透明质酸通过TLR2阻断少突胶质细胞祖细胞成熟和再髓鞘化

摘要

在多发性硬化症（MS）中，中枢神经系统髓鞘破坏是大多数神经系统症状的原因。MS患者通常表现出复发/缓解过程，其中炎症和脱髓鞘导致复发，炎症和再髓鞘消退导致缓解。继发性进行性多发性硬化症通常始于10年复发/缓解的多发性痴呆患者，表现出不可逆转的神经功能障碍。

大多数慢性多发性硬化病变几乎没有再髓鞘化。从理论上讲，多发性硬化症患者的髓鞘重建失败可能是少突胶质前体细胞（OPC）数量不足、缺乏早发信号或OPC受到抑制作用的结果。因此，有趣的是，MS病变的组织病理学显示慢性MS病变中存在OPC和髓前少突胶质细胞。脱髓鞘前的少突胶质细胞延伸与轴突接触但不能髓鞘形成的过程(1–4)因此，提示再髓鞘化失败是由早发信号丢失或抑制信号存在引起的。

最近，在MS病变中发现了糖胺聚糖透明质酸，并在MS动物模型中发现其可抑制OPC成熟和髓鞘再形成(5). 这种抑制的机制尚不清楚。因为透明质酸可以作为天然免疫细胞激活中Toll样受体（TLRs）2和4的内源性哺乳动物配体(6–9)我们推断，透明质酸介导的OPC成熟阻滞可能也需要TLR刺激。

虽然TLR和果蝇Toll在先天免疫细胞中有明确的功能(6–12)TLR在免疫系统外也有强大的功能。Toll和TLR在轴突路径发现、背腹模式和细胞脂肪测定中具有不同的作用(13). 特别是TLR配体抑制几种细胞类型的分化。TLR2配体阻止间充质干细胞分化为成骨细胞、成脂肪细胞和成软骨细胞(14). TLR2和TLR4也通过未知配体差异调节海马神经发生(15). 有趣的是，透明质酸还抑制脂肪基质细胞、成骨细胞和角质形成细胞的分化(16–19). 虽然透明质酸需要TLR2或TLR4来激活树突状细胞、巨噬细胞和小胶质细胞(6–9)目前尚不清楚透明质酸是否也需要TLR来调节分化。

在本报告中，我们发现TLR2在MS病变的少突胶质细胞中表达。已知TLR2配体的功能类似于透明质酸，可将OPC保持在未成熟状态。透明质酸对体外OPC成熟的抑制作用需要TLR2。TLR2-null小鼠在溶血磷脂重髓鞘化模型中表现出增强的重髓鞘形成。下游适配器分子MyD88对透明质酸的体外作用也至关重要。我们进一步表明，OPC表达的透明质酸酶首先必须消化高分子量透明质酸，然后低分子量透明蛋白酸才能阻止成熟。此外，我们还发现了干扰透明质酸/TLR2/MyD88信号阻止OPC成熟的小分子化合物。

结果

因为之前的研究表明透明质酸阻碍OPC成熟(5)，我们假设透明质酸通过透明质酸受体（如TLR2或TLR4）触发其作用。我们首次在体外OPC中检测到强烈的TLR2染色和极少的TLR4染色(图1G公司和H（H）) (10，12). 与成熟少突胶质细胞相比，OPC也优先表达TLR2。通过Western blot，TLR2免疫检测产生了一条具有适当分子量的特异条带（数据未显示）。然后，我们检测了人类MS蛋白脂质蛋白阴性/胶质纤维酸性蛋白（GFAP）阳性慢性病变和正常白质中少突胶质细胞TLR2的表达，发现正常组织和病变组织中少突细胞表达TLR2(图1一个–F类). 因此，TLR2存在于慢性病变中，也可能受到慢性病变中透明质酸的刺激(图7一个) (5).

