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比较研究
.2011年10月；54(4):1421-32.
doi:10.1002/hep.24525。 Epub 2011年8月11日。

G蛋白偶联胆汁酸受体Gpbar1（TGR5）通过拮抗活化B细胞核因子κ轻链增强子（NF-κB）负调控小鼠肝脏炎症反应

王艳东 1, 陈伟东, 唐娜·余（Donna Yu）, 巴里·福曼, 黄文东
附属公司
比较研究

G蛋白偶联胆汁酸受体Gpbar1（TGR5）通过拮抗活化B细胞核因子κ轻链增强子（NF-κB）负调控小鼠肝脏炎症反应

王艳东等。 肝病学. 2011年10月.

摘要

Gpbar1（TGR5）是一种膜结合胆汁酸受体，因其在调节能量稳态和葡萄糖代谢中的作用而广为人知。TGR5在体外也表现出强烈的巨噬细胞活性衰减，但TGR5对炎症反应的生理作用及其机制尚不清楚。在这里，我们证明TGR5是活化B细胞（NF-κB）介导炎症的核因子-κ轻链增强子的负调节剂。TGR5激活抑制B细胞抑制剂α（IκBα）中κ轻多肽基因增强子核因子的磷酸化、p65的易位、NF-κB DNA结合活性及其转录活性。此外，TGR5激活增强了IκBα和β-受体2的相互作用。TGR5激动剂对NF-κB转录活性及其靶基因表达的抑制被小干扰RNA中抗β-arrestin2的表达特异性地消除。这些结果表明，TGR5通过介导IκBα和β-arristin2之间的相互作用来抑制NFκB通路。在脂多糖（LPS）诱导的炎症模型中，与野生型（WT）小鼠相比，TGR5（-/-）小鼠表现出更严重的肝脏坏死和炎症。TGR5通过其激动剂配体的激活抑制了炎症介质的表达，以响应LPS在WT中诱导的NF-κB激活，但不抑制TGR5（-/-）小鼠肝脏。

