趋化因子受体CXCR2表达在乳腺肿瘤生长、血管生成和转移中的作用
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卡利扬·C·纳努鲁
内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，985900内布拉斯加医学中心，美国东北部奥马哈，68198-5900
博纳·夏尔马
内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系，985900内布拉斯加医学中心，美国东北部奥马哈，68198-5900
米歇尔·瓦尔尼
内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，985900内布拉斯加医学中心，美国东北部奥马哈，68198-5900
拉凯什·K·辛格
内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系，985900内布拉斯加医学中心，美国东北部奥马哈，68198-5900
内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，985900内布拉斯加医学中心，美国东北部奥马哈，68198-5900
*通讯作者
收到日期：2011年6月7日；2011年10月5日接受。
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摘要
背景：
人们早就知道趋化因子及其受体可以调节各种癌症的转移。先前的研究表明，CXCR2在恶性乳腺癌组织中的表达上调，但在良性导管上皮样品中没有上调。CXCR2在乳腺癌转移表型中的功能作用尚不清楚。我们假设趋化因子受体CXCR2介导肿瘤细胞的侵袭和迁移，并促进乳腺癌的转移。本研究旨在探讨CXCR2在小鼠乳腺癌细胞转移表型中的潜在作用。
材料和方法：
我们使用短发夹RNA（shRNA）稳定下调转移性乳腺癌细胞株Cl66和4T1中CXCR2的表达，以此评估CXCR2在乳腺癌中的功能作用。分析CXCR2下调对肿瘤生长、侵袭和转移潜能的影响在体外和体内。
结果：
我们通过转录水平的逆转录聚合酶链反应（RT-PCR）和蛋白质水平的免疫组织化学证实了CXCR2在Cl66和4T1细胞（Cl66-shCXCR2和4T1-shCXCR）中的敲除。我们没有观察到在体外载体控制和CXCR2击倒Cl66或4T1细胞之间的细胞增殖。接下来，我们通过以下方法检测了Cl66-shCXCR2细胞的侵袭潜能在体外基质侵入试验。我们观察到通过Matrigel侵入的Cl66-shCXCR2细胞数量（52±5）显著低于对照细胞（Cl66对照）（182±3）(P（P）< 0.05). 我们分析了体内通过将细胞原位植入雌性BALB/c小鼠乳腺脂肪垫，利用自发转移模型研究Cl66-shCXCR2的转移潜能。在肿瘤植入12周后处死动物，分析组织样本中的转移结节。CXCR2下调显著抑制肿瘤细胞转移。所有植入对照Cl66细胞的小鼠（n=10）均自发发生肺转移，而植入Cl66-shCXCR2细胞的小鼠数量明显较少（40%）出现肺转移。
结论：
总之，这些结果表明CXCR2可能在乳腺癌的侵袭和转移中发挥关键作用。
关键词：CXC趋化因子、CXCR2、转移、肿瘤生长
简介
趋化因子和趋化因子受体被描述为白细胞向炎症部位和次级淋巴器官转运的基本和选择性介质。除了在免疫细胞趋化中的作用外，趋化因子通过其受体发出的信号在癌症中也起着关键作用。CXCR2信号调节各种癌症的血管生成和转移；然而，其在乳腺癌中的作用迄今尚未阐明。了解CXCR2在乳腺癌转移中的作用将有助于靶向CXCR2的辅助疗法的发展。
