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药物生物化学行为。作者手稿;PMC 2020年12月3日提供。
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预防性维修识别码:PMC7714273号
NIHMSID公司:NIHMS1650269
PMID:29753887

青春期前后饮用乙醇和/或尼古丁对雌性酒精依赖大鼠星形胶质细胞谷氨酸转运体和代谢型谷氨酸受体-1的调节

摘要

谷氨酸神经传递障碍介导对尼古丁(NIC)和乙醇(EtOH)依赖性的发展。先前的研究表明,持续接触EtOH或阶段性接触NIC会降低谷氨酸转运体-1(GLT-1)和胱氨酸/谷氨酸反向转运蛋白(xCT)的表达,但不会降低谷氨酸/天冬氨酸转运体(GLAST)的表达。此外,接触EtOH或NIC后,代谢型谷氨酸受体(mGluRs)的表达受到影响。然而,EtOH和NIC共同摄入对GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响尚不清楚。在本研究中,准青春期雌性嗜酒(P)大鼠被给予类似狂饮的水、蔗糖(SUC)、SUC-NIC、EtOH或EtOH-NIC,为期四周。本研究确定了这些增强剂对伏隔核(NAc)、海马(HIP)和前额叶皮层(PFC)中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响。SUC-NIC和EtOH-NIC均使NAc中GLT-1和xCT的表达降低。此外,后两组HIP中只有xCT表达下调。此外,摄入SUC、SUC-NIC、EtOH和EtOH-NIC后,HIP中的谷胱甘肽过氧化物酶(GPx)活性降低。与之前的工作类似,GLAST在任何脑区的表达都没有被任何增强剂改变。然而,SUC-NIC、EtOH和EtOH-NIC组的NAc中mGluR1表达增加。这些结果表明,青春期前后狂饮EtOH或SUC(有或无NIC)可能对星形胶质细胞谷氨酸转运体和受体产生不同的影响。我们的数据进一步与之前在成年大鼠身上观察到的一些结果相一致。

关键词:辅酶a buse、乙醇、尼古丁、GLT-1、xCT、mGluR1

1.简介

最近的证据表明,全球青少年的乙醇(EtOH)和烟草消费量显著增加(Primack等人,2015年;Xi等人,2016年;埃塞尔,2017年;Miech等人,2017年;Wang等人,2017年). 此外,EtOH的摄入已被证明能增加年轻人吸烟的快感(Gubner等人,2017年). 此外,一些临床研究表明,EtOH滥用者更有可能滥用烟草(Bierut等人,2000年;Falk等人,2008年). 同样,研究报告称,饮酒会增加烟草的使用,反之,吸烟会增加EtOH的摄入量(Bobo和Husten,2000年;Grant等人,2004年;Falk等人,2006年;Falk等人,2008年). 因此,似乎EtOH和尼古丁(NIC)至少调节了一些共同的增强/奖赏神经回路,当这两种化合物同时存在时,会导致摄入量增加(Griffiths等人,1976年;Bito-Onon等人,2011年). 阐明EtOH和NIC共同依赖性发展的药理机制可能会导致药物治疗干预的分子靶点的发现,特别是中枢谷氨酸奖赏神经回路中的靶点。

在中层皮质边缘奖赏通路中,伏隔核(NAc)接收来自不同脑区的谷氨酸能输入,包括前额叶皮层(PFC)和海马(HIP)(Floresco等人,2001年;Kalivas和Volkow,2005年). 这些对NAc的谷氨酸能预测与寻求毒品和吸毒行为的发展有关(LaLumiere和Kalivas,2008年). HIP还接收来自PFC的输入,并向PFC发送谷氨酸能投射,PFC似乎也介导了药物依赖的发展[综述见(Feduccia等人,2012年)]. 因此,研究酒精或蔗糖(SUC)的狂饮对这三个脑区谷氨酸能系统的影响非常重要。重要的是,接触EtOH或NIC与这些与奖励相关的关键脑区的细胞外谷氨酸总浓度显著增加有关(Floresco等人,2001年;Lambe等人,2003年;Saellstroem Baum等人,2006年;Bancila等人,2009年). 例如,来自Deehan等人(2015)据报道,与EtOH、糖精-NIC或糖精自我给药组相比,暴露于EtOH-NIC的雌性P大鼠的细胞外谷氨酸浓度显著增加。然而,NIC和EtOH共同暴露对中脑皮质边缘神经回路中星形胶质细胞谷氨酸转运体和代谢型谷氨酸受体-1(mGluR1)表达的影响尚未研究。

