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.2016年1月；22(1):78-83.
doi:10.1038/nm.4010。 Epub 2015年12月14日。

ABT263清除衰老细胞对小鼠衰老造血干细胞的再生作用

张建辉 1 2, 王莹莹 1 2 三, 邵立坚 1 2, 雷米·马丁·拉贝奇 4, 马可·德马里亚 4, 朱迪斯·坎皮西 4 5, 克里希纳穆西·贾纳基拉曼 6, 诺曼·夏普莱斯 6, 盛鼎 7, 魏峰 1 2, 伊洛 1 2, 王晓燕 1 2, Nukhet Aykin-Burns公司 1 2, 金伯利·克拉格 1 2, 乌沙·波纳潘 8, 马丁·豪尔·延森 1 2, 孟爱民 三, 周道红 1 2
附属公司

ABT263清除衰老细胞对小鼠衰老造血干细胞的再生作用

张建辉等。 自然·医学. 2016年1月.

摘要

衰老细胞（SC）随着年龄的增长和遗传毒性应激（如全身照射）后积累。使用转基因方法在进展期小鼠模型中清除SCs可延缓几种年龄相关性疾病，表明SCs在某些年龄相关性疾病中起着致病作用。因此，一种可以选择性杀死SC的“衰老”药物有望使组织干细胞恢复活力并延长健康寿命。为了验证这一想法，我们筛选了一组化合物，并将ABT263（抗凋亡蛋白BCL-2和BCL-xL的特异性抑制剂）鉴定为一种有效的衰老药物。我们发现，ABT263通过诱导凋亡，以细胞类型和物种依赖的方式选择性杀死培养中的SC。将ABT263口服给亚致死剂量照射或正常年龄的小鼠，可有效地耗尽SCs，包括衰老骨髓造血干细胞（HSC）和衰老肌肉干细胞（MuSCs）。值得注意的是，这种耗竭减轻了TBI诱导的造血系统过早老化，并使正常衰老小鼠中的老化HSC和MuSC恢复活力。我们的结果表明，药物对SCs的选择性清除在一定程度上是有益的，因为它可以使老化的组织干细胞恢复活力。因此，抗衰老药物可能代表一类新的辐射缓解剂和抗衰老剂。