结论：这些发现表明TGR5是一种负性炎症介质，可能是免疫性和炎症性肝病的一种有吸引力的治疗工具。

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数字

图1
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。WT，野生型；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大×200）和每视野F4/80阳性细胞数的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
图1
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。WT，野生型；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大倍数×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大×200）和每视野F4/80阳性细胞数的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
图1
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。WT，野生型；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大倍数×200）和每个场F4/80阳性细胞数量的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
图1
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。野生型WT；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大×200）和每视野F4/80阳性细胞数的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
图1
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。WT，野生型；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代库普弗细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大×200）和每视野F4/80阳性细胞数的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
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TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、枯否细胞和肝脏对NF-κB的激活更敏感。（A） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）显示NF-κB调节的促炎基因表达升高。WT，野生型；TGR5KO、TGR5−/−. *P（P）与WT组相比<0.05。（B） TGR5型−/−小鼠巨噬细胞、原代枯否细胞和肝脏（n=5）对NF-κB的激活敏感*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （C） 野生型（WT）和TGR5血清中炎性血清标志物、ALT和AST的水平−/−（TGR5KO）小鼠，用溶媒（PBS作为对照）或20 mg/kg LPS（n=5）治疗*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （D） WT和TGR5肝切片的代表性苏木精-伊红染色−/−肝脏（放大×200）。箭头表示浸润的炎症细胞。（E） WT和TGR5中F4/80的代表性免疫组织化学染色−/−肝脏（放大×200）和每视野F4/80阳性细胞数的统计分析。箭头表示F4/80阳性细胞。计算了20个高功率场*P（P）<0.05和**P（P）< 0.005. （n=5）。（F） WT和TGR5切片的代表性TUNEL染色−/−肝脏（放大×200）和每总细胞数中TUNEL阳性细胞数的统计分析。统计了至少20个显微镜视野中的细胞数量*P（P）< 0.05. （n=5）。B、C、E和F的数据通过双向方差分析进行多重比较，如材料和方法.
图2
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TGR5抑制LPS诱导的NF-κB介导的炎症前基因的表达在体外和体内（A）TGR5配体治疗抑制LPS诱导的WT促炎基因表达，但不抑制TGR5−/−巨噬细胞和库普弗细胞。用23（S）-mCDCA（10μM）预处理巨噬细胞或枯否细胞18 h，然后用LPS处理6 h（n=3）*P（P）与LPS治疗的WT组相比，<0.05。（B） TGR5配体治疗抑制LPS诱导的WT促炎基因表达，但不抑制TGR5−/−肝脏。（n=5-6）*P（P）与仅LPS处理的WT组相比，<0.05。
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TGR5抑制LPS诱导的NF-κB介导的炎症前基因的表达在体外和体内（A）TGR5配体治疗抑制LPS诱导的WT促炎基因表达，但不抑制TGR5−/−巨噬细胞和库普弗细胞。用23（S）-mCDCA（10μM）预处理巨噬细胞或枯否细胞18 h，然后用LPS处理6 h（n=3）*P（P）与LPS治疗的WT组相比，<0.05。（B） TGR5配体治疗抑制LPS诱导的WT促炎基因表达，但不抑制TGR5−/−肝脏。（n=5-6）*P（P）与LPS治疗的WT组相比，<0.05。
图3
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对荧光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。以10、30、60μM的剂量用23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。用NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK和TGR5表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例与p65表达质粒共同转染HepG2细胞。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅用p65转染的组相比（n＝3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用10μM剂量的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后采集细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞p65过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时转染或不转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
图3