在单独的窗口中打开

图1。

MS病变中TLR2的表达。(一个–C类)MS病灶和对照脑标本进行TLR2染色。MS病灶内与Olig2共定位的少突胶质细胞中观察到TLR2（绿色）的强染色⁺（红色）单元格）。(D类–F类)相反，对照组受试者的白质只有少突胶质细胞的微弱TLR2免疫染色。（比例尺，25μm；插图，比例尺，5μm）(G公司)纯化的OPC或少突胶质细胞在不同成熟阶段被染色以检测TLR2（红色）和A2B5、O4或O1（绿色）。(H（H）)OPCs或少突胶质细胞的细胞体有微弱的TLR4染色。（比例尺，20μm）

在单独的窗口中打开

图7。

少突胶质细胞表达的透明质酸酶对于透明质酸对少突胶质祖细胞成熟的影响至关重要。将MS病变或对照白质的组织匀浆并电泳。透明质酸（HA）用3,3′-二甲基-9-甲基-4,5,4′-二苯并噻碳蓝染色检测，并与用透明质酸酶（Hyal）和β-葡萄糖醛酸酶处理1h的相同起始组织的脂肪标本进行比较(一个)强度染色与kDa分子量的密度图。MS病变样本和对照白质透明质酸在20kDa和500-1500kDa时观察到差异（星号）t吨测试(P（P）< 0.05). (B类)对OPC和少突胶质细胞进行透明质酸酶1-3和SPAM1（红色）染色，结合少突胶质标记物A2B5、O4和O1（绿色），以确定这些透明质酸酶类的成熟表达。(C类)将含有透明质酸的培养基暴露于培养的OPC（红线）或无细胞（细黑线）中2 d。处理后的培养基然后电泳并染色，以检测透明质酸。同样显示的是透明质酸（蓝线），在去除培养基并用PBS清洗细胞后仍保持细胞相关。与条件培养基（红线）相比，细胞相关透明质酸的LMW透明质酸较多，HMW透明质素较少。*，P（P）<0.05 byt吨OPC暴露的透明质酸（红线）和未暴露的透明膜酸（黑线）之间的测试。将10μM A6H添加到OPC培养物中后，将OPC暴露于透明质酸中2d，然后收集和检测细胞相关的透明质酸。(D类)暴露于10μM A6H（绿线）培养物和对照培养物（蓝线）的细胞相关透明质酸的分子量分布。*，P（P）<0.05到t吨与未处理对照进行比较。(E类)用25μg/mL透明质酸（CTL）和/或10μM A6H处理OPCs，培养2天，并对MBP、O1、O4和olig2进行染色。(F类)A6H治疗完全阻断了透明质酸对OPC成熟的影响。(G公司)用PBS或25μg/mL HMW或LMW透明质酸（含或不含10mM A6H）处理大鼠OPC 2 d，并对O1和olig2进行染色。O1百分比⁺/合并2⁺计算细胞数，表明A6H阻断HMW而非LMW透明质酸对OPC成熟的影响。*，P（P）<0.05 byt吨对照试验（CTL）。（比例尺英寸B类和D类，20微米）

透明质酸阻止OPC成熟的潜在机制尚不清楚。通过体外研究，我们发现透明质酸不会改变少突胶质细胞的死亡或增殖，使其出现成熟受损的外观(图2D类和E类). 相反，我们发现透明质酸以剂量依赖的方式直接阻止OPC成熟(图2C类). 我们的透明质酸制剂不含可能影响OPC成熟的污染蛋白质、DNA或RNA(图6一个–H（H）).

在单独的窗口中打开

图2。

透明质酸直接阻断OPC体外成熟。(一个)用25μg/mL透明质酸（HA）、10μg/mL脂磷壁酸（LTA）、10µg/mL酵母多糖（ZYM）、10¦Μg/mL肽聚糖（PGN）、10 ng/mL LPS或500 ng/mL鞭毛蛋白（FLA）处理纯化的OPC。(B类)用10 ng/mL CNTF和15μM三碘甲状腺原氨酸培养2天后，对细胞进行寡突胶质细胞标记物染色。每种情况都有代表性的细胞染色。注：对所有检测细胞的MBP和O1染色强度进行了类似调整。成熟少突胶质细胞百分比⁺/奥利2⁺（白色条），MBP百分比⁺/合并2⁺（黑色条）和MBP百分比⁺/O4号机组⁺计算结果表明，仅TLR2配体与未经处理的细胞存在显著差异，而TLR4或TLR5配体则没有显著差异。(C类)暴露于透明质酸48小时后，固定大鼠OPC，并对其进行O1/olig2（白色条）MBP/olig2或MBP/O4（灰色条）染色。O1百分比^+/合并2⁺细胞，MBP^+/合并2⁺单元格和MBP^+/第4页⁺计算细胞暴露于PBS、5μg/mL透明质酸和25μg/mL玻尿酸的情况。分别使用活/死方法和BrdU免疫染色，细胞死亡百分比(D类)和BrdU百分比⁺单元格(E类)OPC暴露于PBS、25μg/mL透明质酸、10μg/mL LTA、10μg/mL ZYM或10μg/mL PGN 48 h后进行测量。误差条代表SE.*，P（P）<0.05 byt吨与对照组进行比较。（比例尺，20μ。）

