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.2008年10月23日；60(2):308-20.
doi:10.1016/j.neuron.2008.012。

全反式维甲酸在稳态突触可塑性中的突触信号传递

杰森·奥托 1, 克莉丝汀·纳姆, 迈克尔·M·潘, 丁帕梅拉（Pamela Ting）, 陆晨
附属公司

全反式维甲酸在稳态突触可塑性中的突触信号传递

杰森·奥托等。 神经元. .

摘要

正常的大脑功能要求神经回路中的整体突触活动保持不变。神经活动的长期变化通过一个称为突触缩放的过程导致突触强度的稳态调节。突触缩放的分子机制基本上尚不清楚。在这里，我们报道了全反式维甲酸（RA），一种众所周知的发育形态发生素，意外地调节了突触伸缩以响应活动阻断。我们发现，活动阻断可增加神经元中RA的合成，而急性RA治疗可增强突触传递。RA诱导的突触强度增加被活动阻断诱导的突触缩放所阻断。抑制RA合成可防止突触缩放。这种形式的RA信号通过翻译依赖但转录依赖的机制运作，导致突触后谷氨酸受体水平上调，并需要RARalpha受体。总之，我们的数据表明，RA作为一种信号分子，通过蛋白质合成依赖性机制增加突触强度，在稳态可塑性中发挥作用。

