40（p=2e-08）。(j个)在Achilles（左）和DRIVE（右）RNAi筛选中，BUB1B（上）和MAD2（下）的蛋白表达水平之间的相关性以及对这些基因的遗传依赖性。斯皮尔曼ρ=0.11（p=0.09）、0.26（p=4e-05）、0.14（p=0.016）和0.24（p=5e-05）。(k个)mRNA表达水平BUB1B型（左）和摩洛哥迪拉姆2（右）在跨多个细胞系的近整倍体和高整倍体癌细胞系中。*，p<0.05；双尾t检验。
扩展数据图2：
扩展数据图2:。与人类癌症细胞系非整倍体程度相关的基因组和表型特征。
(一)AS在23种癌症类型中的分布。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；胡须，1.5倍四分位间距，单个细胞系。(b条)不同肿瘤细胞株AS的比较TP53型突变状态（基于CCLE注释）。****，p＝6e-15和p＝1e-22之间的比较TP53型-WT和“损坏”以及TP53型-WT和“热点”突变；双尾t检验。(c（c）)具有不同基因组加倍（WGD）状态的癌细胞之间AS的比较。****，p=1e-192、p=2e-96和p=6e-13，分别用于WGD=0和WGD=1、WGD=O和WGD=2、WGD=1和WGD=2之间的比较；双尾t检验。(d日)近二倍体和高倍体细胞系组之间核型不稳定性的衡量指标HET70评分的比较。***，p=2个-08；双尾t检验。(e（电子）)近二倍体和高倍体细胞系组的倍增时间比较。**，p=0.005；双尾t检验。
扩展数据图3：
扩展数据图3:。当相关的基因组和表型特征得到控制时，非整倍体癌细胞对SACi的敏感性增加仍然显著。
(一)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）在Achilles（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中跨多个细胞谱系。*，p<0.05；**，p<0.01；双尾t检验。(b条)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2在使用线性回归计算基因依赖性得分的谱系特异性差异后，在阿基里斯（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中显示（底部）。***，p=2e-04；*p=0.013；用于RNAi-AchillesBUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖性；***，p=5e-04；*，p=0.044；RNAi驱动BUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖关系；单尾t检验。(c（c）)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）在Achilles（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕上TP53型突变类。*，p<0.05；**，p<0.01，***，p<0.001；双尾t检验。(d日)AS与依赖BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2在阿基里斯（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中，对于未经历全基因组复制的细胞系（即基本倍性为n=2的细胞系）。斯皮尔曼ρ=-0.32（p=1e-05）、-0.36（p=7e-07）、-0.30（p=1e-04）和-0.28（p=4e-04）。(e（电子）)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2在使用线性回归消除加倍时间对基因依赖性得分的影响后，在阿基里斯（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中（下）。****，p=1e-05和p=9e-07，分别针对RNAi-Achilles BUB1B和MAD2依赖性；****，p=1e-07；**，p=0.002；用于RNAi-AchillesBUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖关系；双尾t检验。(（f）)无微卫星不稳定性的近整倍体和高整倍体癌细胞系（仅MSS系）对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）在阿基里斯（左）和DRIVE（右）RNAi屏幕中。