在单独的窗口中打开

图6。

HMW和LMW透明质酸均可阻止OPC体外成熟。用DNase、RNase、pronase E或透明质酸酶（Hyal）和β-葡萄糖醛酸酶（β-glu）处理透明质酸（HA）1 h。酶处理后，将样品煮沸30 min。然后用最终浓度为25μg/mL的透明质酸混合物处理OPC 2 d，并用O1（绿色）和olig2（红色）染色。显示了使用PBS处理的OPC的代表性数字(一个)、透明质酸(B类)、煮沸透明质酸(C类)，DNA处理的透明质酸(D类)，RNase处理的透明质酸(E类)，经蛋白酶E处理的透明质酸(F类)和透明质酸酶/β-葡萄糖醛酸酶处理的透明质酸(G公司). 测量成熟少突胶质细胞的百分比，并与对照PBS治疗进行比较(H（H）). 只有用透明质酸酶和β-葡萄糖醛酸酶治疗才能中和透明质酸对OPC成熟的影响。将OPC暴露于25μg/mL 870-kDa透明质酸（HMW透明质酸）、25μg/mL0.8-kDa玻璃质酸（LMW透明质醇）、25微克/毫升透明质酸二糖（diHA）或PBS 48小时(我)显示了每个处理和MBP或O1（绿色）和olig2（红色）染色的代表性数字。(J型)O1百分比^+/合并2⁺单元格（白色条）和MBP⁺/合并2⁺计算PBS和透明质酸暴露的细胞（黑条）。误差条代表SE.*，P（P）<0.05 byt吨与对照组进行比较。（比例尺，20μm）

由于OPC大量表达TLR2，我们测试了已知TLR2激动剂，包括脂磷壁酸、酵母多糖和肽聚糖以及透明质酸，是否对OPC体外成熟具有类似的阻断作用。所有TLR2激动剂都阻止OPC成熟，而LPS和鞭毛蛋白（分别为TLR4和TLR5激动剂）没有作用(图2一个和B类). 成熟度的差异不是细胞死亡或总卵磷脂变化的产物2⁺单元格编号（未显示数据）。接下来，我们测试TLR2-阻断抗体是否破坏了透明质酸对OPC成熟的影响。TLR2阻断抗体，而不是TLR4或CD44阻断抗体，阻断了透明质酸对OPC成熟的影响(图3一个和B类).

在单独的窗口中打开

图3。

透明质酸（HA）通过TLR2阻断OPC成熟。(一个)OPC单独暴露于25μg/mL透明质酸或10μg/mL TLR2、CD44或TLR4中和抗体，对照组为非免疫小鼠IgG或非免疫大鼠IgG。(B类)用10 ng/mL CNTF和15μM T3培养2天后，对细胞进行O1/olig2染色评估。与未经处理的细胞相比，使用透明质酸或不使用每种抗体处理（TLR2-阻断抗体除外）的情况下，O1/olig2成熟少突胶质细胞的百分比存在显著差异。混合胶质细胞来源于出生后第0天（P0）应变匹配的野生型幼鼠(C类)或TLR2-幼犬(D类)培养14d，然后在少突胶质细胞培养基中培养4d。细胞染色为O1（绿色）、olig2（红色）和DAPI（蓝色）。(E类)O1的密度⁺单元格和olig2⁺用野生型水平对细胞进行测量和标准化。（白色条，野生型；黑色条，TLR2-null。）(F类)野生型混合胶质细胞培养14d后，用生物素化透明质酸结合蛋白（HABP）、FITC-linked链霉亲和素（绿色）和DAPI（蓝色）染色，然后在少突胶质细胞培养基中生长4d。(G公司)在软骨素酶治疗去除透明质酸后，清洗混合胶质细胞，染色透明质酸，发现几乎没有透明质酸染色。（标尺，20μm in一个和100μm英寸C类，D类，F类、和G公司.)

