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.2008年9月19日;283(38):26047-58.
doi:10.1074/jbc。M802617200之间。 Epub 2008年7月11日。

磷脂酰丝氨酸、PtdIns(4,5)P2和PtdIns(3,4,5。PKCalpha C2结构域的分子动力学模拟、膜结合和细胞移位研究

附属公司

磷脂酰丝氨酸、PtdIns(4,5)P2和PtdIns(3,4,5。PKCalpha C2结构域的分子动力学模拟、膜结合和细胞移位研究

曼纳德巴西斯等人。 生物化学杂志. .

摘要

在细胞信号传递和其他细胞过程中,许多细胞溶质蛋白被募集到质膜(PM)。最近的报告表明,PM中存在的磷脂酰丝氨酸(PS)、磷脂酰肌醇4,5-二磷酸(PtdIns(4,5)P(2))和磷脂酰肌糖3,4,5-三磷酸(PddIns(3,4,15)P。为了系统分析这些脂质如何介导细胞蛋白的PM靶向,我们对已知能结合PS和磷脂酰肌醇的蛋白激酶Calpha(PKCalpha)的钙依赖性C2结构域进行了生物物理、计算和细胞研究。通过表面等离子共振分析进行的体外膜结合测量表明,PKCalpha-C2非特异性地结合磷脂酰肌醇,包括PtdIns(4,5)P(2)和PtdIns(3,4,5。PtdIns(4,5)P(2)或PtdIns(3,4,5。分子动力学模拟也支持钙依赖的PS结合对PKCalpha-C2的膜相互作用至关重要。PtdIns(4,5)P(2)单独不能驱动结构域的膜附着,但可以进一步稳定Ca(2+)和PS依赖的膜结合。当荧光蛋白标记的PKCalpha-C2在NIH-3T3细胞中表达时,磷脂结合残基的突变或来自PM的PtdIns(4,5)P(2)和/或PtdIns(3,4,5或PM处的PtdIn(3,4,5)P(3)减缓了PKCα-C2的膜解离。总的来说,这些研究表明,PtdIns(4,5)P(2)和PtdIns(3,4,5。这些研究还表明,许多细胞蛋白的有效PM募集可能需要PS和磷脂酰肌醇的协同作用。