CXCR2是一种G蛋白偶联受体[1]其活性由与其相互作用的配体控制。[2,三]CXCR2与趋化因子受体CXCR1具有显著的同源性，但它们在配体特异性方面存在显著差异。CXCR2与多种趋化因子相互作用，包括CXCL8、CXCL1（Groα）、CXCL2（Groβ）、CXCL3（Groγ）CXCL5和CXCL6（GCP-2），但CXCR1的结合特异性仅限于CXCL8和CXCL6[4]小鼠同源物mCXCR2与CXC配体mCXCL1（KC）和mCXCL2（MIP2）结合。[5,6]mCXCR2也可以被人类GRO趋化因子CXCL1–CXCL3和CXCL8激活[7]CXCR1和CXCR2在中性粒细胞和内皮细胞等几种正常细胞以及各种肿瘤细胞中均有表达。[8–11]研究表明，CXCR1和CXCR2都能以高亲和力结合CXCL8，CXCR2和CXCR1与CXCL8的激活可导致细胞趋化性、细胞生长和活性、血管生成以及细胞转化。CXCR2在多种肿瘤细胞上表达[12]黑色素瘤[14]胰腺[15]和卵巢[16]所有转移指数高的癌症。此外，已有研究表明，CXCR2受体的激活是CXCL8介导血管生成的关键步骤。[17,18]我们的实验室表明，CXCL8在恶性黑色素瘤中组成性表达，并作为自分泌/旁分泌生长、侵袭性和血管生成因子发挥作用。[19,20]CXCR2和CXCR1在其他非转移性SBC-2和A375P黑色素瘤细胞中的过度表达促进了肿瘤细胞的侵袭和转移。[21,22]
对恶性和良性乳腺癌标本的分析表明，肿瘤细胞在所有恶性标本中均表达CXCR1和CXCR2，而表达这些受体的良性导管上皮细胞仅占50%。[12]在人乳腺癌细胞系中也观察到CXCR2的差异表达。恶性乳腺癌细胞系，如MDA MB-231、MDA MB-436和SKBR3，表达高水平的CXCR2，而非恶性的MCF-7和T47-D细胞系，CXCR2表达较低。[23]雌激素受体（ER）阴性乳腺肿瘤在癌症患者中表现出较高的CXCR2 1208C/T多态性，并可能影响疾病进展。[24]这些数据表明，CXCR2在乳腺癌组织中的表达可能与转移的进展和发展有关。迄今为止，CXCR2在乳腺癌转移中的作用尚不清楚。在本报告中，我们的数据为CXCR2表达在乳腺肿瘤进展中的作用提供了证据。乳腺肿瘤细胞中CXCR2的沉默表达会削弱其向肺部转移的能力，并抑制肿瘤血管生成和侵袭性。
材料和方法
细胞培养
本研究使用转移潜能不同的小鼠乳腺癌细胞系4T1（高度转移）、Cl66（中度转移）、Cl66M2（低转移）和BMI164（Cl66的骨转移变体）。[25,26]细胞保存在Dulbecco’s Modified Eagle Media（DMEM）（Mediatech，Hendon，VA，USA）中，含有5%的最高血清（Biowitaker，Walkersville，MD，USAL（左）-谷氨酰胺和0.08%庆大霉素（Invitrogen，Carlsbad，CA，USA）。
shRNA表达质粒的制备及CXCR2敲除细胞
使用短发夹RNA（shRNA）技术沉默CXCR2基因表达。使用靶向CXCR2的shRNA：（2sh-CCC CAA TAC AGC AAA CTG GCG GAT）和靶向与已知小鼠基因组序列无关序列的对照shRNA。按照制造商的方案，使用脂质体试剂（Invitrogen）将对照和CXCR2 shRNA质粒载体稳定地转染4T1和Cl66细胞。分离表达shCXCR2或载体对照的4T1（4T1-对照和4T1-shCXCR2）和Cl66（Cl66对照和Cl66-shCXCR 2）细胞的稳定转染克隆，并将其保存在补充1000μg/ml G418-硫酸盐（Invitrogen）的培养基中。为了避免克隆特异性效应，所有实验均使用混合培养物。