培养的野生型、TLR2-null或MyD88-null混合胶质细胞内的星形胶质细胞和小胶质细胞产生透明质酸(图3F类和G公司)（未显示数据）。众所周知，OPC在野生型混合胶质细胞培养中成熟缓慢，可能是因为存在内源性透明质酸。使用混合胶质细胞，我们测试TLR2-null OPCs是否比野生型OPCs成熟更快。细胞在胶质细胞培养基中培养2周，然后在少突胶质细胞培养液中培养4天，我们发现有更多的O1⁺与野生型培养相比，TLR2-全混合胶质培养中的少突胶质细胞(图3C类–E类). 相比之下，olig2⁺两种培养类型的少突胶质细胞数量没有差异，表明olig2存在差异⁺细胞密度不能解释成熟少突胶质细胞密度的增加。

我们使用溶血磷脂注射动物模型来研究TLR2是否是之前特征性透明质酸介导的再髓鞘化阻滞所必需的(5). 首先，对野生型和TLR2-null小鼠的检测表明，成年小鼠或发育过程中的髓鞘形成没有任何明显差异(图4和图S1). 我们只观察到出生后第7天TLR2-null小鼠胼胝体中有髓鞘碱性蛋白（MBP）阳性细胞，而C57BL6小鼠没有。鉴于透明质酸合成酶缺失小鼠没有CNS表型的初步报告，发现对发育性髓鞘形成没有实质性影响并不令人惊讶。使用溶血磷脂模型，我们发现仅用溶血磷脂治疗的野生型和TLR2-null小鼠的重髓鞘化几乎相同(图4一个，C类、和E类). 因此，我们证实了透明质酸可以阻止野生型小鼠的再髓鞘化(图4一个–G公司). 相反，当将溶血磷脂和透明质酸注射到TLR2-null小鼠中时，我们发现重髓鞘增强，表明透明质酸无法阻止TLR2-full小鼠的重髓鞘(图4B类和D类–G公司). 这种影响不是由少突胶质细胞数量的改变引起的，因为我们观察到了类似水平的olig2⁺暴露于溶血磷脂和透明质酸后野生型和TLR2-完整胼胝体中的细胞(图4F类和G公司).

在单独的窗口中打开

图4。

溶血磷脂诱导脱髓鞘后，TLR2需要用于再髓鞘化。C57BL6（C57）的大脑(一个和B类)或TLR2为空(C类和D类)小鼠注射溶血磷脂（Lyso）(B类和D类)或不带(一个和C类)100μg/mL透明质酸（HA）。(一个–D类)14天后，将大脑固定、切片，并对MBP（绿色）和DAPI（蓝色）进行染色。透明质酸阻断野生型小鼠的重髓鞘形成，但TLR2-null小鼠的重髓形成更为完整。实线表示完全脱髓鞘的区域；虚线表示部分髓鞘化区域。(E类)测量脱髓鞘体积(n个=3–5），并且发现仅当同时注入透明质酸时，TLR2-null小鼠显著小于C57BL6小鼠。误差条代表SE.*，P（P）<0.05 byt吨测试。(F类和G公司)MBP（绿色）和olig2（红色）染色表明，溶血磷脂/透明质酸处理的野生型之间少突胶质细胞数量没有明显差异(F类)和TLR2-空(G公司)老鼠。箭头表示血管。（比例尺，100μm in一个–D类和2.5μm英寸F类和G公司.)

接下来，我们试图确定TLR2功能所需的下游信号机制是否是透明质酸阻断OPC成熟所必需的。我们发现，MyD88（AS1）的小分子抑制剂没有引起显著的细胞死亡（数据未显示）(图5J型和K)透明质酸对OPC成熟的阻断作用。使用野生型混合胶质细胞，我们发现AS1对OPC成熟的剂量依赖性增强作用，而不是由整合蛋白2的差异引起的⁺密度(图5D类–F类). 相反，AS1对TLR2-null或MyD88-null培养物中OPC的成熟没有影响(图5F类–H（H），黄线和红线），表示AS1需要TLR2和MyD88的存在才能发挥作用。此外，在MyD88缺失混合胶质细胞和野生型混合胶质细胞中，OPC成熟度也存在类似差异(图5一个–C类)表明MyD88的表达也会损害混合胶质细胞培养中OPC的成熟。