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数字

图1
图1
ABT263在细胞培养和小鼠中具有衰老活性。(一)用ABT263浓度增加的药物治疗72 h后，活WI-38非基因细胞（NC）、IR-诱导衰老细胞（IR-SC）、复制衰竭衰老细胞（Rep-SC）或Ras-诱导衰老细胞(n个=3–6（对于NC和IR-SC）；n个=代表SC为3；n个=4（对于Ras-SC）。(b条)在用1.25µM ABT263（左）处理IR-SC后的指定时间内，或在细胞用1.25μM ABT263-孵育指定时间后，去除药物并再培养72小时（右），对存活的IR-SC进行定量(n个= 3). (c（c）)在用增加浓度的ABT263治疗72 h后，定量活的非基因（NC）和IR诱导的衰老（IR-SC）人IMR-90成纤维细胞（IMR-90）、人肾上皮细胞（REC）和小鼠胚胎成纤维细胞(n个=每组3人）。(d日)的实验设计e–g给假辐射（Ctl）和TBI治疗的年轻雄性p16-3MR小鼠注射载体（Veh）、更昔洛韦（GCV）或ABT263（ABT），并按指示进行分析。腹腔注射；口服。(e（电子）)左图为Ctl和TBI小鼠经溶媒、GCV或ABT263治疗后的典型发光图像。右侧，全身发光的定量（以任意单位a.u.表示）（Ctl小鼠：车用治疗，n个= 6; GCV处理，n个= 4; ABT263处理，n个= 6; TBI小鼠：车辆处理，n个= 8; GCV处理，n个= 4; ABT263处理，n个=7）。纳入野生型C57BL/6小鼠（WT）作为阴性对照。垂直颜色条指示发光强度。比例尺，15 mm(（f）)根据指示治疗的Ctl或TBI小鼠肺部发光的定量(n个=每组5人）。(克)mRNA表达定量Cdkn2a、Il1a、Tnfa、Ccl5和Cxcl10公司按照指示治疗的Ctl或TBI小鼠的肺部(n个=每组4人）。自始至终，数据均为平均值±标准偏差**P（P）< 0.01, ***P（P）<0.001和****P（P）<0.0001与无ABT263相比一（单因素方差分析）；与用相同浓度ABT263处理的NC相比c（c）; 与Ctl相比e–g; 双向方差分析c–g.
图2
图2
ABT263通过凋亡杀死SCs。(一)用于测量凋亡（左）和活细胞百分比定量的代表性流式细胞术图（门II：PI−附件五−)和凋亡（闸门III和IV：PI−附件五+和PI+附件五+)用载体（Veh）、1.25µM ABT263、20µM Q-VD-Oph（QVD）或ABT263和QVD的组合处理24小时后的WI-38 IR-SC（右）细胞。(b条)量化使用载体或ABT263±QVD治疗72小时后存活IR-SC的百分比一. (c（c）)SA–β-gal的定量+细胞（白色条）暴露于增加剂量的IR后10天（左）或用10 Gy IR治疗后增加时间后10天，以及用1.25µM ABT263额外孵育72小时后受照细胞在这些条件下的生存能力（灰色条）。(d日)与载体或1.25µM ABT263（ABT）孵育24小时后，对NC和IR-SC中的procaspase-8（Procasp-8）、裂解caspase-9（cCasp-8）、RIP1、裂解RIP1（cRIP1）和β-actin进行代表性的western blot分析。(e（电子）)NC和IR-SC中procaspase-3（Procasp-3）、裂解caspase-2（cCasp-3）和β-actin的代表性western blot分析d日底部，Procasp-3和cCasp-3在NC和IR-SC中的标准化表达。因为用于蛋白质印迹的样品d、 电子相同的情况下，将相同的β-actin印迹作为两个面板的对照。用足叶乙甙或细胞色素c处理的Jurkat细胞的细胞裂解液混合物作为阳性对照（Ctl），检测cCasp-3和cCasp-8。(（f）)IR（10 Gy）处理后，western blot分析显示WI-38细胞中BCL-2、BCL-xL、BAK和BAX的正常表达增加倍。(克)与载体、2.5µM ABT199、0.625µM WEHI539或ABT199和WEHI539.的组合孵育72小时后，对NC（左）和IR-SC（右）存活率进行量化。(小时)用特异性对照shRNA（Ctl）或shRNAs转染72小时后NC和IR-SC活性的量化BCL2、BCL2L1或两者兼而有之BCL2级和BCL2L1型在整个过程中，数据是三个实验的平均值±s.e.m.，除了小时(n个= 5). *P（P）< 0.05, **P（P）< 0.01, ***P（P）<0.001和****P（P）< 0.0001; 单向方差分析c、 （f）; 双向方差分析b、 e、g、h.
图3
图3