谷氨酸摄取主要由谷氨酸转运体1(GLT-1)调节,其中兴奋性氨基酸转运体2(EAAT2)是人类的同源物(丹博尔特,2001). 先前的研究表明,连续五周饮用EtOH或连续21天静脉注射NIC可降低NAc中GLT-1的表达(Knackstedt等人,2009年;Goodwani等人,2015年). 此外,反复口服大剂量EtOH可降低HIP中GLT-1的表达(Alshehri等人,2017年). 这表明长期接触EtOH或NIC可能导致中脑皮质边缘区(包括NAc、PFC和HIP)细胞外谷氨酸总浓度显著增加。然而,EtOH和NIC共同摄入对这些中层皮质边缘核中GLT-1表达的影响尚不清楚。此外,胱氨酸/谷氨酸反转运蛋白(xCT)在调节谷氨酸稳态中起着重要作用[综述见(Bridges等人,2012年)]胞外谷氨酸交换为胞内胱氨酸(贝克等人,2002年;Shih等人,2006年). 谷氨酸/天冬氨酸转运体(GLAST)是另一种与GLT-1和xCT共同定位于星形胶质细胞中的谷氨酸转运体。关于I组代谢型谷氨酸受体(mGluRs),mGluR1在暴露于EtOH或NIC的动物中上调(Kane等人,2005年;Obara等人,2009年). 此外,已有研究表明,mGluR1拮抗剂可显著减弱动物的EtOH和NIC-寻找行为(Dravolina等人,2007年;Besheer等人,2008年;Lum等人,2014年;Goodwani等人,2017年)提示mGluR1在调节EtOH和NIC的增强效应中可能发挥作用。然而,EtOH-NIC共同暴露对GLAST或mGluR1表达的影响尚未直接研究。

有趣的是,xCT通过刺激谷胱甘肽的生物合成,显示了部分神经保护和抗氧化作用(Shih等人,2006年;Albrecht等人,2010年). 细胞内胱氨酸转化为半胱氨酸,半胱氨酸参与谷胱甘肽合成和抑制氧化应激(Shih等人,2003年;Amin等人,2014年). 重要的是,氧化谷胱甘肽是通过谷胱甘苷过氧化物酶(GPx)氧化谷胱甘肽而形成的,GPx被广泛用作神经保护的生物标志物(德蓬特,2013). 然而,在NIC和EtOH共同消费的背景下,GPx活性和xCT表达之间的关联尚未评估。

在本研究中,我们研究了暴露于以SUC、SUC-NIC、EtOH或EtOH-NIC为增强剂的自由选择、狂欢式饮酒方案的雌性P大鼠NAc、HIP和PFC中谷氨酸转运体(GLT-1、xCT和GLAST)和mGluR1表达的变化。由于NIC有苦味,将SUC和EtOH与NIC混合以刺激P大鼠饮用NIC。因此,研究了SUC或EtOH、SUC-NIC和EtOH-NIC对星形胶质细胞谷氨酸转运体和mGluR1表达的影响,以确定这些增强物对谷氨酸能系统的任何显著交互作用。此外,还评估了HIP中的GPx活性。本研究中使用雌性大鼠而非雄性大鼠的理由是基于文献报道,与雄性、动物和人类相比,雌性大鼠的EtOH和NIC寻求行为增强(Donny等人,2000年;Torres等人,2014年;Frydenberg等人,2015年). 女性体内雌激素水平与EtOH消耗量呈正相关(Frydenberg等人,2015年). 此外,与去势雌性大鼠或雄性大鼠相比,雌性大鼠更愿意摄入NIC或EtOH(Torres等人,2014年;Flores等人,2016年). 在本研究中使用P大鼠模型的原因是这些大鼠具有生理、神经化学和行为等多种酒精表型(Murphy等人,2002年;Bell等人,2011年;Bell等人,2016年;Bell等人,2017年). 此外,我们实验室的一项研究先前使用了雌性P大鼠,该研究发现头孢曲松上调GLT-1水平和/或功能会减弱EtOH、SUC和NIC的饮酒行为(Sari等人,2016). 因此,这些动物具有消耗EtOH、SUC和NIC的欲望。

先前的一项研究报告称,长期接触NIC会降低接触EtOH的雌性成年大鼠NAc中的谷氨酸含量,但未对青少年进行类似处理(Lallemand等人,2009年). 鉴于大多数研究都调查了长期接触EtOH或NIC对成年动物谷氨酸的影响,因此必须在青少年发育阶段对这一研究问题进行调查。由于与人类接触的临床和生理相关性,本研究使用了多次计划的狂欢式饮酒EtOH或SUC(有或无NIC程序)来模拟狂欢式饮酒(Bell等人,2011年;Bell等人,2014年). 总的来说,本研究旨在提供证据,证明与中性(水)和阳性对照(Ryu等人)条件相比,有或无NIC摄入的狂欢式EtOH对谷氨酸能系统的差异或协同效应。