在单独的窗口中打开

图5。

MyD88功能对于透明质酸对少突胶质细胞祖细胞成熟的影响至关重要。来自匹配野生型幼犬的混合胶质细胞(一个)或MyD88幼崽(B类)培养14天，然后在少突胶质细胞培养基中生长4天。细胞染色为O1（绿色）、olig2（红色）和DAPI（蓝色）。(C类)olig2的密度⁺细胞和O1⁺细胞通过野生型水平进行测量和标准化（白色条，野生型；黑色条MyD88为空）。(D类–一）C57BL6野生型(D类–F类和我)，TLR2-全部(F类–我)，MyD88-空(F类和我)，或MyD88控件野生类型(F类和我)混合胶质细胞培养14d，暴露于载体对照组4d(D类和G公司)或100μM AS1(E类和H（H）)在少突胶质细胞培养基中。对细胞进行olig2（红色）、O1（绿色）和DAPI（蓝色）染色。olig2的密度⁺单元格(我)和O1⁺单元格(F类)通过未经处理的水平进行测量、标准化，并绘制图表（TLR2-null，黄线；C57BL6，蓝线；MyD88，红线；MyD 88对照野生型，绿线）。(J型)OPC与25μg/mL透明质酸、100μM AS1或两者共同孵育，使其成熟2 d，并对少突胶质细胞标记物进行染色，如图所示。(K)100μM AS1完全阻断了透明质酸（HA）对少突胶质细胞祖细胞成熟的影响。误差条代表SE.*，P（P）<0.05 byt吨对照试验（CTL）。（比例尺，100μm in一个–E类，G公司、和H（H）和20μm英寸J型.)

虽然只有HMW透明质酸被认为可以阻止OPC成熟(5)，只有LMW透明质酸能够刺激TLR2和TLR4(7–9). 因此，我们还研究了透明质酸的分子量是否对其对OPC成熟的影响至关重要。我们发现，LMW透明质酸和HMW透明质酸都能阻止OPC成熟(图6我和J型). 只有当透明质酸降解为双糖时，才能观察到对成熟没有影响(图6我和J型).

因为HMW和LMW透明质酸都能阻止OPC成熟，只有LMW透明蛋白能刺激其他细胞类型中的TLR2和TLR4(7–9)，我们怀疑HMW透明质酸必须加工成LMW形式才能通过TLR2抑制OPC成熟。事实上，仅用透明质酸酶治疗HMW透明质酸并不能抵消透明质酸对OPC成熟的影响（数据未显示）。只有透明质酸酶和β-葡萄糖醛酸酶中和HMW透明质酸对OPC的影响(图6一个–H（H）).

为了测试HMW透明质酸是否由OPC处理，我们电泳含有HMW透明蛋白的条件培养基以测定透明质酸分子量。当存在OPCs时，主要的HMW透明质酸峰的大小减小。此外，LMW透明质酸同时增加，范围约为20–200 kDa，表明HMW透明质素降解(图7C类). 此外，用PBS洗涤后，对细胞进行胰蛋白酶化，分析粘附的透明质酸，发现LMW透明质酸的含量比HMW透明质素的含量高。这一发现表明，与OPC相关的降解活性是与细胞相关的，例如通过细胞相关的透明质酸酶。

如果OPC在体外降解透明质酸，那么MS病变中也应该存在LMW透明质酸。如果TLR2/透明质酸信号阻断MS中OPC的成熟和再髓鞘化，那么这种情况是必要的。因此，我们比较了MS病变和白质对照中透明质酸的分子量。有趣的是，我们发现，与对照组相比，MS病变中透明质酸的两个峰值显著升高：一个宽峰值为500–1500 kDa，另一个定义明确的20 kDa峰值(图7一个). 因为透明质酸酶可以产生20 kDa的稳定中间降解产物(20)MS病变中存在20-kDa形式的透明质酸，表明病变中存在透明质酸酶活性。因此，我们发现了令人信服的间接证据，即HMW透明质酸在体外和体内MS病变中被酶处理成LMW透明质素。此外，我们发现OPC在体外降解HMW透明质酸(图7C类)分子量范围为20–200 kDa。基于这些数据，我们预测OPC会表达透明质酸酶。

两种透明质酸酶Hyal1和Hyal3在大脑中表达(21，22). Hyal2仅在发育过程中在大脑中表达，而精子粘附分子1（SPAM1）尚未在大脑中检测到(23，24). 我们发现Hyal1、Hyal2、Hyal 3和SPAM1在体外由少突胶质细胞表达(图7B类). 尽管SPAM1似乎主要由O1弱表达⁺少突胶质细胞Hyals1-3优先在OPC的生长锥中表达，表明这些透明质酸酶在OPC迁移中起作用，这是我们目前正在探索的假说。

