High-resolution genome-wide mapping of HIF-binding sites by ChIP-seq

doi:10.1182/blood-2010-10-314427

.2011年6月9日；117（23）：e207-17。

doi:10.1182/bloud-2010-10-314427。 Epub 2011年3月29日。

利用ChIP-seq进行HIF结合位点的高分辨率全基因组定位

约翰内斯·舍德尔¹, Spyros Oikonomopoulos公司, 贾尼斯·拉古西斯, 克里斯托弗·普格, 彼得·拉特克利夫, 大卫·R·摩尔

附属公司

PMID： 21447827
预防性维修识别码：项目经理3374576
内政部： 10.1182/血液-2010-10-314427

利用ChIP-seq进行HIF结合位点的高分辨率全基因组定位

约翰内斯·舍德尔等。血液. 2011.

.2011年6月9日；117（23）：e207-17。

doi:10.1182/bloud-2010-10-314427。 Epub 2011年3月29日。

作者

约翰内斯·舍德尔¹, Spyros Oikonopoulos公司, 拉古西斯坚尼斯, 克里斯托弗·普格, 彼得·拉特克利夫, 大卫·R·摩尔

附属

¹英国牛津大学亨利·威科姆分子生理学大楼。

PMID： 21447827
预防性维修识别码：项目经理3374576
内政部： 10.1182/血液-2010-10-314427

摘要

低氧诱导因子（HIF）调节所有哺乳动物细胞对氧张力变化反应的主要转录级联反应。表达阵列表明，数百个基因受该途径调控，控制着不同的过程，而这些过程又协调了氧气的输送和利用。然而，HIF对基因表达的直接和间接控制程度以及决定HIF调节基因范围的因素尚不清楚。利用与高通量测序相关的染色质免疫沉淀，我们在基因组中独立于基因结构识别HIF结合位点。利用基因集富集分析，我们证明了HIF对基因表达的调节具有强大的相关性，这表明这些位点在较长的基因组间隔内运行。HIF-结合基序分析显示了核心RCGTG结合基序之外的序列偏好，但没有揭示任何额外的绝对序列要求。在整个基因组中，只有一小部分潜在结合位点与HIF结合，尽管在正常毒性DNAse1超敏位点（与启动子的距离无关），潜在位点的占有率增加了约20倍，这表明染色质的表观遗传调控可能在定义缺氧反应中起着重要作用。

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数字

图1
**HIF结合位点的分布**HIF-1和HIF-2结合位点相对于最近TSS的位置使用（a）5-kb窗口和（B）100-bp窗口绘制为频率分布。（C）HIF-1结合基因位点、（D）HIF-2结合基因位点和（E）HIF-调节基因位点之间最近邻距离的频率分布。在每种情况下，显示了相同数量的随机选择的控制基因位点的最近邻距离的频率分布，以进行比较。（F） Ingenuity Systems Inc（IPA版本8.8-3204）软件工具用于检查功能通路的HIF-1和HIF-2结合位点。HIF结合位点中统计上过度表达的典型路径与相应的−log一起显示₁₀(*P（P）*值）。

图2
**GSEA按结合位点和TSS之间的距离分层**MCF-7细胞的表达阵列数据在1%的环境氧气中孵育16小时，并用对照siRNA或针对HIF-α两个亚单位的siRNA进行处理，对其进行标准化、筛选有无呼叫，并根据HIF-β的折叠调节进行排序。根据到最近TSS的距离，将HIF-1高表达基因位点分为4个亚组。对每个基因亚组进行GSEA(www.broadinstitute.org/gsea).^,累积ESs以及HIF-结合基因位点在按折叠调节排列的基因中的位置绘制为：（A）在TSS的1kb内HIF-1结合最紧密的基因位点，（B）在TSS1kb和10kb之间，（C）在TSS10kb和100kb之间以及（D）在TSS-100kb以上。（E）日志₂说明了HIF-α对折叠的调节作用。