2.材料和方法

2.1. 动物和饮用协议

本研究中使用的雌性P大鼠在实验室动物护理评估和认证协会(AAALAC)完全认可的设施中饲养。所有研究方案均经印第安纳大学医学院(印第安纳州印第安纳波利斯IUSM)机构动物护理和使用委员会(IACUC)批准,并符合美国国立卫生研究院(NIH)机构动物护理和使用委员会和实验动物护理和使用指南(国家研究委员会生命科学委员会实验动物资源研究所,1996年)。动物在21天大时断奶[出生后第21天(PND)],并按性别分组饲养。在PND 25,动物被转移到动物饲养室,饲养时间为12/12小时,暗/光反向循环,上午10:00有光偏移。

在PND 30±2时,将动物转移到悬挂式不锈钢铁丝网笼中,并在组织收获前随时获得食物和水。在大鼠被安置在悬挂式不锈钢铁丝网笼中的第三天,每只动物被随机分配到五个不同治疗组中的一个。所有小组都经历了一个狂欢式的停车场饮酒-多次预定访问程序(Bell等人,2011年)两个1小时(h)的疗程间隔2小时,第一个疗程发生在黑暗周期的第一个小时。每周五天(周一至周五)访问各自的解决方案,持续四周。将大鼠分为五组,自由选择使用三瓶[三瓶选择(3BC)],如下所示:一瓶水瓶,同时使用(1)两瓶水,(2)一瓶15%和一瓶30%EtOH,(3)一瓶15%EtOH和0.07 mg/mL NIC,以及一瓶30%EtOH和0.14 mg/mL NIC;(4)一瓶10%的SUC和0.07 mg/mL NIC,一瓶10%SUC和0.14 mg/mL NIC,最后是(5)一瓶10%SUC和一瓶10%SUC。每个治疗组有九只动物,治疗组如图1NIC与EtOH或SUC混合,刺激P大鼠饮用NIC,避免NIC的不良味道。NIC浓度(0.07 mg/mL和0.14 mg/mL)是根据研究结果选择的,研究表明,使用这些浓度摄入NIC(mg/kg/天)会导致血液NIC水平与非依赖性慢性吸烟者相当(贝诺维茨,1984年;Hauser等人,2012年).

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雌性P大鼠狂饮SUC或EtOH(含或不含NIC)的时间线和分组条件。

2.2. 大脑采集

在最后一次类似狂欢的进入期大约2小时后,对大鼠实施安乐死,立即提取大脑并立即储存在−80°C下进行免疫印迹分析。使用维持在−20°C的恒冷器解剖大脑区域(NAc、PFC和HIP)。Paxinos和Watson Atlas用于确定这些大脑区域的边界(Paxinos和Watson,2007年). 在这项研究中,我们解剖了(徒手)这些大脑区域,如NAc(约1 mm厚)、HIP(约2 mm厚)和PFC(约2毫米厚)。从每组(每组n=6)中随机选择样品进行Western印迹。

2.3. 西方印迹分析

如前所述,进行Western Blot分析以确定NAc、HIP和PFC中GLT-1、xCT、GLAST、mGluR1和GAPDH表达的变化(Alasmari等人,2016年b;Hammad等人,2017年). 简单地说,使用含有蛋白酶抑制剂的裂解缓冲液轻轻均质脑组织样品。为了进行蛋白质定量,使用Bio-Rad定量试剂(Bio-Rad,Hercules,CA,USA)测定每个组织样品中的总蛋白质。将每个组织样品的比体积与莱姆利染料混合,然后装入聚丙烯酰胺凝胶(10-20%)。随后,使用转移装置系统将每个凝胶中的蛋白质转移到PVDF膜上。随后,在室温下使用3%游离脂肪乳在Tris缓冲盐水吐温-20(TBST)中封闭膜30分钟至1小时。PVDF膜在4°C下与所需的一级抗体孵育(过夜)。本研究中使用的主要抗体包括豚鼠抗GLT-1(1:5000,Millipore)、兔抗xCT抗体(1:1000;Abcam)、兔抗GLAST抗体(1:5000;Abcam)和兔抗mGluR1(1:3000;Millipoer生物科学研究试剂)。这些抗体已用于我们之前的研究(Hammad等人,2017年). 本研究中使用的对照装载蛋白是小鼠抗GAPDH(1:5000,Millipore)。第二天,用TBST清洗所有膜五次,然后用3%的脱脂牛奶封闭30分钟。随后,用适当的二级抗体[分别为抗鼠IgG、抗豚鼠IgG,抗兔IgG或抗小鼠IgG]以1:3000的稀释度孵育膜90分钟。然后用TBST五次洗涤并干燥。为了检测蛋白质,将干燥的膜与开发中的化学发光试剂盒(Super Signal West Pico,Pierce Inc.)一起培养。然后使用SRX-101A处理器开发暴露于HyBlot CL膜(赛默飞世尔科技公司)的膜。使用MCID机器量化和分析数字化印迹图像上GLT-1、xCT、GLAST、mGluR1和GAPDH的表达。在每次运行凝胶时,我们将凝胶加载如下:1)水、SUC和SUC-NIC;和2)水、EtOH和EtOH-NIC。因此,比较各组NAc、PFC和HIP中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1的表达变化。水对照组的数据表示为100%,以确定这些蛋白质(相对于水对照组)在暴露于类似狂欢的不同饮水溶液中的动物的中脑皮质边缘区的表达的显著变化(Li等人,2003年;拉瓦尔等人,2003年;Miller等人,2008年;张和谭,2011年;Devoto等人,2013年;阿拉斯玛丽等人,2015年). 因此,我们将每个治疗组中感兴趣的所有蛋白质的表达归一化为在相同凝胶组中运行的匹配水对照组。