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对荧光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。以10、30、60μM的剂量用23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。用NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK和TGR5表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例与p65表达质粒共同转染HepG2细胞。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅转染p65的组相比（n=3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用10μM剂量的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后采集细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞p65过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时转染或不转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
图3
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对萤光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。以10、30、60μM的剂量用23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。用NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK和TGR5表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例与p65表达质粒共同转染HepG2细胞。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅转染p65的组相比（n=3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用剂量为10μM的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后收获细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞p65过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时转染或不转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对荧光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。以10、30、60μM的剂量用23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。用NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK和TGR5表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例与p65表达质粒共同转染HepG2细胞。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅转染p65的组相比（n=3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用10μM剂量的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后采集细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示，TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞中p65过表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时或不同时转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对荧光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。用剂量为10、30、60μM的23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。用NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK和TGR5表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例与p65表达质粒共同转染HepG2细胞。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅转染p65的组相比（n=3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用10μM剂量的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后采集细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞p65过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时转染或不转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
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TGR5激活可拮抗NF-κB转录活性。（A） TGR5的激活抑制TPA和LPS诱导的NF-κB荧光素酶报告活性。RLU，相对荧光素酶单位*P（P）<0.05（n=3）。（B） TGR5配体剂量依赖性抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染HepG2细胞。以10、30、60μM的剂量用23（S）-mCDCA处理细胞*P（P）<0.05（n=3）。（C） TGR5以剂量依赖的方式抑制p65过度表达诱导的NF-κB活性。将HepG2细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK以及与p65表达质粒以0.5:1、1:1、2:1或3:1的比例增加量的TGR5表达质粒共转染。转染后，用23（S）-mCDCA（10μM）或载体（二甲基亚砜）处理细胞24小时*P（P）< 0.005. 与仅转染p65的组相比（n=3）。（D） TGR5激活抑制小鼠巨噬细胞中p65过度表达诱导的NF-κB活性。小鼠巨噬细胞与NF-κB报告质粒、对照质粒phRL-TK、p65表达质粒和TGR5表达质粒共转染。用10μM剂量的23（S）-mCDCA处理细胞24小时，然后采集细胞并测定荧光素酶活性。RLU，相对荧光素酶单位。（n=3）*P（P）< 0.05. （E） EMSA显示TGR5的激活抑制了p65在HepG2细胞中过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。（F） EMSA显示TGR5的激活抑制了小鼠巨噬细胞p65过度表达诱导的NF-κB DNA结合活性。用p65表达质粒或对照质粒转染小鼠巨噬细胞，同时转染或不转染TGR5质粒。转染24小时后，用10μM 23（S）-mCDCA或DMSO（对照）处理细胞24小时。最后，提取核蛋白用于EMSA分析。
图4
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TGR5抑制IκBα的磷酸化和p65的移位。（A） HepG2细胞中IκBα磷酸化和p65移位的免疫印迹分析。TGR5激活抑制TNF-α诱导的IκBα磷酸化（30 ng/ml）和HepG2细胞中p65过度表达诱导的p65核移位。磷酸化IκBα；T-IκBα，总IκBα*P（P）< 0.05. （B） WT和TGR5肝脏核蛋白池中p65和Lamin B1的总蛋白池中磷酸化IκBα（P-IκB-α）和总Iκ-Bα（T-IκA-α）的免疫印迹分析−/−按照中所述进行治疗的小鼠材料和方法（n=5）。拉明B1被用作核蛋白负荷控制。配体，23（S）-mCDCA*P（P）< 0.05.