****，对于RNAi-Achilles，p=7e-07和p=2e-07BUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖关系；****，p=6e-07，用于RNAi-DRIVEBUB1B型依赖关系；***，p=1e-04；双尾t检验。(克)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）在阿喀琉斯（左）和DRIVE（右）RNAi筛选中，在非整倍体人类肿瘤中最具选择性突变的4个基因的WT细胞系中（TP53型). **, p<0.01，***，p<0.001；***，p<1e-04；双尾t检验。(小时)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型（顶部）和摩洛哥迪拉姆2（底部）在阿喀琉斯（左）和DRIVE（右）RNAi筛选中，在使用线性回归去除谱系亚型对基因依赖性评分的影响后。***，p=4e-04；*p=0.015，对于RNAi-AchillesBUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖关系；**，p=0.002；*p=0.045，用于RNAi-DRIVEBUB1B型和摩洛哥迪拉姆2依赖关系；单尾t检验。(i）近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性BUB1B型在使用线性回归消除HET70评分对基因依赖性评分的影响后，阿基里斯（顶部）和DRIVE（底部）RNAi屏幕中的（顶部两个图）和MAD2（底部两个图，RNAi-Achilles的p=9e-07、p=8e-06和p=5e-07BUB1B型，RNAi-Achilles摩洛哥迪拉姆2和RNAi-DRIVEBUB1B型依赖关系；**，p=0.001；双尾t检验。
扩展数据图4：
扩展数据图4:。降低非整倍体癌细胞对纺锤装配检查点化学抑制的敏感性。
(一)基于大规模GDSC和PRISM筛选，火山图显示了近整倍体和高整倍体癌细胞系之间的药物敏感性差异。MPS1-IN-1和MPI-0479605是每个屏幕中分别包含的唯一SAC抑制剂，以红色突出显示(b条)GDSC（左）和PRISM（右）屏幕中近整倍体和高整倍体癌细胞株对SAC抑制剂MPS1-IN-1和MPI-0479605的敏感性。***，p=1e-0.5；不适用，p=0.23；双尾t检验。(c（c）)实验验证5个近整倍体（CAL51、EN、MHHNB11、SW48和VMCUB1）和5个高整倍体细胞系（MDAMB468、NCIH1693、PANC0813、SH10TC和A101D）对SAC抑制剂逆转72小时暴露的反应。*，p=0.016，双尾Wilcoxon秩和检验；n=每组5个细胞系。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；胡须，1.5倍四分位间距。(d日)比较接受PRISM细胞活性测定的近整倍体和高倍体癌细胞系对逆转的敏感性，证实高倍体细胞对120小时SAC抑制剂暴露的敏感性降低。不另作说明，p>0.05；*，p<0.05；**，p<0.01；双尾t检验。(e（电子）)关联分析未能确定逆转敏感性的基因组生物标志物。显示的是我们的模型确定的前1000个基因组特征（见方法）。没有特征在重要性和/或相关性方面突出，总体预测值较差。
扩展数据图5：
扩展数据图5:。近二倍体和非整倍体细胞系的等基因模型系统。
(一)基于scDNAseq的HPT1和HPT2非整倍体细胞系拷贝数分析。(b条)近二倍体HCT116细胞及其高倍体HPT衍生物的基于核型的染色体计数。每个点代表中期扩散。平均染色体数：HCT116-GFP、HPT1和HPT2分别为45、75和78。(c（c）)近二倍体RPE1细胞及其高倍体RPT衍生物的基于核型的染色体计数。每个点代表中期扩散。平均染色体数：RPE1-GFP、RPT1和RPT2分别为n=46、n=80和n=76.5。(d日)近二倍体和非整倍体RPE1克隆的低通全基因组测序核型分析。每个克隆的第0代（p0）和第10代（p10）之间没有观察到核型变化。红色，大（>5Mb）增益（log2CN>0.3）；蓝色，损失较大（>5Mb）（log2CN<-0.3）。
扩展数据图6：
扩展数据图6:。非整倍体对等基因人细胞系SACi敏感性的影响。