由于OPC透明质酸酶的功能冗余可能使敲除方法变得困难，我们使用了一种小分子量的透明质酸酶抑制剂，抗坏血酸6-十六烷酸盐（A6H）(25)，以确定透明质酸酶对透明质酸/TLR2依赖性信号是否重要。我们用10μM A6H处理OPC 10 min，然后添加100μg/mL HMW透明质酸，并培养OPC 2 d。通过电泳细胞相关透明质酸我们发现A6H显著抑制HMW透明蛋白降解(图7D类). 然后，我们将OPC暴露在A6H和/或HMW透明质酸中2天，并确定对OPC成熟的影响。尽管HMW透明质酸阻止OPC成熟，但在HMW透明蛋白中添加A6H可使OPC成熟正常进行(图7E类和F类). 仅A6H没有影响。此外，A6H仅阻断HMW透明质酸，而不阻断LMW透明质醇对OPC成熟的影响(图7G公司). 我们还使用内源性产生HMW透明质酸的混合胶质细胞证实了A6H的这种作用（数据未显示）(图3F类和G公司). 因此，透明质酸酶似乎是将HMW透明质酸降解为LMW透明质素以刺激TLR2的关键。

讨论

本报告确定TLR2是透明质酸受体，负责调节透明质酸对OPC成熟和再髓鞘化的抑制作用。CD44显然不是必需的，因为CD44是低水平表达的，如果OPCs有表达的话，CD44的过度表达不会进一步阻止再髓鞘化(5)和CD44阻断抗体在体外无作用。相反，TLR2在MS病变的OPC中高水平表达。此外，TLR2和MyD88被发现对透明质酸诱导的OPC体外成熟抑制至关重要。最后，溶血磷脂模型中的重髓鞘化在TLR2-null小鼠中更为稳健。因此，透明质酸通过TLR2途径发挥作用，抑制OPC成熟和再髓鞘化。

TLR2由多种细胞类型表达，包括小胶质细胞、星形胶质细胞、神经元和少突胶质细胞(10–12，31). 因此，TLR2可能通过多种TLR2影响OPC成熟和再髓鞘化⁺单元格类型。然而，使用纯化的OPC，我们发现透明质酸直接刺激OPC上的TLR2以抑制成熟。此外，透明质酸功能途径的识别在本质上具有重要意义。因此，旨在阻断这一途径的疗法可能是推进MS临床护理的重要下一步。

先前的一份报告发现，慢性MS病变中透明质酸的主要峰值约为1000kDa，HMW而非LMW透明质酸阻碍OPC成熟和再髓鞘化(5). 这一发现表明HMW透明质酸，而不是LMW透明质素，阻碍了多发性硬化症患者的再髓鞘化。相比之下，只有LMW透明蛋白似乎能刺激其他细胞类型表达的TLR2(7–9)这一发现可能与TLR2和MyD88对HMW透明质酸对OPC成熟的影响至关重要的假设相矛盾。因此，我们推测HMW透明质酸在TLR2刺激前被加工成LMW形式的透明质酸。与之前的报告相比(5)，我们发现透明质酸分子量不影响OPC成熟。此外，在MS病变中发现LMW透明质酸的峰值，表明透明质酸在体内的酶降解。使用一种已知的透明质酸酶抑制剂A6H，我们发现A6H可以阻止HMW透明质酸降解，并阻止HMW玻璃质酸对OPC体外成熟的影响。因此，我们确定了OPC透明质酸酶首先处理HMW透明质酸到LMW透明质素的途径，允许TLR2刺激和阻止OPC成熟。

这项工作确定了可能的方法来改善多发性硬化症患者的髓鞘再形成。首先，我们证明TLR2抑制剂及其信号通路在阻断透明质酸抑制作用方面有效，从而提高OPC在体外的成熟度。其次，抑制透明质酸酶也能成功阻止透明质酸的作用，并促进OPC的成熟。像这样的方法在开发MS患者的再髓鞘损伤治疗方面可能非常重要，而再髓鞘损害是这种常见神经疾病的主要致残原因。

方法

补充材料

致谢

脚注

工具书类