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TGR5抑制IκBα的磷酸化和p65的移位。（A） HepG2细胞中IκBα磷酸化和p65移位的免疫印迹分析。TGR5激活抑制TNF-α诱导的IκBα磷酸化（30 ng/ml）和HepG2细胞中p65过度表达诱导的p65核移位。磷酸化IκBα；T-IκBα，总IκBα*P（P）< 0.05. （B） WT和TGR5肝脏核蛋白池中p65和Lamin B1的总蛋白池中磷酸化IκBα（P-IκB-α）和总Iκ-Bα（T-IκA-α）的免疫印迹分析−/−按照中所述进行治疗的小鼠材料和方法（n=5）。拉明B1被用作核蛋白负荷控制。配体，23（S）-mCDCA*P（P）< 0.05.
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TGR5以β-阻遏2依赖方式拮抗NF-κB通路。（A） 用FLAG-IκBα、HA-β-arrestin2和TGR5质粒共同转染HEK293细胞。在血清饥饿12小时后，用23（S）-mCDCA（10μM）刺激细胞达到指定时间。用FLAG特异性抗体或HA特异性抗体免疫沉淀的蛋白质，用所示的FLAG或HA抗体进行免疫印迹*P（P）< 0.05. （n=3）（B）TGR5配体给药增加了野生型（WT）小鼠肝脏中β-arrestin2和IκBα之间的相互作用，但不增加TGR5−/−小鼠肝脏。给小鼠喂食含有10 mg 23（S）-mCDCA/kg的饮食或标准啮齿动物饲料3 d。然后，收集小鼠肝脏进行联合免疫沉淀。（n=5-6）*P（P）< 0.05. （C） 免疫印迹分析表明，抗β-arrestin2小干扰RNA（β-arristin2 siRNA）可降低β-arretin2蛋白水平。（D） TGR5激动剂对NF-κB转录活性的抑制通过表达抗β-阻遏素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）（E）TGF5激动剂对NF-κB介导的靶基因表达的抑制通过抗β-抑制蛋白2小干扰RNA的表达而特异性消除*P（P）< 0.05. （n=3）
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TGR5以β-阻遏2依赖方式拮抗NF-κB通路。（A） 用FLAG-IκBα、HA-β-arrestin2和TGR5质粒共同转染HEK293细胞。在血清饥饿12小时后，用23（S）-mCDCA（10μM）刺激细胞达到指定时间。用FLAG特异性抗体或HA特异性抗体免疫沉淀的蛋白质，用所示的FLAG或HA抗体进行免疫印迹*P（P）< 0.05. （n=3）（B）TGR5配体给药增加了野生型（WT）小鼠肝脏中β-arrestin2和IκBα之间的相互作用，但不增加TGR5−/−小鼠肝脏。给小鼠喂食含有10 mg 23（S）-mCDCA/kg的饮食或标准啮齿动物饲料3 d。然后，收集小鼠肝脏进行联合免疫沉淀。（n=5-6）*P（P）< 0.05. （C） 免疫印迹分析表明，抗β-arrestin2小干扰RNA（β-arristin2 siRNA）可降低β-arretin2蛋白水平。（D） TGR5激动剂对NF-κB转录活性的抑制通过表达抗β-阻遏素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）（E）TGR5激动剂对NF-κB介导的靶基因表达的抑制通过表达抗β-抑制素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）
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TGR5以β-阻遏2依赖方式拮抗NF-κB通路。（A） 用FLAG-IκBα、HA-β-arrestin2和TGR5质粒共同转染HEK293细胞。在血清饥饿12小时后，用23（S）-mCDCA（10μM）刺激细胞达到指定时间。用FLAG特异性抗体或HA特异性抗体免疫沉淀的蛋白质，用所示的FLAG或HA抗体进行免疫印迹*P（P）< 0.05. （n=3）（B）TGR5配体给药增加了野生型（WT）小鼠肝脏中β-arrestin2和IκBα之间的相互作用，但不增加TGR5−/−小鼠肝脏。给小鼠喂食含有10mg 23（S）-mCDCA/kg饮食或标准啮齿动物食物的饮食3天。之后，收集小鼠肝脏进行共免疫沉淀。（n=5–6）*P（P）< 0.05. （C） 免疫印迹分析表明，抗β-arrestin2小干扰RNA（β-arristin2 siRNA）可降低β-arretin2蛋白水平。（D） TGR5激动剂对NF-κB转录活性的抑制通过表达抗β-阻遏素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）（E）TGR5激动剂对NF-κB介导的靶基因表达的抑制通过表达抗β-抑制素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）
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TGR5以β-阻遏2依赖方式拮抗NF-κB通路。（A） 用FLAG-IκBα、HA-β-arrestin2和TGR5质粒共同转染HEK293细胞。在血清饥饿12小时后，用23（S）-mCDCA（10μM）刺激细胞达到指定时间。用FLAG特异性抗体或HA特异性抗体免疫沉淀的蛋白质用针对FLAG或HA的抗体进行免疫印迹*P（P）< 0.05. （n=3）（B）TGR5配体给药增加了野生型（WT）小鼠肝脏中β-arrestin2和IκBα之间的相互作用，但不增加TGR5−/−小鼠肝脏。给小鼠喂食含有10 mg 23（S）-mCDCA/kg的饮食或标准啮齿动物饲料3 d。然后，收集小鼠肝脏进行联合免疫沉淀。（n=5-6）*P（P）< 0.05. （C） 免疫印迹分析表明，抗β-arrestin2小干扰RNA（β-arristin2 siRNA）可降低β-arretin2蛋白水平。（D） TGR5激动剂对NF-κB转录活性的抑制通过表达抗β-阻遏素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）（E）TGR5激动剂对NF-κB介导的靶基因表达的抑制通过表达抗β-抑制素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）
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TGR5以β-阻遏2依赖方式拮抗NF-κB通路。（A） 用FLAG-IκBα、HA-β-arrestin2和TGR5质粒共同转染HEK293细胞。在血清饥饿12小时后，用23（S）-mCDCA（10μM）刺激细胞达到指定时间。用FLAG特异性抗体或HA特异性抗体免疫沉淀的蛋白质，用所示的FLAG或HA抗体进行免疫印迹*P（P）< 0.05. （n=3）（B）TGR5配体给药增加了野生型（WT）小鼠肝脏中β-arrestin2和IκBα之间的相互作用，但不增加TGR5−/−小鼠肝脏。给小鼠喂食含有10 mg 23（S）-mCDCA/kg的饮食或标准啮齿动物饲料3 d。然后，收集小鼠肝脏进行联合免疫沉淀。（n=5-6）*P（P）< 0.05. （C） 免疫印迹分析表明，抗β-arrestin2小干扰RNA（β-arristin2 siRNA）可降低β-arretin2蛋白水平。（D） TGR5激动剂对NF-κB转录活性的抑制通过表达抗β-阻遏素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）（E）TGR5激动剂对NF-κB介导的靶基因表达的抑制通过表达抗β-抑制素2小干扰RNA而被特异性地消除*P（P）< 0.05. （n=3）
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