mRNA表达分析
如前所述，使用半定量逆转录聚合酶链反应（RT-PCR）进行基因表达分析。[27]简言之，cDNA是由5μg使用SuperScript的总RNA™II逆转录酶（Invitrogen）和寡核苷酸（dT）引物。扩增两微升第一链cDNA（1:10稀释）。使用了以下引物序列：CXCR2，5'-ACT TTT CCG AAG GAC CGT CT-3’（正向）和5'-GTA ACA GCA TCC GCC AGT TT-3’（反向）；CXCL-1，5'-TCG CTT CTC TGT GCA GCG CT-3'（正向）和5'-GTG GTT GAC ACT TAG TGG TCT C-3'（反向）。对于内部控制，使用了甘油醛3-磷酸脱氢酶（GAPDH）、5'-CGC ATT TGG TCG TAT TGG G-3'（正向）和5'-TGA TTT TGG AGG GAT CTC GC-3’（反向）。扩增产物通过含有溴化乙锭的1%琼脂糖凝胶进行解析，并使用Alpha Imager凝胶文档系统（美国加利福尼亚州圣莱安德罗AlphaInnotech）进行分析。
CXCR2蛋白的免疫荧光表达
细胞被放置在8孔室载玻片中。在37°C培养24小时后，将细胞固定在冷丙酮和甲醇中，然后在-20°C培养10分钟。用磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤两次后，用抗体稀释剂（BD Biosciences，San Jose，CA，USA）在室温下封闭细胞30分钟（RT）；以1:100的稀释度使用抗CXCR2抗体（SC-683，Santa Cruz Biotechnology，Santa Cruz，CA，USA），并在室温下孵育2小时。以1:200的稀释度使用Cy3缀合的抗兔抗体，并在室温下孵育30分钟。进一步用PBS洗涤细胞，并用含有DAPI（4’，6二氨基-2-苯基吲哚）的vectashield安装介质安装细胞（Vector Laboratories，美国加利福尼亚州伯灵盖姆）。使用共焦显微镜（UNMC核心设备）分析染色细胞的CXCR2表面表达。
细胞增殖试验
细胞以低密度（1000个细胞/孔）接种在96个板中。在过夜粘附后，将细胞与单独培养基或含有不同血清浓度的培养基培养72小时。如前所述，通过MTT（3-（4,5-二甲基噻唑-2-基）-2,5-二苯基四唑溴化铵，一种黄色四唑）分析测定细胞增殖。[28,29]比较载体控制转染细胞和CXCR2敲除细胞的吸光度差异。
细胞运动和侵袭试验
为了研究沉默CXCR2表达对细胞迁移的影响，细胞（1×106将无血清培养基中的细胞/孔）置于无涂层聚对苯二甲酸乙二醇酯膜（6孔插入；8孔μm孔径；Becton Dickinson，美国新泽西州富兰克林湖区）。对于侵袭，细胞（1×104细胞/孔）被镀到Matrigel-coated transwell室（24孔插入；8μm孔径；美国马萨诸塞州剑桥市科宁科斯塔公司）。底部腔室含有1.0 ml含血清的培养基。将细胞在37°C下孵育24小时，并移除未通过膜孔的细胞。按照制造商的说明，使用Hema 3试剂盒（Fisher Scientific Company L.L.C.，Kalamazoo，MI，USA）对迁移的细胞进行染色。细胞在10个随机区域（200×）中计数，并表示为每个视野的平均细胞数。数据表示为三个独立实验的平均值。
肿瘤生长和自发转移分析
雌性BALB/c小鼠（6-8周龄）购自美国国家癌症研究所，并在特定的无病条件下进行饲养。执行的所有程序均符合机构指南，并得到内布拉斯加州大学医学中心机构动物护理和使用委员会的批准。Cl66对照或Cl66-shCXCR2细胞（1×106在0.1 ml Hank’s平衡盐溶液中）原位注射到乳腺脂肪垫（MFP）中，以研究肿瘤生长和自发转移。每周测量两次肿瘤生长，直到小鼠被处死。