2.4. 谷胱甘肽过氧化物酶活性(GPx)

使用商用谷胱甘肽过氧化物酶试剂盒(美国安娜堡Cayman Chemical公司)测定治疗大鼠HIP区域的谷胱甘苷过氧化物酶(GPx)活性。为了检测GPx活性,从−80°C取回冷冻脑组织样品,并在添加1 mM EDTA的冰冷PBS(pH 7.4)中均质。匀浆在22000下离心在4°C下持续30分钟,并立即使用试剂盒方案评估上清液的GPx活性。简言之,340 nm处吸光度的变化率(A340)对背景孔、阳性对照和收集的脑组织样本进行1~6min以上的检测,一式两份。然后使用A的速率变化测定GPx活性340以及NADPH消光系数。使用Pierce BCA蛋白质测定试剂盒(ThermoFisher Scientific,Waltham,USA)测定样品的蛋白质浓度。

2.5. 统计分析

2.5.1. 饮料溶液数据

在为期四周的狂欢式计划饮酒程序的最后五个疗程中,使用非配对方法计算和分析SUC、EtOH和NIC的平均摄入量t吨-测试。我们在这个实验中没有配对t吨-测试,比较添加或不添加NIC的SUC(g/kg)或EtOH(g/kg。此外,我们使用了unparedt吨-测试以确定EtOH和SUC对NIC摄入量的影响(mg/kg)。重要的是要考虑到使用不同浓度的SUC或EtOH和NIC,并使用不同的量单位(例如,EtOH的g/kg/次)测量饮用量。

2.5.2. Western Blot和谷胱甘肽过氧化物酶(GPx)数据

对于感兴趣的蛋白质,使用单向ANOVA和Newman-Keuls事后多重比较测试,以水对照组相对于对照负载蛋白质(GAPDH)的百分比比率分析从蛋白质印迹分析获得的数据。GPx活性百分比也通过单因素方差分析和Newman Keuls多重比较进行分析。从水对照组获得的免疫印迹带密度和GPx活性作为100%基准。所有数据均为第页<0.05显著性水平。行为研究(n=9)和Western Blot研究(n=6)的样本量不同,因为Western Blot研究中观察到的效应量更大。

3.结果

3.1. SUC、SUC-NIC、EtOH或EtOH-NIC的平均摄入量

独立t吨-测试分析表明,添加NIC显著降低了SUC摄入量[第页< 0.0001, (图2A)]. 未配对的t吨-试验表明,与SUC-NIC组相比,暴露于乙醇-NIC狂欢式饮酒时间表的动物的NIC平均摄入量(mg/kg)显著降低[第页< 0.0001, (图2B)]. 然而,与EtOH-NIC相比,EtOH的平均摄入量没有显著差异[第页> 0.05, (图2C)].

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平均最近五次狂欢式饮酒;(A) 雌性P大鼠的SUC(平均体重g/kg)和SUC-NIC(体重g/kg。未付款t吨-测试表明,添加NIC降低了SUC消耗,然而,分析表明添加NIC后EtOH消耗没有任何变化。未付款t吨-测试表明,SUC-NIC组的NIC消耗量高于EtOH-NIC组。数据表示为平均值±SEM(每组n=9)(#第页< 0.0001).