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图1。
图1。
PKCα的动力学和平衡膜结合测量通过SPR分析发现C2结构域和一个突变体。 A类,平衡结合PKCα-C2连接到涂有POPC/POPS的传感器芯片(80:20)(○),POPC/PtdIns(4,5)P2(98:2) (▪), POPC/PtdIns(3,4,5)P(98:2)(Δ)和POPC/POPS/PtdIns(4,5)P2(78:20:2) (•)小泡。以5μl/min的速度以不同浓度注射PKCα-C2在每个脂质表面和R(右)等式测量值。结合等温线由R(右)等式(三次测量的平均值)PKCα-C2浓度。实线表示构建的理论曲线R(右)最大值K(K)值由确定使用方程对等温线进行非线性最小二乘分析:R(右)等式=R(右)最大值/(1 +K(K)/0).B类,动力学PKCα-C2的结合(50 n)传感器芯片上涂有POPC/POPS(80:20),POPC/PtdIns(4,5)P2(98:2),以及POPC/POPS/PtdIns(4,5)P2(78:20:2). 流速保持在缔合相和解离相均为15μl/min。10米HEPES缓冲液,pH 7.4,0.16KCl和10μ氯化钙2用于所有测量。
图2。
图2。
PKCαC2结构域的结构。 A、,最初的PKCα-C2和系统脂质的配置,公式图像.PKCα-C2(PDB码1DSY)的晶体结构2+离子和PS分子如示意图所示。POPC分子位于黄色的,POPS在浅蓝色、和铂族锡(4,5)P2在里面洋红钙离子显示为红色球体为了清楚起见,未显示脂质上的氢原子蛋白质环变得平滑。B中,CBL和阳离子β-槽残留物。CBL残留物如所示蓝色和β-槽残留物在里面洋红PS头部基团出现在晶体结构中以杆表示法显示。C、,蛋白质的Cα痕迹具有前两个主轴(巴基斯坦). 第一个PA显示为实心直线,而第二个显示为虚线直线CBL以较厚的Cα突出显示跟踪。盒子的地板与膜表面平行。
图3。
图3。
用MD计算PKCα-C2从膜上的位移仿真。CBL和阳离子β-槽残留物的置换对于上膜层,测定了四种不同的系统;A类,含Ca2+和POPC(公式图像);B类,含Ca2+、POPC和PtdIns(4,5)P2(公式图像);C类,含Ca2+、POPC和POPS(公式图像);和(D类)含Ca2+、POPC、POPS和铂族锡(4,5)P2(公式图像).负值表示向位移,正值表示远离双层的位移。首字母的叠加(绿色)和最终(红色)还显示了这四个系统的结构。对于覆盖,膜平面平行于箱体的地板固体虚线指示第一个和第二个PA,分别是。E类,蛋白质和两个PtdIns(4,5)P2三个系统中的分子,公式图像,公式图像,公式图像.铂族锡(4,5)P2在蛋白质之间增加了大约6个额外的氢键以及双层,使氢键的平均数量从11增加至17。
图4。
图4。
不同条件下PKCα-C2及其突变体的膜移位条件。 A、,铂族锡(4,5)P2消耗控制。添加雷帕霉素诱导CF-lnp的快速PM易位(青色),它与PtdIn(4,5)P2传感器,PLCδ-PH-YFP(黄色的),来自下午。B中,铂族锡(3,4,5)P消耗控制。添加LY294002诱导PtdIns(3,4,5)P的解离2传感器,Btk-PH-CFP公司(青色),在4分钟内,Btk-PH-CFP在PM处预先定位在静息细胞中达到显著水平;然而,为了证明LY294002,PtdIns(3,4,5)P的作用2PM的形成是由血小板衍生生长因子(PDGF公司).C类,项目经理PKCα-C2-RFP的易位(红色)由ATP诱导,没有PtdIn(4,5)P2或PtdIns(3,4,5)P消耗。D类,PKCα-C2-RFP的PM易位(红色)由ATP诱导PtdIn(4,5)P之后2消耗。E类,PM易位PKCα-C2-RFP(红色)在铂族锡(3,4,5)P消耗。F类,PM易位PKCα-C2-RFP(红色)经序贯后由ATP诱导铂族锡(3,4,5)P和PtdIns(4,5)P2消耗。G公司,PKCα-C2-RFP的PM易位(红色)由ATP诱导PtdIns(3,4,5)P之后诱导。H(H),PM易位PKCα-C2-RFP的(红色)在铂族锡(4,5)P2归纳。,PM易位共转染PKCα-C2-WT-CFP(青色)和K209A/K221A-RFP(红色)由不含PtdIns(4,5)P的ATP诱导2铂族锡(3,4,5)P消耗。J型,膜移位PKCα-C2-N189A-RFP(红色)通过添加10μ离子霉素。所有测量值,除了G公司执行了与Lyn联合转染NIH-3T3细胞11-FRB和CF-lnp。单个代表大多数细胞群体行为的细胞选择了不同条件下进行说明。已拍摄图像每15秒显示一次单独治疗后的时间值。稍后时间点荧光强度降低的原因是荧光蛋白的光漂白。酒吧指示10μm。
图4。
图4。
不同条件下PKCα-C2及其突变体的膜移位条件。 A、,铂族锡(4,5)P2消耗控制。添加雷帕霉素诱导CF-lnp的快速PM易位(青色),它与铂族锡(4,5)P2传感器,PLCδ-PH-YFP(黄色的),来自下午。B中,铂族锡(3,4,5)P消耗控制。添加LY294002诱导PtdIns(3,4,5)P的解离2传感器,Btk-PH-CFP公司(青色),在4分钟内,Btk-PH-CFP在PM处预先定位在静息细胞中达到显著水平;然而,为了证明LY294002,PtdIns(3,4,5)P的作用2PM的形成是由血小板衍生生长因子(PDGF公司).C类,项目经理PKCα-C2-RFP的易位(红色)由ATP诱导,没有铂族锡(4,5)P2或PtdIns(3,4,5)P耗尽。D类,PKCα-C2-RFP的PM易位(红色)由ATP诱导PtdIns(4,5)P之后2消耗。E类,的PM易位PKCα-C2-RFP(红色)在铂族锡(3,4,5)P消耗。F类,PM易位PKCα-C2-RFP(红色)经序贯后由ATP诱导铂族锡(3,4,5)P和PtdIns(4,5)P2消耗。G公司,PKCα-C2-RFP的PM易位(红色)由ATP诱导PtdIns(3,4,5)P之后归纳。H(H),PM易位蛋白激酶Cα-C2-RFP的(红色)在铂族锡(4,5)P2归纳。,PM易位共转染PKCα-C2-WT-CFP(青色)和K209A/K221A-RFP(红色)由不含PtdIns(4,5)P的ATP诱导2铂族锡(3,4,5)P消耗。J型,膜移位PKCα-C2-N189A-RFP(红色)通过添加10μ离子霉素。所有测量值,除了G公司已执行与Lyn联合转染NIH-3T3细胞11-FRB和CF lnp。单个代表大多数细胞群体行为的细胞选择了不同条件下进行说明。已拍摄图像每15秒显示一次单独治疗后的时间值。稍后时间点的荧光强度降低是由于荧光蛋白的光漂白。酒吧指示10μm。
图5。
图5。
PtdInsP耗竭、诱导和突变的影响PKCα-C2 PM易位动力学的PtdInsP结合位点。 A类,PKCα-C2-RFP的RFP强度比(=PM/(PM+胞浆)),这表明PM时蛋白质的相对丰度胞浆,绘制为时间的函数。图中显示无脂质损耗(•,图。4C类),铂族铟(4,5)P2损耗(○,图4D类;公式图像),铂族锡(3,4,5)P损耗(Δ,图。4E类;公式图像)、和铂族锡(4,5)P2+铂族锡(3,4,5)P损耗(□;图4F类;公式图像).B类,RFP强度比随时间的变化脂质诱导(•,图。4C类),铂族铟(4,5)P2感应(Δ,图4H、, 公式图像)和PtdIns(3,4,5)P感应(○,图。4G、, 公式图像).C类,PKCα-C2-RFP(•)的荧光强度比和K209A/K211A(○)联合转染NIH-3T3细胞(图4)绘制了作为时间的函数。未进行脂质消耗测量。

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参考文献

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