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数字

图1
图1。RA诱导突触缩放
（A） 分离培养物中对照（DMSO）和RA处理神经元的典型mEPSC痕迹。比例尺：20 pA，20 ms。（B）对培养海马脑片进行急性RA（1µM）治疗可显著增加锥体神经元中mEPSCs的振幅，但不增加其频率（DMSO，n=11；RA，n=16；*，p<0.0005）。（C） RA治疗增加了分离神经元培养物中的mEPSC振幅（每组n=11；*，p<0.01）。（D） 和（E）RA乘法放大mEPSC振幅。（D） 根据排序的控制振幅（绿点）绘制排序的RA振幅，数据最好用乘法（实线）而不是加法（虚线）来描述mEPSC振幅的增加。红点是对照控件绘制的控件，斜率为1。最佳拟合：RA=控制×1.68–5.14，R（右）=0.989，p<0.0001。（E） DMSO（红色）和RA（绿色）处理神经元的mEPSC振幅累积分布（每组11个）。将DMSO分布放大1.68倍，可以很好地拟合RA处理的分布（黑线）。（F） RA治疗不会改变mEPSC的平均频率（每组n=11，p>0.9）。（G） 急性RA治疗未诱导新的脊柱形成。将转染GFP的神经元用DMSO或1µM RA处理1小时并固定。RA未引起明显的形态学改变。比例尺：5µm。
图2
图2。RA介导活性阻滞诱导的突触缩放
（A） ROLDH抑制剂柠檬醛阻断TTX+APV诱导的突触缩放。在电生理记录之前，用柠檬醛（5µM）或二甲基亚砜（DMSO）和TTX+APV处理神经元24小时。而TTX+APV单独诱导突触缩放（每组n=10，*，p<1×10−4)活动阻滞未引起突触标化（每组n=9，p>0.2）。（B） RALDH抑制剂DEAB（10µM）也阻断了TTX+APV诱导的突触缩放（每组n=11，*，p<0.005；n.s.，p>0.5）。（C） 用TTX和APV阻断培养切片中的神经元活动可诱导突触缩放，随后的RA治疗可进一步增加闭塞（n=10/组，*，p<0.005）。（D） 在原代培养中，活性阻滞诱导的突触标度阻断了RA诱导的进一步标度（n=10/组；*，p<0.01）。
图3
图3。活动阻断增加神经元中RA的产生
（A） 海马神经元中RALDH1的表达。13个DIV海马神经元对RALDH1（绿色）表现出较强的免疫反应性。神经树突和细胞体用MAP2抗体标记（红色）。比例尺，10µm。（B） 3xDR5-RARE-GFP报告结构示意图。GFP报告子由胸苷激酶（TK）启动子驱动。转录受上游RARE序列调控，该序列由3个DR5-RARE拷贝组成。（C） 不同处理下神经元中3xDR5-RARE-GFP报告基因表达的示例图像。比例尺，10µm。（D） TTX和APV 24小时的活性阻断显著增加了神经元中3xDR5-RARE-GFP报告基因的表达，而未改变对照组GFP的表达（n=10/组；*，p<1×10−4，单因素方差分析）。TTX治疗24小时并没有增加报告者的表达（n=9，p>0.3）。（E） DEAB以剂量依赖的方式阻止TTX+APV治疗后3xDR5-RARE-GFP报告基因表达的增加（n=10/组；*，p<0.0005；n.s.，p>0.4）。（F） 和（G）长时间的神经元活动阻断（>8小时）显著增加了转染3xDR5-RARE-GFP报告基因的共镀HEK293细胞中GFP的表达水平，而不影响对照组的GFP表达（n=15/组，*，p<0.01）。比例尺，10µm。所有统计分析均采用单因素方差分析。误差条代表SEM。
图4
图4。RA增加同源GluR1受体的表面传递
（A） DMSO或RA治疗30分钟后，神经元中GluR1和GluR2的表面染色。药物洗脱后一小时进行染色。比例尺，10µm。（B） RA治疗增加了表面GluR1水平，而不影响GluR2水平（n=10个神经元/组；*，p<0.0005）。（C） DMSO或RA处理30分钟后，或TTX+APV处理24小时后，原代培养神经元中表面GluR1的生物素化。（D） RA治疗和活性阻断均增加了表面GluR1的表达，但在24小时TTX和APV治疗后，RA未观察到额外的增加（n=3；*，p<0.01）。（E） 在分离的海马培养物中，（F）RA诱导的突触传递增加被Phanthotoxin-433（PhTx，5µM）完全阻断（n=8；*，p<0.05）。记录前10分钟，在浴缸中涂抹了PhTx。E中的比例尺：20 pA，20 ms。（G）RA诱导的培养切片神经元mEPSC振幅增加也对PhTx治疗敏感（n=10；*，p<0.01）。所有统计分析均采用单因素方差分析。误差条代表SEM。
图5
图5。RA诱导的突触缩放与转录无关
（A） （B）RA-诱导的突触缩放被蛋白合成抑制剂茴香霉素阻断，而在切片培养（A）和分离培养（B）的海马锥体神经元中，转录抑制剂放线菌素D未阻断（n=10/组；*，p<0.005）。在RA治疗前30分钟开始药物治疗，并与RA一起清洗。（C） RA治疗可选择性增加神经元表面GluR1水平，而GluR2水平保持不变。GluR1表面表达的增加被放线菌酮或茴香霉素阻断，但不被放线霉素D阻断（n=5；*，p<0.01）。
图6
图6。RA诱导GluR1蛋白的局部翻译
（A） 在神经元树突和胶质细胞中检测到GluR1 mRNA。针对GluR1 mRNA（红色）的反义或正义探针用于荧光就地杂交。用MAP2抗体（蓝色）标记神经元胞体和树突。比例尺，10µm。（B） 相对于全细胞裂解物，GluR1和PSD-95在海马突触体部分富集，组蛋白H3选择性缺失。（C） 10分钟RA治疗（0.1、1或10µM）可诱导突触神经小体中GluR1的合成（n=4；*，p<0.005）。（D） RA治疗未改变GluR2、PSD-95和RARα的表达（n=4，p>0.5）。（E） 放线菌酮和茴香霉素阻止了RA诱导的突触体GluR1合成，但放线菌素D没有阻止（n=4；*，p<0.0005）。（F） 海马切片的MAP2（绿色）和RARα（红色）免疫荧光染色；上部面板的比例尺为200µm；下部面板为20µm）。
图7
图7。RARα是活动阻断和RA-诱导的突触缩放所必需的
（A–C）RARα敲除对原代培养海马神经元活动阻断和RA-诱导的突触标度的影响。（A） 从不同实验组的原代培养神经元记录到的mEPSCs的代表性痕迹。比例尺：20 pA，20 ms。（C） RARαshRNA阻断了分离培养物中RA-诱导的突触缩放（n=15/组；*，p<0.001）。（D） 慢病毒介导的RARαshRNA（n=10/组，p<1×10−4). （E） 活性阻断诱导了表面GluR1的显著增加，但GluR2免疫反应性没有显著增加，这完全被RARα敲除所阻断（n=50个树突，来自18个神经元/组；*，p<1×10−10).
图8
图8。RARα的药理学激活诱导突触缩放和局部GluR1合成
（A–B）用RARα特异性激动剂AM580（1µM）处理培养的分离海马神经元，以剂量依赖的方式在分离培养的神经元中诱导突触缩放（n=10/组；*，p<0.05）。比例尺：20 pA，20 ms（C–D）用1µM AM580处理培养海马脑片，显著增加神经元的mEPSC振幅（n=16/组，p<1×10−4). 比例尺：20 pA，20 ms（E–F）AM580增加了海马突触神经体中GluR1的合成（n=5；*，p<0.005）。
图9
图9。神经元活动阻滞诱导稳态突触可塑性的信号通路
先前的研究表明，神经元活动的减少（顶部）最终导致突触强度的增加（底部），导致细胞内蛋白Arc/Arg3.1和CaM激酶II的变化（中间；（Shepherd等人，2006；Thiagarajan等人，2002），并诱导神经胶质细胞分泌TNFα（右；（Stellwagen和Malenka，2006）我们在此提出，除了先前研究的特定形式可塑性所需的这些途径外，活性阻断还诱导RA合成增加，RA合成通过RARα发出信号，直接或间接刺激更多GluR1型AMPA受体的插入。因此，即使神经元活动减少，由于这些通路的激活，单个突触的强度增加，也会导致相同的整体突触传递水平。
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中的注释

  • 视黄酸在稳态可塑性中的作用。
    Tsien RW格罗斯路。 Groth RD等人。 神经元。2008年10月23日；60(2):192-4. doi:10.1016/j.neuron.2008.10.03。 神经元。2008 PMID：18957211 免费PMC文章。

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