3.2. 暴饮SUC或SUC-NIC对NAc中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

单因素方差分析显示,水分控制组、SUC组和SUC-NIC组的GLT-1表达存在显著差异[F(2,15)=10.99,第页= 0.0011, (图3A)],xCT表达[F(2,15)=6.91,第页= 0.0075, (图3B)]和mGluR1表达[F(2,15)=4.53,第页= 0.028, (图3D)],但在GLAST表达中没有[F(2,15)=0.63,第页=NS(图3C)]在NAc中。Newman-Keuls多重比较事后测试显示,虽然SUC组和水组NAc中GLT-1的表达没有显著变化,但与水组、SUC组、中性组和阳性对照组相比,饮用SUC-NIC后NAc中的GLT-1和xCT表达降低,mGluR1表达增加。

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暴饮SUC和SUC-NIC对NAc中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1相对表达(R)的影响。Newman-Keuls分析后的单向方差分析显示,SUC-NIC而非SUC暴露降低了NAc中的GLT-1/GAPDH和xCT/GAPDH比率。分析未显示NAc中GLAST/GAPDH比率有任何显著降低。Newman-Keuls分析后的单向方差分析显示,SUC-NIC而非SUC暴露增加了NAc中mGluR1/比率。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)(*第页<0.05和**第页< 0.01).

3.3. 狂饮EtOH或EtOH NIC对NAc中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

我们进一步确定了为期四周的狂欢式饮酒EtOH和EtOH-NIC对NAc中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响。单因素方差分析显示,这些组之间的NAc在GLT-1表达方面存在显著差异[F(2,15)=5.28,第页= 0.018, (图4A)],xCT表达[F(2,15)=7.26,第页= 0.0062, (图4B)],mGluR1表达[F(2,15)=4.58,第页= 0.028, (图4D)],但不在GLAST表达中[F(2,15)=0.55,第页=NS(图4C)]. Newman-Keuls多重比较显示,虽然NAc、EtOH-NIC中水分控制组和EtOH组之间的GLT-1和xCT表达没有显著变化,但与水分控制和EtOH组相比,暴露降低了NAc中GLT-1与xCT的表达。此外,与水对照组相比,EtOH和EtOH-NIC暴露增加了NAc中mGluR1的表达,并且EtOH/NIC组与EtOH-NIC组之间NAc中的mGluR2表达有显著变化。

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狂饮EtOH和EtOH-NIC对NAc中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1相对表达(R)的影响。Newman-Keuls分析后的单向方差分析显示,EtOH-NIC而非EtOH暴露降低了NAc中的GLT-1/GAPDH和xCT/GAPDH比率。分析表明,NAc组之间的GLAST/GAPDH比率没有显著降低。Newman-Keuls分析后的单因素方差分析显示,EtOH-NIC和EtOH暴露增加了NAc中mGluR1/GAPDH比率。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)(*第页<0.05和**第页< 0.01).

3.4. 暴饮SUC或SUC-NIC对HIP中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

单因素方差分析显示,HIP中水分控制组、SUC组和SUC-NIC组的xCT表达存在显著差异[F(2,15)=9.05,第页= 0.0026, (图5B)]. 统计分析表明,在水分控制组、SUC组和SUC-NIC组之间,GLT-1表达没有任何显著差异[F(2,15)=0.70,第页=NS(图5A)],GLAST表达[F(2,15)=0.98,第页=NS(图5C)],mGluR1表达[F(2,15)=0.65,第页=NS时(图5D)]. Newman-Keuls分析显示,与SUC组和水对照组相比,饮用SUC-NIC显著降低了HIP中xCT的表达,而SUC组与水对照组之间没有差异。

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暴饮SUC和SUC-NIC对HIP中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1相对表达(R)的影响。Newman-Keuls分析后的单因素方差分析显示,SUC-NIC而非SUC暴露降低了HIP的xCT/GAPDH比率。分析表明,HIP中所有组之间的GLT-1/GAPDH、GLAST/GAPDH和mGluR1/GAPDH比率均未出现任何显著降低。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)(*第页<0.05和**第页< 0.01).

3.5. 暴饮EtOH或EtOH-NIC对HIP中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

我们进一步研究了水、EtOH和EtOH-NIC组之间GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1的表达。单因素方差分析显示,这些组在HIP中的xCT表达发生了显著变化[F(2,15)=5.08,第页= 0.021, (图6B)],但在GLT-1表达中不存在[F(2,15)=0.37,第页=NS(图6A)],GLAST表达[F(2,15)=0.11,第页=NS(图6C)],或mGluR1表达[F(2,15)=0.25,第页=NS(图6D)]. Newman-Keuls多重比较显示,与水对照组相比,在暴饮EtOH后HIP中xCT的表达没有显著变化。然而,与EtOH和水对照组相比,EtOH-NIC饮用显著降低了HIP中xCT的表达。

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暴饮EtOH和EtOH-NIC对HIP中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1相对表达(R)的影响。Newman-Keuls分析后的单因素方差分析显示,EtOH-NIC而非EtOH暴露降低了HIP的xCT/GAPDH比率。分析表明,HIP组之间的GLT-1/GAPDH、GLAST/GAPDH和mGluR1/GAPDH比值没有显著降低。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)(*第页< 0.05).