(一)左图：药物暴露120小时后，近二倍体HCT116细胞及其高倍体衍生物HPT细胞对SAC抑制剂逆转反应的剂量-反应曲线。HCT116-WT、HCT116-GFP、HPT1和HPT2的EC50=0.11μM、0.11μM、2.32μM和1.06μM。右图：药物暴露120小时后，近二倍体RPE1细胞及其高倍体衍生物RPT细胞对SAC抑制剂逆转反应的剂量-反应曲线。RPE1-GFP、RPT1、RPT3和RPT4的EC50分别为0.13μM、1.82μM、0.57μM和2.07μM。*，p<0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验。数据表示平均值±标准差。；n=3个生物复制。(b条)HCT116和HPT细胞在标准培养条件下基于时间推移成像的增殖曲线。数据表示平均值±标准差。；n=3个生物复制。(c（c）)HCT116和HPT细胞对三种作用机制无关的药物的反应的剂量-反应曲线。阿霉素EC50=0.61μM、0.32μM、1.2μM和0.89μM；Nutlin-3 EC50=11.88μM、19.28μM、15.26μM和65.11μM；伊马替尼EC50=17.94μM、19.08μM、18.77μM和23.31μM；分别用于HCT116-WT、HCT116-GFP、HPT1和HPT2。(d日)相对mRNA表达水平BUB1B型,摩洛哥迪拉姆2和TTK公司，确认所有细胞系中每个基因的成功siRNA-介导敲除。*，HCT116-GFP和HPT1分别为p=0.011和p=0.012；**，HCT116-WT、HPT1和HPT2中BUB1B的p=0.0019、p=0.0015、p=0.0039；HCT116-WT和HPT2中MAD2的p=0.0021，p=0.0013；HCT116-WT和HPT2中TTK的p=0.0011，p=0.0012；***，HCT116-GFP中MAD2和TTK的p=0004，p=0.0005；****，p=9e-05；单尾t检验；n=3个生物复制。数据表示平均值±标准误差(e（电子）)对4个近二倍体（CAL51、EN、MHHNB11、VMCUB1）和3个高倍体（MDAMB468、PANC0813、SH0TA）癌细胞株进行72小时siRNA介导的3种SAC成分（BUB1B、MAD2和TTK）敲除后的相对生存力。将结果归一化为非靶向siRNA对照。*，BUB1B、MAD2和TTK分别为p=0.010、p=0.016和p=0.015；双尾t检验。误差线，s.d(（f）)近二倍体RPE1克隆SS48及其同源非整倍体克隆SS51（+Ts7，+Ts22）和SS111（+Ts8，+Ts9，+Ts18）在药物暴露120小时后对SAC抑制剂可逆反应的剂量-反应曲线。SS48、SS51和SS111的EC50分别为0.66μM、1.03μM和1.03μM*，p<0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验。数据表示平均值±标准差。；n=3个生物复制。
扩展数据图7：
扩展数据图7:。非整倍体癌细胞对遗传和化学SACi的敏感性随时间增加。
(一)比较HCT116和HPT细胞暴露于针对BUB1B、MAD2或TTK的siRNAs的倍增时间。SACi在d5时对近二倍体HCT116细胞的药物作用更强，但在d21时对高倍体HPT细胞的药物效应更强。(b条)比较HCT116和HPT细胞暴露于SAC抑制剂MPI-0479605或reversine的倍增时间。SACi的药物作用在d5时在近二倍体HCT116细胞中更强，但在d21时在高非倍体HPT细胞中更强。*，MPI-0479605的p=0.034、p=0.046和p=0.049，以及d5和d14的逆转；**，p=0.0015；单尾t检验；n＝2个独立的细胞系。(c（c）)药物实验中细胞的代表性图像（与图2g中的图像相同），使用图像分析软件ilastik进行细胞掩蔽。比例尺，100μm。(d日)非整倍体RPE1克隆SS111和SS51在逆转暴露后的相对生存能力。活性效应被归一化为近二倍体RPE1克隆SS48中药物的效应。SACi的药物作用在药物暴露的第一周是可比较的，但高倍体细胞随着时间的推移变得更加敏感，d3和d14、d5和d14以及d7和d14之间的比较分别为p=0.045、**、p=0.002、p=0.001和p=0.005；双尾t检验。(e（电子）)5个近整倍体（CAL51、EN、MHHNB11、SW48和VMCUB1）细胞系和5个高整倍体细胞系（MDAMB468、NCIH1693、PANC0813、SH10TC和A101D）在SAC抑制剂逆转72小时和14天暴露下的相对活力，3d和14d时间点分别为p=0.012和p=0.037；双尾Wilcoxon秩和检验。
扩展数据图8：
扩展数据图8:。非整倍体细胞中SACi的转录和细胞特征。