在小鼠自发转移模型中，当肿瘤达到0.4 mm时，手术切除原发肿瘤三尺寸。随后，MFP植入肿瘤组在植入后45天结束时处死。肿瘤体积使用公式π/6×（较小直径）计算2×（较大直径）。从小鼠体内回收的肿瘤用4%多聚甲醛固定，石蜡包埋，并进行组织病理学评估和免疫组织化学。
肿瘤微血管密度、细胞增殖和凋亡分析
如前所述，进行免疫组织化学分析以确定微血管密度。[30]简而言之，6-μ用二甲苯和乙醇（Biogenex，San Roman，CA，USA）将m厚的肿瘤切片脱蜡并封闭30分钟。肿瘤切片在潮湿的房间中培养过夜，其中含有以下主要抗体：增殖细胞核抗原抗体（抗PCNA；Santa Cruz Biotechnology）、生物素化抗GS-IB4隔离素单叶灰树)（Vector Laboratories）或抗裂解胱天蛋白酶-3（Cell Signaling Technologies，Danvers，MA，USA）。RT时使用相应的生物素化二级抗体（GS-IB4除外）。根据制造商的说明，使用ABC Elite试剂盒和DAB底物（Vector Laboratories）检测免疫反应性。细胞质中的红棕色沉淀物表示阳性反应。阴性对照组有除一级抗体外的所有试剂。微血管的数量是用一个5×5的十字线网格（美国新罕布什尔州利奇菲尔德市Klarmann Rulings）用400×物镜（250×）在显微镜下定量的μm总面积）。
统计分析
应用非配对双尾模型比较各组之间的差异t吨-使用SPSS软件进行测试（SPSS Inc.，芝加哥，伊利诺伊州，美国）。体内采用Mann-Whitney U检验进行分析。所有数值均表示为平均值±SEM.AP（P）等于或小于0.05的值被认为具有统计学意义。
结果
转移性乳腺癌细胞系CXCR2表达的沉默
为了评估CXCR2信号在乳腺癌进展和转移中的作用，我们检测了四种具有不同转移潜能的乳腺癌细胞系中CXCR2和CXCL1的表达。我们观察到CXCL1在所有检测细胞系中的组成性表达[]. 在Cl66、4T1和Cl66M2细胞中观察到CXCR2表达[].
CXCR2在亲本、载体对照和CXCR2敲除细胞中的表达，（a）通过半定量RT-PCR分析显示CXCR2及其配体CXCL-1组成性表达的乳腺肿瘤细胞系中的mRNA表达，（b）对Cl66-shCXCR2和Cl66对照载体转染细胞中CXCR2转录水平的RT-PCR分析以及对CXCR2表达的定量分析表明，shCXCR2 Cl66细胞中的CXCR2减少了50%以上（n=3，P（P）<0.05). CXCR2表达归一化为GAPDH，（c）使用CXCR2特异性抗体通过免疫荧光法表达CXCR2蛋白。共聚焦图像显示，与对照细胞相比，Cl66-shCXCR2细胞中CXCR2蛋白表达显著降低（×200），RT-PCR和免疫荧光测定的4T1-对照细胞和4T1-shCXCR2细胞中的CXCR2 mRNA和蛋白表达（×200
为了研究CXCR2表达在乳腺肿瘤生长和转移中的功能意义，我们使用表达靶向CXCR2的shRNA的pSuper.neo载体来抑制其表达。通过RT-PCR对对照组和shCXCR2转染的Cl66细胞中CXCR2 mRNA表达的定量显示，与载体对照转染细胞相比，shCXCR1载体（Cl66-shCXCR2）转染的Cl66细胞中的mRNA和蛋白质（免疫荧光）水平降低了50%以上[图,]. 同样，我们在shCXCR2转染的4T1细胞（4T1-shCXCR2）中观察到CXCR2 mRNA和蛋白表达（免疫荧光）的显著抑制[].