3.6. 暴饮SUC或SUC-NIC对PFC中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

单因素方差分析未显示GLT-1表达有任何显著差异[F(2,15)=0.14,第页=NS(图7A)],xCT表达[F(2,15)=0.48,第页=NS(图7B)],GLAST表达[F(2,15)=0.20,第页=NS(图7C)]mGluR1表达[F(2,15)=0.37,第页=NS(图7D)]在水分控制中,PFC中的SUC和SUC-NIC组表达。

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狂饮SUC和SUC-NIC对PFC中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1的相对表达(R)的影响。单因素方差分析和Newman-Keuls分析没有显示PFC中所有组之间GLT-1/GAPDH、xCT/GAPDH GLAST/GAPDH和mGluR1/GAPDH比率的任何显著降低。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)。

3.7. 暴饮EtOH或EtOH-NIC对PFC中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响

我们进一步测定了水对照组、EtOH组和EtOH-NIC组在所有研究脑区中GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1的表达。单因素方差分析未显示GLT-1表达有任何显著差异[F(2,15)=0.41,第页=NS(图8A)],xCT表达[F(2,15)=0.35,第页=NS(图8B)],GLAST表达[F(2,15)=0.15,第页=NS(图8C)]mGluR1表达[F(2,15)=0.26,第页=NS时(图8D)]在PFC的这些小组中。

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狂欢式饮酒EtOH和EtOH-NIC对PFC中(A)GLT-1、(B)xCT、(C)GLAST和(D)mGluR1的相对表达(R)的影响。Newman-Keuls分析后的单向方差分析显示PFC中所有组之间的GLT-1/GAPDH、xCT/GAPDH GLAST/GAPDH和mGluR1/GAPDH-比率没有显著降低。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)。

3.8. 饮用SUC、SUC-NIC、EtOH或EtOH-NIC对HIP中GPx活性的影响

单因素方差分析和Newman-Keuls分析表明,与水对照组相比,SUC组和SUC-NIC组HIP中GPx活性显著降低[F(2,15)=5.06,第页= 0.021, (图9A)]. 此外,单因素方差分析和Newman-Keuls多重比较表明,与HIP中的水对照组相比,EtOH和EtOH-NIC组的GPx活性也显著降低了%[F(2,15)=4.19,第页= 0.035, (图9B)].

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暴饮SUC、SUC-NIC EtOH或EtOH-NIC对HIP中GPx活性的影响。A) 单因素方差分析和Newman-Keuls分析表明,SUC和SUC-NIC暴露降低了HIP的GPx活性。B) Newman-Keuls分析后的单因素方差分析显示,EtOH和EtOH-NIC暴露降低了HIP中的GPx活性。数据表示为平均值±SEM(每组n=6)(*第页< 0.05).

4.讨论

本研究检测了有或无NIC的EtOH狂饮对雌性P大鼠三个脑区星形胶质细胞谷氨酸转运体和mGluR1表达的影响。此外,该研究还研究了SUC对GLT-1、xCT、GLAST和mGluR1表达的影响,以确定SUC和NIC在谷氨酸转运体和受体上是否存在相互作用(即SUC作为阳性对照)。研究结果表明,与水和SUC对照组相比,狂欢式SUC-NIC饮用降低了NAc中GLT-1的表达,增加了mGluR1的表达,而xCT在NAc和HIP中的表达均降低。此外,与水对照组相比,狂饮EtOH不会影响脑区星形胶质细胞谷氨酸转运体的表达,但会增加NAc中mGluR1的表达。此外,与水对照组相比,酗酒样的EtOH-NIC饮酒降低了NAc和HIP中的GLT-1和xCT,同时增加了NAc中mGluR1的表达。

在本研究中,在SUC溶液中添加NIC可显著降低SUC消耗量。然而,添加NIC后EtOH摄入量没有显著变化,尽管它确实略有下降。这表明NIC的苦味可能会减少SUC的消耗,但不一定会减少EtOH的摄入。值得注意的是,本研究在青春期P大鼠中使用了类似狂饮的程序,而之前的工作通常是在连续使用EtOH和/或NIC的成年大鼠中进行的。此外,目前的研究结果表明,与使用EtOH-NIC的患者相比,使用类似狂欢的SUC-NIC的人群的NIC摄入量明显更高。这种影响可能是由于SUC的消耗量明显高于EtOH(图2). 先前的研究揭示了NIC暴露对SUC和EtOH消耗的影响的相互矛盾的结果(Bito-Onon等人,2011年;Grimm等人,2012年;Sari等人,2016年). 这些不一致结果的一个原因可能是NIC的管理途径。例如,口服NIC可减少SUC和EtOH的摄入量(Sari等人,2016年)在一项研究中,另一些研究报告称,静脉注射NIC后EtOH和SUC的消耗增加(Bito-Onon等人,2011年;Grimm等人,2012年).