图3
**HIF结合调节长基因组间隔的基因表达**HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β亚单位在（A）的基因组结合*ERRFI1号机组*和（B）*ARRDC3公司*基因座。显示了每个100-bp窗口的读取次数和每个基因的位置。（C） ChIP–定量PCR确认ChIP-seq定义的结合峰。（D）表达定量PCR确认0.5%低氧条件下16小时的基因调控。（E） ChIP–定量PCR证明RNA Pol2招募到*ERRFI1号机组*和*ARRDC3公司*常压缺氧和0.5%缺氧16小时后HIF-结合位点。（F）荧光素酶报告基因分析显示，异源荧光素酶报告基因的活性在常氧和0.5%低氧条件下16小时后融合到跨越每个HIF结合位点的序列。

图4
**HIF-结合基序的表征**使用CisGenome的Gibbs Motif Sampler模块检测了HIF-1和HIF-2结合区域中常见的新基序。然后通过确定HIF-结合区中每个基序与控制区（r1）的相对出现率，HIF-绑定区系统发育保守部分中系统发育保守基序与对照区（r2）的相对发生率，来检查以这种方式识别的基序的丰富性，HIF-1结合区和控制区（r3）所有部分的系统发育保守基序。图中显示了所有3种富集比均大于2的图案的序列标识。每个字母的高度与其频率成比例，最频繁的字母位于顶部。然后调整每个堆栈的高度，以表示该位置序列的信息内容（以位为单位）。（C）对包含单个RCGTG基序的HIF-1和（D）HIF-2结合位点进行分析，以确保该核心基序以外的序列保持。将序列延伸至RCGTG基序的上游和下游100 bp，并对齐。在每个位置，使用χ将观察到的基频与预期基频进行比较²测试。每个核苷酸在每个位置的相对出现率用字母高度表示为占总数的百分比。显示非随机基频的位置(*P（P）*<.01（Bonferroni校正后）以灰色突出显示。

图5
**正常毒性DNAse1超敏反应预测HIF的低氧结合**根据最近的TSS（纵轴）上游/下游的距离对HIF-1高活性结合区进行排名。（A）对于每个HIF-1结合区，绘制每个RCGTG基序相对于HIF结合区中心的位置（横轴）。（B）对与常氧DNAse1超敏反应峰一致的RCGTG基序子集重复相同的分析（ENCODE联合体数据集1）。（C） HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β亚单位在*egl九同系物3*基因位点。每个100-bp窗口的读取数和基因的位置以及RCGTG基序和DNAse1-超敏RCGTG（DNAse1-hypersensite site RCGTG）基序的位置都显示出来以进行比较。

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1. Ang SO，Chen H，Hirota K，等。先天性丘瓦什红细胞增多症的基础是氧稳态的破坏。自然遗传学。2002;32(4):614–621.-公共医学
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[1] Beall CM、Cavalleri GL、Deng L等。西藏高原人低血红蛋白浓度相关EPAS1（HIF2alpha）的自然选择。美国国家科学院院刊2010；107(25):11459–11464.-项目管理咨询公司-公共医学

[2] Beall CM、Cavalleri GL、Deng L等。西藏高原人低血红蛋白浓度相关EPAS1（HIF2alpha）的自然选择。美国国家科学院院刊2010；107(25):11459–11464.-项目管理咨询公司-公共医学

[3] Yi X，Liang Y，Huerta-Sanchez E，等。50个人类外显子的测序揭示了对高海拔的适应。科学。2010;329(5987):75–78.-项目管理咨询公司-公共医学

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[7] Percy MJ、Furlow PW、Lucas GS等。家族性红细胞增多症HIF2A基因的获得性突变。《N Engl J Med.2008》；358(2):162–168.-项目管理咨询公司-公共医学

[8] Percy MJ、Furlow PW、Lucas GS等。家族性红细胞增多症HIF2A基因的获得性突变。《N Engl J Med.2008》；358(2):162–168.-项目管理咨询公司-公共医学

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[10] 南岛YA、莫斯利J、巴迪西N、卡伦D、布朗森RT、凯林WG。，PHD2脯氨酰羟化酶的体细胞失活导致红细胞增多和充血性心力衰竭。鲜血。2008;111(6):3236–3244.-项目管理咨询公司-公共医学

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