(一)连接图（CMap）查询HCT116和HPT细胞对SAC抑制剂、逆转蛋白（250nM和500nM）和MPI-0479605（250nM）的转录反应的前10个结果。顶部连接是“细胞周期抑制”，正确识别这些化合物的预期作用机制。GOF，函数增益；OE，过度表达；KD，击倒。(b条)与细胞周期调控相关的基因集的功能丰富。所示为高倍体HPT1和HPT2细胞中受SACi影响显著大于近倍体HCT116-WT和HCT116-GFP细胞的基因集。*，p<0.05，单尾Fisher精确检验。(c（c）)与细胞死亡相关的基因集的功能丰富。所示为高倍体HPT1和HPT2细胞中受SACi影响显著大于近倍体HCT116-WT和HCT116-GFP细胞的基因集。*，p<0.05，单尾Fisher精确检验。(d日)在标准条件下培养的HCT116和HPT细胞的有丝分裂指数，或暴露于SAC抑制剂逆转酶（500nM）24小时。*，p=0.035；不包括在内，p=0.17；双尾t检验；误差线，s.d。；n=3个生物复制。(e（电子）)在标准条件下培养或用逆转剂（500nM）处理24小时的HCT116和HPT细胞系中多极纺锤体细胞分裂流行率的基于图像的量化；n=3个生物复制。误差线，s.d(（f）)暴露于SAC抑制剂逆转剂（500nM）24小时后HCT116和HPT细胞有丝分裂提前退出（胞质分裂失败）的发生率，p=0.047；双尾Fisher精确检验。(克)暴露于reversine（500nM）的HPT2细胞有丝分裂提前退出的典型图像。T=0定义了核包络破裂（NEB）。比例尺，10μm。(小时)在标准条件下培养的RPE1和RPT细胞或暴露于SAC抑制剂逆转剂（500nM）24小时后的微核形成率。不另作说明，p>0.05；*，经处理和未经处理的RPT1和RPT3细胞之间的差异分别为p=0.013和p=0.015；**，p=0.004；***，p<0.0002；双尾t检验。(我)在标准条件下培养或暴露于SAC抑制剂逆转剂（500nM）24小时的RPE1和RPT细胞中多极纺锤体细胞分裂的流行率。不另作说明，p>0.05；*，p=0.028；双尾t检验。误差线，s.d(j个)暴露于SAC抑制剂逆转剂（500nM）24小时后，RPE1和RPT细胞有丝分裂提前退出（胞质分裂失败）的发生率*，RPE1与RPT1或RPT3之间的比较分别为p＝0.044和p＝0.019；双尾t检验。(k个)在scDNAseq测序的3个时间点中，HCT116和HPT细胞的染色体拷贝数状态。强调了预处理（d3）和后处理（d14+3）人群之间的差异。（l）HCT116和HPT细胞在3个时间点的染色体异质性得分。强调了处理后群体（d14+3）中的高度异质染色体；n=23条染色体。(米)近二倍体HCT116细胞和高倍体HPT细胞染色体异质性评分的比较。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；晶须，1.5倍四分位间距；圆圈，单个染色体。***，p=2e-09；双尾t检验。
扩展数据图9：
扩展数据图9:。异倍体癌细胞对有丝分裂驱动蛋白KIF18A扰动的敏感性增加。
(一)左：HCT116和HPT细胞系中KIF18A蛋白表达水平的Western blot。右：KIF18A表达水平的量化（标准化为GAPDH）。**，p=0.002；双尾t检验；n=5个生物重复。(b条)左：HCT116-GFP、HPT1和HPT2细胞中的成像动粒结合KIF18A蛋白水平，比例尺，10μm。右：基于免疫荧光的KIF18A蛋白水平定量。**，p<0.01，双尾t检验。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；胡须，1.5倍四分位间距。(c（c）)主轴长度、宽度和角度定义示意图。(d日)左图：基于图像的HCT116和标准条件下培养的HPT细胞微管聚合速率量化。右图：HCT116和HPT细胞完全解聚后微管再生的成像定量。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；晶须，1.5倍四分位间距；圆圈，单个细胞系。*，p<0.05；**，p<0.01；****，p<1e-4；双尾t检验。(e（电子）)在标准条件下培养的HCT116和HPT细胞中EB1α-微管蛋白共同定位的基于图像的定量。**，p<0.01。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；胡须，1.5倍四分位间距。(（f）)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性基辅18A在CRISPR-Airles数据集中。