CXCR2敲除不调节细胞增殖在体外
我们检测了乳腺肿瘤细胞中CXCR2的敲除是否调节了细胞增殖。将载体控制和shCXCR2转染的Cl66和4T1细胞培养在含有或不含血清的培养基中。我们在在体外Cl66对照细胞和Cl66-shCXCR2细胞的增殖[]. 同样，我们观察到4T1-对照组和4T1-shCXCR2细胞增殖没有差异（数据未显示）。
CXCR2敲除细胞的增殖和侵袭分析。（a） 通过MTT测定，Cl66肿瘤细胞中CXCR2的下调不影响细胞增殖。数值为平均吸光度+SEM（平均值的标准误差）（n=3，P（P）<0.05），（b）CXCR2下调显著降低Cl66细胞的侵袭能力在体外基质胶侵入试验。与对照细胞（Cl66对照）（182±3）（n=3，P（P）<0.05) (×200)
CXCR2基因敲除抑制乳腺癌细胞侵袭
接下来，我们测试了乳腺癌细胞中CXCR2信号传导促进肿瘤细胞侵袭的假设。为了测试CXCR2信号在肿瘤细胞侵袭中的作用，我们进行了在体外使用Cl66-shCXCR2和Cl66对照细胞进行基质侵袭试验。敲低Cl66肿瘤细胞中CXCR2的表达显著抑制这些细胞通过Matrigel涂层基底膜侵袭的能力[]. 我们通过列举侵袭Matrigel并迁移到膜另一侧的细胞数量来量化肿瘤细胞的侵袭性。我们观察到CXCR2敲低的Cl66细胞与Cl66对照细胞相比，Matrigel侵袭减少了72%[].
沉默CXCR2表达抑制自发肺转移
要测试在体外结果也可以在体内我们将Cl66-shCXCR2和Cl66对照肿瘤细胞移植到雌性BALB/c小鼠的MFP中。每周监测两次肿瘤生长，我们没有发现两组之间的肿瘤体积有任何显著差异[].
CXCR2敲除乳腺肿瘤细胞的肿瘤生长动力学。将Cl66对照细胞和Cl66-shCXCR2细胞植入MFP。每周监测两次肿瘤生长。数值为平均肿瘤体积±SEM。乳腺脂肪垫肿瘤的生长动力学无显著差异
MFP中的原发肿瘤在植入后21天手术切除。该模型使我们能够评估CXCR2信号在乳腺癌细胞自发转移中的作用。在尸检时，我们发现两组之间肺转移瘤的发展有显著差异[]. 对照组的所有小鼠都发生了肺转移，而Cl66-shCXCR2组只有40%的小鼠发生了大体肺转移[]. 我们检查了肺切片中的微转移病灶，并在患有对照肿瘤的小鼠的肺中观察到许多转移性结节，但CXCR2敲除组的肺微转移明显较少[]. 总之，这些数据表明CXCR2信号在乳腺癌细胞转移表型的调节中具有重要作用。
CXCR2敲除后自发肺转移的抑制作用。如材料和方法所述，监测Cl66对照细胞和Cl66-shCXCR2细胞的自发转移潜能。（a） 显示Cl66对照肿瘤或Cl66-shCXCR2肿瘤动物的总肺转移结节的显微照片，（b）Cl66对照或Cl66-ShCXCR1肿瘤小鼠的转移发生率，（c）Cl66控制或Cl66.shCXCR3细胞动物的肺转移结节数量。这些数值为平均值±SEM。CXCR2在Cl66细胞中的下调显著抑制小鼠转移性结节的形成。(P（P）=0.002）
CXCR2沉默会增加细胞凋亡，但不会改变体内增殖
分析来自Cl66对照组和Cl66-shCXCR2注射小鼠的原发性肿瘤就地免疫组织化学法检测细胞增殖和凋亡。在Cl66对照和Cl66-shCXCR2肿瘤中，我们没有观察到PCNA阳性增殖肿瘤细胞的显著差异[]. 有趣的是，与Cl66对照肿瘤相比，Cl66-shCXCR2肿瘤中凋亡caspase-3阳性细胞的频率显著升高[]. 这些数据，结合我们的在体外数据表明，CXCR2的敲除对肿瘤细胞增殖几乎没有影响，而是调节乳腺肿瘤细胞的存活。