通过ABT263或GCV治疗清除SC可使TBI后HSC恢复活力(一)的实验设计b–f给假辐射（Ctl）和TBI处理的年轻雄性C57BL/6小鼠注射载体（Veh）或ABT263（ABT），并按指示进行分析。(b、 c（c）)中变化的量化Cdkn2a型mRNA水平(b条，左；n个=3个生物重复）和SA–β-gal的百分比+单元格(b条，右；n个=每组4只小鼠），以及骨髓细胞（BMC）中第35天鹅卵石区域形成细胞（CAFC）的数量；c（c）;n个=每组4只小鼠）。#P（P）与Ctl小鼠相比<0.05；&P（P）与车用TBI小鼠相比，<0.05；双向方差分析；未注明，无法检测。(d日)竞争性和系列骨髓移植方案（BMT；详见在线方法）。(e、 （f）)代表性流式细胞仪图(e（电子）)和量化(（f）)供者衍生的总白细胞（CD45.2+;e（电子），顶部；（f），左上角）和T细胞（T；CD45.2+Thy-1.2型+)，B细胞（B；CD45.2+B220型+)和髓细胞（M细胞；CD45.2+CD11b/等级-1+) (e（电子），底部；（f）)初次BMT后受体小鼠的外周血（PB）(n个=每组6个收件人）。第二受体PB中的供体细胞植入如补充图6所示。(克)的实验设计h–j小时用载体或GCV治疗假辐射（Ctl）和TBI暴露的年轻雄性p16–3MR小鼠，并按指示进行分析。(小时)SA–β-gal百分比的量化+按照以下步骤处理的小鼠分选HSC中的细胞克（Ctl小鼠：车辆处理，n个= 7; GCV处理，n个= 7; TBI小鼠：车辆处理，n个= 11; GCV处理，n个= 12). (我)BMC中第35天CAFC数量的量化（Ctl小鼠：车辆治疗，n个= 3; GCV处理，n个= 3; TBI小鼠：车辆处理，n个= 7; GCV处理，n个= 6). (j个)主要受者PB中供体或衍生的总细胞、T细胞、B细胞和M细胞百分比的量化（Ctl供体：载体处理，n个=3个收件人；GCV处理，n个=5个收件人；TBI捐赠者：车辆处理，n个=7个收件人；GCV处理，n个=9个收件人）。自始至终，数据均为平均值±s.e.m.Inf、 j个,#P（P）与Ctl小鼠供体衍生细胞受体相比<0.05；&P（P）与接受车用TBI小鼠供体衍生细胞的受体相比，<0.05；在里面h、 我,#P（P）与Ctl小鼠相比<0.05；&P（P）与车用TBI小鼠相比，<0.05；双向方差分析；未注明，无法检测。
图4
图4
ABT263治疗清除SC可使正常衰老小鼠的HSC和MuSCs恢复活力。(一)21至22个月大的雄性p16-3MR小鼠（老年）接受载体（Veh；n个=7）或ABT263（ABT；n个=8），根据图3a所示的方案。2个月大的雄性p16-3MR小鼠（年轻；n个=5）未经治疗，使用WT C57BL/6小鼠作为对照。垂直颜色条指示发光强度。#P（P）<0.05，与幼鼠相比，&P（P）<0.05，与车辆处理的老龄小鼠相比；未成对学生的t吨-测试。比例尺，15 mm(b–j)根据图3a所示方案，年龄段（21至22个月龄）雄性C57BL/6小鼠接受溶媒（Veh）或ABT263（ABT），并在治疗1周后进行分析；未经治疗的2月龄雄性C57BL/6小鼠（幼年）作为对照。(b条)mRNA水平变化的量化Cdkn2a、Tnfa和Ccl5公司在老年人的肺部（Veh，n个= 11; ABT、，n个=10）和年轻(n个=9）小鼠。(c（c）)使用分选的长期造血干细胞进行竞争性和连续性骨髓移植的方案（LT造血干细胞；CD34−CD48型−CD150型+林−Sca1类+c-套件+). (d日)主要受者（供体细胞的受者来自：年轻、，n个= 11; 车辆处理老化，n个= 15; ABT263-处理过的老化，n个= 13; 来自两个独立的BMT实验）。第二受体PB中的供体细胞植入如补充图10c所示。(e（电子）)通过流式细胞术分析和分离MuSCs的门控策略（顶部）和显示肌源性转录因子Pax7（MuSCs生物标记物）免疫染色的代表性显微照片（底部）。IF，免疫荧光；MCFC，肌源性克隆形成细胞。比例尺，20µm。(（f）)肌肉组织中MuSCs的定量。(克)分类MuSC中初级（左）和次级（右）MCFC的量化。(h、 我)p16的量化+单元格(小时)和磷酸化p38+（第38页+) (我)MuSC中的细胞。(j个)MuSC中γ-H2AX病灶平均数量的量化。n个=Young、Aged+Veh和Aged+ABT各组分别为5、6和6只小鼠f、 h、i、j; 每组8、12和13只小鼠克自始至终，数据均为平均值±s.e.m.Ind日,#P（P）与幼年小鼠供体细胞受体相比<0.05，&P（P）与车用老龄小鼠供体细胞受体相比，<0.05；在里面g–j,#P（P）<0.05，与幼鼠相比，&P（P）<0.05，与车辆处理的老龄小鼠相比；未成对学生的t吨-测试。
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中的注释

  • 耗尽衰老细胞以对抗衰老。
    盖革·H。 盖革·H。 Nat Med.2016年1月；22(1):23-4. doi:10.1038/nm.4024。 《国家医学》，2016年。 PMID：26735406 没有可用的摘要。

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