数值越负，该基因在该细胞系中就越重要。*，p=0.034；双尾t检验。(克)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性基辅18A在DRIVE RNAi屏幕中（顶部与底部10%的细胞株）。负值越大，该基因在该细胞系中越重要，p=3e-06；双尾t检验。(小时)mRNA表达水平的比较基辅18A在近整倍体和高整倍体癌细胞系之间。不适用，p>0.05；双尾t检验。(我)近整倍体和高整倍体癌细胞系KIF18A蛋白表达水平的比较。不适用，p>0.05；双尾t检验。(j个)两者之间的相关性基辅18A在Achilles-RNAi筛选中，mRNA表达和对该基因的遗传依赖性。斯皮尔曼ρ=0.17（p=0.004）(k个)在Achilles-RNAi筛查中，KIF18A蛋白表达与该基因的遗传依赖性之间的相关性。斯皮尔曼ρ=0.25（p=0.009）。(我)KIF18A的相对mRNA表达水平，证实转染72小时后所有细胞系中成功的siRNA-介导的KD。**，HCT116-GFP、HPT1和HPT2分别为p=0.006、p=0.003和p=0.002；***，p=0.0007；单尾t检验。(米)在KIF18A靶向siRNA或非靶向对照siRNA存在下培养的HCT116和HPT1细胞的增殖曲线(n个)siRNA-介导的KIF18A敲除后HCT116和HPT细胞加倍时间的比较。**，p=0.001；双尾t检验。(哦)HCT116和HPT细胞系暴露于非靶向或KIF18A靶向siRNAs 72小时后，从核膜破裂（NEBD）到后期发病时间的基于时间-图像的定量，n.s，p>0.05；**，p=0.003；双尾t检验。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；晶须，1.5倍四分位间距；圆形，单个细胞系。(第页)暴露于非靶向或KIF18A靶向siRNAs 72小时后HCT116和HPT细胞微核形成的流行率（不另分类），p>0.05；***，p<0.001；双尾Fisher精确检验。(q个)KIF18A的相对蛋白表达水平，证实KIF18在高倍体HPT1和HPT2细胞系转染48小时后成功过度表达。左：KIF18A过度表达前后HPT1和HPT2中KIF18A蛋白表达水平的Western blot。右：KIF18A表达水平的量化（标准化为α-Tubulin）。*，p=0.013，**，p=0.005；单尾t检验；n=2个生物复制。除非另有说明，否则在所有条形图和折线图中，数据表示平均值±标准差；n=3个生物复制，除非另有说明。(第页)HPT1细胞过度表达前、后增殖曲线基辅18A（KIF18A-OE），在没有或存在MPI-0479605（250nM）的情况下。
扩展数据图10：
扩展数据图10:。异倍体细胞对KIF18A抑制的敏感性增加。
(一)在DRIVE RNAi筛选中，近整倍体和高整倍体癌细胞系对KIF18A敲除的敏感性。*，p=0.022；双尾t检验。(b条)使用线性回归法解释基因依赖性得分的谱系特异性差异后，近整倍体和高整倍体癌细胞系对DRIVE RNAi筛选中KIF18A敲除的敏感性。*，p=0.012；双尾t检验。(c（c）)DRIVE RNAi屏幕中近整倍体和高整倍体癌细胞系对KIF18A敲除的敏感性TP53型突变类。*，p=0.026；双尾t检验。(d日)对于未经历全基因组复制的细胞系（即基本倍性为n=2的细胞系），AS与DRIVE RNAi筛选中KIF18A依赖性之间的相关性。斯皮尔曼ρ=−0.27（p=7e-04）。(e（电子）)使用线性回归法消除加倍时间对基因依赖性得分的影响后，近整倍体和高整倍体癌细胞系对DRIVE RNAi屏幕中KIF18A敲除的敏感性。*，p=0.022；双尾t检验。(（f）)在DRIVE-RNAi筛选中，没有微卫星不稳定的近整倍体和高度非整倍体癌细胞系（仅MSS系）对敲低KIF18A的敏感性。***，p=3e-04；双尾t检验。(克)在DRIVE RNAi筛选中，近整倍体和高非整倍体癌细胞株对KIF18A敲除的敏感性，在非整倍体人肿瘤中4个基因最选择性突变的细胞株中（在TP53型). *, 对于CTCF和ARID1A，分别为p=0.021和p=0.02；**，p=0.004；双尾t检验。(小时)使用线性回归消除谱系亚型对基因依赖性得分的影响后，近整倍体和高整倍体癌细胞系对DRIVE RNAi筛选中KIF18A敲除的敏感性。*，p=0.024；双尾t检验。(i）使用线性回归消除HET70评分对基因依赖性评分的影响后，近整倍体和高整倍体癌细胞株对DRIVE RNAi屏幕中KIF18A敲除的敏感性。