我们小组之前的一项研究报告称,通过头孢曲松治疗上调NAc和PFC中的GLT-1导致雌性P大鼠的EtOH和/或NIC饮酒行为减弱(Sari等人,2016年). 这表明星形胶质细胞谷氨酸转运体,主要是GLT-1,在调节EtOH或NIC寻求中起着关键作用(Alasmari等人,2016a,Goodwani等人,2017年)]. 在本研究中,我们首次发现,与水和SUC对照组相比,青少年期狂饮样SUC-NIC的定时摄入降低了NAc中GLT-1的表达,而与水对照组和EtOH组相比,青春期期饮酒样EtOH-NIC狂饮减少了NAc的GLT-1表达。然而,无论是SUC还是EtOH定期饮酒都不会改变NAc中GLT-1的表达。此前,连续暴露于EtOH五周和分阶段暴露于NIC 21天会降低成年大鼠NAc中GLT-1的表达(Knackstedt等人,2009年;Alhaddad等人,2014b;Goodwani等人,2015年). 然而,其他研究表明,长期有限接触EtOH不会导致成年动物GLT-1或xCT表达的任何变化(Griffin等人,2015年;Pati等人,2016年;Stennett等人,2017年). 这些发现表明,持续(即非计划)接触EtOH会降低NAc中GLT-1的表达。我们的数据还表明,多次定期NIC自我给药能够降低NAc中GLT-1的表达。尽管连续五周摄入EtOH降低了HIP中GLT-1的表达(Aal-Aaboda等人,2015年),我们没有观察到在使用有限访问程序的情况下,在有或没有NIC的情况下狂饮EtOH后HIP中GLT-1表达的任何变化。此前的一项研究报告称,六个月内分阶段接触电子烟(即含NIC的蒸汽)并不会降低HIP中的GLT-1(Alasmari等人,2017年). 我们目前的数据与之前使用成年大鼠的研究结果一致,其中EtOH或NIC暴露不会导致PFC中GLT-1表达的任何变化(Knackstedt等人,2009年;Goodwani等人,2015年). 此外,最近的一项研究发现,阻断NAc中的GLT-1不会减弱SUC寻求的恢复(Bobadilla等人,2017年). 值得注意的是,本研究为后一发现提供了一些佐证,即长期接触SUC不会影响NAc、HIP或PFC中GLT-1的表达。

几项使用成年大鼠的研究报告称,长期接触EtOH或NIC导致特定脑区xCT表达减少,包括NAc、HIP和腹侧被盖区(Knackstedt等人,2009年;Alhaddad等人,2014b;Aal-Aaboda等人,2015年). 在这项研究中,我们首次研究了青春期前狂饮EtOH、SUC、SUC-NIC或EtOH-NIC对NAc、PFC和HIP中xCT表达的影响。我们发现摄入SUC-NIC或EtOH-NIC可显著下调NAc和HIP中xCT的表达。在接触EtOH饮料的组中未观察到这种影响。先前的研究表明,计划阶段暴露于NIC后,xCT表达降低,但NAc、背侧纹状体和HIP中的EtOH没有降低(Knackstedt等人,2009年;Griffin III等人,2014年;Alasmari等人,2017年;Stennett等人,2017年). 此外,先前报道的研究和我们的数据均未证明长期接触NIC后PFC中xCT的表达有任何显著降低(Knackstedt等人,2009年;Alasmari等人,2017年). 目前的数据表明,尽管连续摄入EtOH会降低PFC中xCT的表达,但计划的过量摄入EtOH不会影响PFC中xCT的表达(Alhaddad等人,2014a). 因此,成人和青春期前后的EtOH,无论是否有NIC,狂欢式暴露可能对星形胶质细胞谷氨酸转运体的表达产生与持续暴露不同的影响。

在这项研究中,我们没有观察到在四周内狂饮EtOH、SUC-NIC或EtOH-NIC后GLAST表达的任何变化。虽然GLAST定位于整个大脑,但GLAST在小脑而不是前脑中高度表达(Lehre和Danbolt,1998年;丹博尔特,2001). 此外,GLAST在视网膜中高度表达(Lehre和Danbolt,1998年). 连续五周饮用EtOH或慢性吸入NIC不会改变NAc、背纹状体或PFC中GLAST的表达(Hakami等人,2016年;Alasmari等人,2017年).