现场Cl66对照组和Cl66-shCXCR2肿瘤中的细胞增殖、凋亡和微血管密度（a）采用PCNA抗体免疫组织化学方法检测细胞增殖。这些值为PCNA阳性细胞±SEM的平均值。Cl66对照组和Cl66-shCXCR2肿瘤中PCNA阳性的细胞数无统计学差异（×200），（b）现场通过计数裂解caspase-3阳性凋亡细胞来监测细胞凋亡。平均值为caspase-3阳性凋亡细胞±SEM。与Cl66对照肿瘤相比，Cl66-shCXCR2肿瘤中的凋亡细胞数量显著增加（×100），（c）Cl66细胞中CXCR2下调抑制肿瘤诱导的血管生成。异凝集素B4免疫染色显示与Cl66对照肿瘤相比，Cl66-shCXCR2肿瘤的微血管密度降低。数值为平均微血管密度±SEM（×200）
CXCR2表达沉默抑制血管生成
肿瘤诱导的血管生成对肿瘤的生长和进展至关重要。通过对Cl66-shCXCR2和Cl66对照肿瘤进行isolectin B4免疫染色，分析CXCR2沉默对肿瘤诱导血管生成的影响。肿瘤组织血管免疫染色的显微镜分析显示，与Cl66对照肿瘤相比，Cl66-shCXCR2肿瘤中的微血管数量显著减少[].
讨论
大量研究表明，趋化因子和趋化因子受体调节多种肿瘤的生物学功能，包括肿瘤细胞增殖、血管生成和转移。[31]某些趋化因子受体和趋化因子的表达不仅对肿瘤细胞具有增殖优势，而且具有形成转移的能力。CXCR2是一种G蛋白偶联受体（GPCR），与ELR+趋化因子结合，在免疫细胞的趋化性和肿瘤诱导的血管生成中发挥重要作用。CXCR2以高亲和力与配体CXCL8结合。CXCR2在几种肿瘤类型中均有表达。[19,31,32]CXCR2在乳腺癌进展和转移中的作用尚不清楚。在本报告中，我们已经表明CXCR2信号在肿瘤细胞侵袭、血管生成和自发肺转移形成中非常重要。
先前的研究表明，恶性乳腺癌标本表达CXCR2，并且其在恶性乳腺癌细胞中的表达高于非恶性细胞。我们观察到CXCR2及其配体CXCL1在所有分析的乳腺肿瘤细胞中的组成性表达。在我们的研究中，我们旨在探讨CXCR2在转移性乳腺癌细胞中表达的功能意义。我们使用shRNA技术靶向Cl66乳腺肿瘤细胞（Cl66-shCXCR2）中CXCR2的表达，并显著降低CXCR2 mRNA的表达。采用Cl66-shCXCR2细胞检测CXCR2下调对肿瘤细胞增殖和侵袭的影响。我们已经观察到，肿瘤细胞中CXCR2表达的敲低显著降低了它们侵入Boyden室中Matrigel包被的基底膜的能力。Cl66-shCXCR2细胞侵袭Matrigel的失败表明CXCR2的表达对肿瘤细胞的侵袭能力很重要。这与我们之前在黑色素瘤中的观察结果一致。[33]然而，CXCR2的下调并不影响肿瘤细胞的增殖。
我们的观察结果在体外系统将体内原位小鼠模型。将Cl66-shCXCR2或Cl66对照组小鼠原位植入MFP。我们没有发现两组之间的肿瘤大小存在显著差异，但与Cl66对照肿瘤小鼠相比，Cl66-shCXCR2肿瘤小鼠的肺转移发生率显著降低。这与我们之前的报告相反，该报告表明CXCR2或CXCR1的敲除抑制了人类黑色素瘤的生长在体外和体内.[34]其他实验室的报告也表明，使用抗体中和或药物拮抗剂阻断CXCR2信号传导抑制肿瘤生长体内.[35,36]所有这些报告都使用了人类异种移植模型。在本报告中，我们使用同基因小鼠肿瘤模型来研究CXCR2信号的功能意义。此处观察结果的差异可能是由于本研究中使用的同基因肿瘤具有侵袭性。