**，p=0.003；双尾t检验。（j）左：RPE1和RPT细胞系中KIF18A蛋白表达水平的Western blot。右：KIF18A表达水平的量化（标准化为GAPDH）。*，p-0.023；单尾t检验。数据表示平均值±标准差。；n=3个生物复制。（k）KIF18A的相对蛋白表达水平，证实转染后72小时RPE1和RPT细胞系中KIF18被成功敲除。左：siRNA-介导的KIF18A敲除前后RPE1、RPT1和RPT3中KIF18A蛋白表达水平的Western blot。右：KIF18A表达水平的量化（标准化为α-Tubulin）。*，p=0.034，**，p=0.004；单尾t检验。数据表示平均值±标准差。；n=3个生物复制。（l）非靶向或非靶向暴露的RPE1和RPT细胞系从核膜破裂（NEBD）到后期发病的时间-时间成像定量基辅18A-靶向siRNA 72小时**，p<0.01；***，p<1e-04；双尾t检验。（米）暴露于非靶向或非靶向环境中的HCT116和HPT细胞微核形成率基辅18A-靶向siRNA 72小时，无统计学意义，p>0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾Fisher精确检验。（n）基于图像的HCT116和HPT细胞系中多极纺锤体细胞分裂流行率的量化，用非靶向对照或KIF18A靶向siRNA治疗72小时。*，p<0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验；误差线，s.d。；n=3个生物复制。
图1：
图1:。非整倍体癌细胞对纺锤装配检查点抑制的差异敏感性。
(一)我们大规模比较近整倍体和高整倍体癌细胞系之间的遗传和化学依赖性的示意图。细胞系被分配非整倍体分数（AS），并在AS四分位数的顶部和底部比较遗传和化学依赖性。(b条)基于全基因组阿喀琉斯RNAi筛选，近整倍体和高整倍体癌细胞系之间的差异遗传依赖性（上四分位数与下四分位数）。BUB1B型和摩洛哥迪拉姆2以红色突出显示(c（c）)在阿喀琉斯RNAi筛查中，这些途径在高倍体比近倍体癌细胞系（效应大小<−0.1，q<0.1）中更为重要的基因列表中得到了丰富。完整列表见补充表3。最富集的途径是SAC.*，本杰明校正p<0.1；单尾Fisher精确测试。(d日)Achilles RNAi屏幕中近整倍体和高整倍体癌细胞株对BUB1B（顶部）和MAD2（底部）敲除的敏感性。负值越大，该基因在该细胞系中越重要，BUB1B和MAD2分别为p=7e-07和p=2e-07；双尾t检验。(e（电子）)近整倍体和高整倍体癌细胞系BUB1B（顶部）和MAD2（底部）mRNA表达水平的比较。**，p=0.001；****，BUB1B和MAD2分别为p=3e-06；双尾t检验。(（f）)基于大规模CTD的近整倍体和高整倍体癌细胞系的药物敏感性差异2药物筛选。屏幕上唯一的SAC抑制剂AZ-3146以红色突出显示(克)CTD中近整倍体和高整倍体癌细胞对SAC抑制剂AZ-3146的敏感性2药物筛选。***，p=2e-04；双尾t检验。(小时)通过PRISM分析评估近整倍体和高整倍体癌细胞株对SAC抑制剂逆转的敏感性。***，p=3e-04；双尾t检验。
图2：
图2:。非整倍体对等基因人细胞系SACi敏感性的影响。
(一)HCT116/HPT细胞（左）或RPE1/RPT细胞（右）对MPI-0479605的剂量反应曲线（120小时）。HCT116-WT、HCT116-GFP、HPT1和HPT2的EC50分别为0.09μM、0.08μM、5.02μM和4.85μM。RPE1-GFP、RPT1、RPT3和RPT4的EC50分别为0.16μM、1.48μM、1.52μM和3.31μM。*，p<0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验。(b条)HCT116和HPT细胞（左；n=3），或RPE1和RPT细胞（右；n=4）对siRNA-介导的BUB1B、MAD2或TTK敲除的反应（72小时）。将结果归一化为非靶向siRNA对照。**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验。(c（c）)近二倍体RPE1克隆SS48及其等基因非整倍体克隆SS51和SS111对MPI-0479605的剂量反应曲线（120小时）。SS48、SS51和SS111的EC50分别为0.02μM、0.08μM和0.04μM。*，p<0.05；**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验；近二倍体克隆n=3，非整倍体克隆n=4。