在有或无NIC的青春期多次计划性狂饮样摄入EtOH后,还测定了NAc、HIP和PFC中mGluR1的表达。我们报告称,有限的EtOH和/或NIC可上调NAc中mGluR1的表达。这与之前的一项研究一致,该研究表明,暴露于EtOH六个月后,P大鼠NAc核心mGluR1表达增加(Obara等人,2009年). 这表明P大鼠NAc中的mGluR1活性受EtOH和/或NIC摄入的影响。此外,在暴露于类似狂饮EtOH的动物中,发现杏仁核中mGluR1的表达增加(Cozzoli等人,2014年). 其他报告表明,在黑暗中选择性饲养的高饮水小鼠显示NAc的mGluR1表达显著增加(Cozzoli等人,2009年;Cozzoli等人,2012年). 然而,EtOH和NIC共同暴露对中枢奖赏脑区mGluR1表达的影响尚不清楚。本研究表明,EtOH和NIC的共同暴露增加了NAc中mGlurR1的表达。研究发现,阶段性接触EtOH或NIC导致细胞外谷氨酸总浓度显著增加,这可能表明中棘神经元的放电增强(Griffin III等人,2014年;Griffin等人,2015年;Ryu等人,2017年). 我们认为,这种效应可能会增加突触后谷氨酸受体(如mGluR1)的表达,作为一种补偿机制。然而,我们没有观察到HIP或PFC区域mGluR1表达的任何变化。由于人们对间歇性接触EtOH或NIC对HIP和PFC中mGluR1表达和突触谷氨酸浓度的影响知之甚少,需要进一步研究以阐明细胞外谷氨酸浓度与突触后谷氨酸受体表达之间的关系,包括这些脑区域中的mGluR1。

包括EtOH在内的几种滥用药物是众所周知的HIP氧化应激诱导剂(Pant等人,2017年). 由于GPx的活性对细胞抵抗氧化应激的能力有直接影响,最近的研究集中于检查药物滥用对GPx活性的影响(Biala等人,2017年;Gong等人,2017年). 例如,暴露在水管烟雾中会降低HIP中GPx的活性(Alzoubi等人,2015年). 这项研究还发现,这些雄性Wistar大鼠的记忆和学习能力受到严重损害。直观地说,GPx活性的增加与动物氧化应激的保护作用有关(宫本茂等人,2003年). 先前的研究报告称,GLT-1和xCT上调因子头孢曲松能够使谷胱甘肽含量正常化(Amin等人,2014年)这表明谷胱甘肽系统和星形胶质细胞谷氨酸转运体活性之间存在着密切联系。在本研究中,我们发现,与水对照组相比,饮用SUC-NIC和EtOH-NIC后,HIP中xCT和GPx活性均降低,表明NIC治疗大鼠中xCT表达降低与GPx活性降低之间可能存在相关性。有趣的是,与水对照组相比,暴露于SUC或EtOH降低了GPx活性,但对xCT表达没有影响。这表明SUC和EtOH可能通过其他机制影响GPx的活性,包括自由基的生成(Oh等人,1998年;Rosas-Villegas等人,2017年). 因此,我们的数据并没有提供确凿的证据表明,暴露于NIC和/或EtOH后,xCT的表达与HIP中GPx活性之间存在直接联系。

总之,我们的研究表明,青春期前期狂欢样的EtOH和NIC联合使用会导致NAc和HIP中星形胶质细胞谷氨酸转运体和mGluR1的表达发生显著变化。需要进一步研究,以调查这些滥用药物对NAc次区域(如NAc外壳和核心)谷氨酸能系统的影响。这些数据进一步证实了之前在成年动物研究中观察到的结果。未来,需要进一步研究这些滥用药物对青少年与成人中层皮质边缘脑区谷氨酸能转运蛋白和受体的差异和/或类似影响。值得注意的是,青少年和年轻人的乙醇-NIC共同滥用率很高,这突出表明需要更多地了解这些药物的长期生物和生理作用。此外,还需要进一步研究EtOH和/或NIC对这些中层皮质边缘核氧化应激参数的影响。

致谢

所提出的研究得到了美国国家酗酒和酗酒研究所AA019458(Y.Sari)和AA13522(R.L.Bell)的部分支持。

脚注

利益冲突

作者声明没有利益冲突。

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