更重要的是，我们观察到，与Cl66对照荷瘤小鼠的转移瘤相比，由Cl66-shCXCR2肿瘤形成的转移性肺结节的数量显著减少，并且大小也更小。我们的在体外研究表明CXCR2击倒细胞的侵袭潜能不同，这可能改变转移行为。早期的观察也表明CXCR2依赖性通路在调节转移表型中具有重要作用。[37–39]有趣的是，在这个乳腺肿瘤细胞模型中，CXCR2的敲除对原发性肿瘤的生长和就地细胞增殖，但对细胞存活（如凋亡增加所观察到的）和侵袭性有影响。最近，我们观察到，使用小分子CXCR2拮抗剂减弱CXCR2信号对人类结肠癌原发肿瘤生长没有影响，但显著抑制了肝转移。[40]同样，与对照组相比，我们观察到CXCR2拮抗剂治疗的肿瘤细胞凋亡增强。[40]我们的报告清楚地表明，CXCR2在乳腺肿瘤细胞中的表达促进了肿瘤的侵袭和转移。
血管生成是肿瘤生长和转移的重要步骤之一。[41]我们对原发肿瘤切片上微血管密度的免疫组织化学分析清楚地表明，与对照肿瘤相比，Cl66-shCXCR2肿瘤中肿瘤诱导的血管生成显著减少。虽然我们没有发现两组之间的肿瘤大小有显著差异，但在Cl66-shCXCR2肿瘤中，他们形成肺转移的能力受到了显著抑制。这些观察结果表明，乳腺肿瘤细胞表达CXCR2可促进新生血管和肺转移。在早期的报告中也有类似的观察结果，表明通过基因和药物干预，CXCR2信号减弱后，新生血管生成受到抑制。[36,40,42,43]通过特异性抗体阻断CXCR2的功能，或使用ERK和PI3K抑制剂抑制其下游信号传导，可用于抑制ELR+CXC趋化因子诱导的血管生成，是一种有趣的癌症治疗佐剂。据报道，阻断CXCR2可抑制胰腺癌细胞诱导的血管生成。[44]在原位裸鼠胰腺癌模型中，抗CXCR2抗体显著降低肿瘤体积、肿瘤细胞增殖指数和微血管密度。[45]
总之，我们的数据为CXCR2表达在乳腺肿瘤进展中的作用提供了证据。乳腺肿瘤细胞中CXCR2的沉默表达会削弱其向肺部转移的能力，并抑制肿瘤血管生成和侵袭性。使用小分子拮抗剂或受体拮抗剂阻断CXCR2对减少乳腺癌转移性疾病进展具有重要的治疗意义。
作者简介
Kalyan C Nannuru博士，Regeneron Pharmaceuticals inc，777 Old Saw Mill River Road，Tarrytown，NY 10591
Bhawna Sharma女士，内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，内布拉斯加医学中心985900，奥马哈，NE
Michelle L.Varney女士，内布拉斯加州大学医学中心病理与微生物学系，东北奥马哈
Rakesh K Singh博士，内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，内布拉斯加医学中心985900，奥马哈，NE
致谢
这项工作得到了Susan G.Komen的部分支持，获得了美国国家癌症研究所、美国国立卫生研究院和内布拉斯加州研究计划癌症糖生物学项目（R.K.S.）的治愈拨款KG090860、COBRE拨款RR021937（内布拉斯加州纳米医学中心）和癌症中心支持拨款（P30CA036727）。Bhawna Sharma通过内布拉斯加州大学医学中心研究生奖学金/助理获得支持。
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