(d日)3个近二倍体和4个非整倍体RPE1克隆对siRNA介导的BUB1B、MAD2或TTK敲除的反应（72小时）。将结果归一化为非靶向siRNA对照。**，p<0.01；***，p<0.001；双尾t检验。(e（电子）)在含有针对BUB1B、MAD2、TTK或非靶向对照siRNA的siRNA的情况下培养的HCT116和HPT细胞的增殖曲线(（f）)在MPI-0479605（250nM）或DMSO对照中培养的HCT116和HPT细胞的增殖曲线。(克)中描述的实验细胞的代表性图像(（f）). 比例尺，100μm。计算的倍增时间(e（电子）)和(（f）)如扩展数据图8a所示。除非另有说明，否则在所有曲线图中，数据均表示平均值±标准差；除非另有说明，否则所有实验中n=3个生物复制。
图3：
图3:。非整倍体细胞SACi的转录、细胞和核型特征。
(一)基因表达谱的示意图。HCT116和HPT细胞用两种SAC抑制剂，reversine（250nM和500nM）和MPI-0479605（250nM）处理，在药物暴露后6小时、24小时和72小时生成全局基因表达谱，并进行基因集富集分析以比较SACi的转录效果。(b条)基于药物诱导的转录变化对4个细胞系进行无监督的分层聚类。(c（c）)诺康唑（200ng/mL）治疗后从有丝分裂停止到分裂的时间。**，p<0.01；双尾t检验。条形、中间带；盒子，25第个和75第个百分位数；晶须，1.5倍四分位间距；圆形，单个细胞。(d日)基于流式细胞术的MPI-0479605（250nM）48小时暴露诱导的G2/M期阻滞定量。***，p=1e-05；双尾t检验。(e（电子）)HCT116和HPT细胞在标准条件下培养或暴露于逆转剂（500nM）24小时后微核形成的流行率*，p=0.007；***，p<0.001；双尾Fisher精确检验。(（f）)暴露于逆转剂（500nM）24小时的HPT2细胞微核形成的典型图像。比例尺，10μm。(克)基于流式细胞术的MPI-0479605（250nM）暴露48小时（左侧）或14天（恢复+3d；右侧）诱导的亚G1细胞分数定量。**，p=0.002；****，p=3e-05；双尾t检验。(小时)根据AneuFinder算法生成的HCT116和HPT单个细胞的基因组拷贝数分布，在基线（未治疗；do）、MPI-0479605（250nM）治疗3d后（正在进行SACi；d3）和治疗14d后恢复（恢复；d14+3）。单个细胞表示为行，染色体绘制为列。除非另有说明，否则在所有曲线图中，数据均表示平均值±标准差；除非另有说明，否则所有实验中n=3个生物复制。
图4：
图4:。非整倍体癌细胞中纺锤体几何形状和动力学的改变，以及对有丝分裂驱动蛋白KIF18A的依赖性增加。
(一)HCT116和HPT细胞系有丝分裂驱动蛋白mRNA表达水平的差异。基辅18A以红色突出显示(b条)HCT116-GFP和HPT1细胞中期纺锤体成像，比例尺，10μm。(c（c）)HCT116和HPT细胞中的主轴长度（左）、宽度（中）和角度（右）。长度、宽度和角度的定义如扩展数据图9c.***所示，p<0.001；双尾t检验。(d日)HCT116和HPT细胞中纺锤形微管结合动粒的百分比。***，p<0.001；双尾t检验。(e（电子）)近整倍体和高整倍体癌细胞株对基因敲除的敏感性基辅18A在RNAi-DRIVE数据集中。a值越负，基因越重要。***，p=3e-04；双尾t检验。(（f）)在KIF18A靶向siRNA或非靶向对照siRNA存在下培养的HCT116-GFP和HPT2细胞的增殖曲线(克)癌细胞株对基因敲除的敏感性基辅18A作为as.Spearmanρ=−0.66的函数（p=0.026；单尾检验）。(小时)HCT116和HPT2细胞中多极纺锤体分裂的发生率基辅18A-靶向siRNA或非靶向对照siRNA.n.s.，p>0.05；*，p=0.03；双尾t检验。(我)siRNA介导HPT2细胞多极纺锤体的典型图像基辅18A击倒。比例尺，10μm。(j个)HPT2细胞过度表达前后的增殖曲线基辅18A（KIF18A-OE），在没有或存在MPI-0479605（250nM）的情况下。KIF18A-OE增加SACi的抑制作用。(k个)非整倍体癌细胞对SACi的进化反应模型。有关更多详细信息，请参见补充说明12。除非另有说明，否则在所有曲线图中，数据均表示平均值±标准差；n=3个生物重复。在所有方框图中：条形图、中值；盒子，25第个和75第个百分位数；晶须，1.5倍四分位间距；圆，单个数据点。
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