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生理学代表。2021年3月；9（5）：e14763。
2021年3月2日在线发布。 数字对象标识：10.14814/物理2.14763
预防性维修识别码：项目管理委员会7923585
PMID：33650806

通过氧化应激和营养不良时AMPK/SIRT1的能量感应降低快慢骨骼肌的代谢能力

平桥拓美,1,2 中崎良介,1,三 盐谷隆,1,4 巴杜尔·恩尼萨,1 Noriaki Maeshige公司,1 近藤博雄,1,5和藤野英弥通讯作者1
作者信息 文章注释 版权和许可信息 PMC免责声明

摘要

营养不良对骨骼肌的影响不仅导致肌肉质量的损失，而且还导致疲劳不耐受。尽管营养不良导致快肌优先萎缩，但代谢能力是否与营养不良状态下骨骼肌的纤维类型组成有关尚不清楚。本研究的目的是通过AMPK和SIRT1的能量传感来研究快速和慢速肌肉代谢能力对营养不良的影响。Wistar大鼠随机分为对照组和营养不良组。营养不良组的大鼠摄入低蛋白饮食，12周内每日摄入量限制在50%。营养不良伴低蛋白血症降低了体重，并导致足底肌质量减少，但比目鱼肌几乎没有变化。营养不良组的血浆中超氧物水平升高，两块肌肉中SOD‐2蛋白表达降低。此外，营养不良组两侧肌肉中AMPK的表达水平增加。相反，营养不良组的两块肌肉中SIRT1的表达水平下降。此外，营养不良导致PGC‐1α和PINK蛋白表达水平下降，并导致两块肌肉中两种关键线粒体酶（琥珀酸脱氢酶和柠檬酸合成酶）和COX IV蛋白表达水平降低。这些结果表明，营养不良通过氧化应激增加引起的AMPK非依赖性SIRT1抑制，损害了快慢肌肉的代谢能力。

关键词：营养不良、代谢能力、氧化应激、SIRT1

营养不良通过下调快速和慢速肌肉中氧化应激增加引起的SIRT1而损害线粒体代谢能力，尽管在慢速肌肉没有观察到萎缩。营养不良的能量感应特征是快速和慢速肌肉中AMPK非依赖性SIRT1抑制。

保存图片、插图等的外部文件。对象名称为PHY2-9-e14763-g006.jpg

1.简介

营养不良与体内缺乏足够的热量、蛋白质或其他营养素有关，会导致体重、肌肉和/或脂肪组织减少（White等人。，2012). 营养不良对骨骼肌的影响不仅导致肌肉质量损失，还导致疲劳不耐受（Lopes等人。，1982; Ruiz‐Rosado等人。，2013)由于骨骼肌的代谢能力降低。营养不良对骨骼肌的影响在快肌肉和慢肌肉之间有所不同。与慢速肌肉质量相比，营养不良会导致快速肌肉质量的优先损失（Gardiner等人。，1980; 基姆，2013).

骨骼肌的代谢能力取决于受线粒体状态显著影响的肌纤维中线粒体酶的活性（Holloszy，1967). 由于酶活性降低，低能量饮食摄入抑制线粒体代谢（Ardawi等人。，1989; Briet&Jeejeebhoy，2001; Madapallimattam等人。，2002). 慢肌含有许多线粒体，更耐疲劳，并具有高代谢能力（Takekura和Yoshioka，1990). 因此，与营养不良相关的疲劳不耐受可能会受到慢肌肉比快肌肉代谢能力下降的影响。然而，营养不良时快慢肌肉代谢能力的差异在很大程度上仍不清楚。

在慢性营养不良中，由于白蛋白的减少，氧化应激增加，白蛋白可以起到抗氧化剂的作用（Fechner等人。，2001). 据报道，营养不良和低蛋白血症会增加血浆和肝脏中的氧化应激（Fechner等人。，2001; Manary等人。，2000; van Zutphen等人。，2016). 过度氧化应激损伤线粒体DNA（Nissanka和Moraes，2018)导致线粒体功能受损。因此，由于骨骼肌富含线粒体，营养不良可能会增加骨骼肌的氧化应激。此外，一些能量感应因素可能与营养不良时骨骼肌代谢能力下降有关。AMP-activated protein kinase（AMPK）和silent information regulator of transcription 1（SIRT1）作为细胞内能量感应因子，根据能量状态调节代谢反应。营养不良对AMPK和SIRT1的能量感应反应的影响也未知。

本研究的目的是：1）研究营养不良条件下快速和慢速肌肉代谢能力的差异，2）研究氧化应激的变化以及营养不良时AMPK/SIRT1的能量感应。为了了解营养不良对骨骼肌的影响，研究了线粒体酶的活性以及足底肌（快速肌）和比目鱼肌（慢速肌）细胞色素c氧化酶亚基4（COX IV）蛋白的表达。我们还分析了AMPK和SIRT1蛋白水平的变化，因为它们作为主要的能量感应因子、过氧化物酶体增殖物激活受体γ辅活化物1α（PGC‐1α）和PTEN诱导的假定激酶蛋白1（PINK1），作为线粒体生物发生或有丝分裂的调节器，伴随着氧化应激。

2.材料和方法

2.1. 实验动物

本研究使用了12只成年雄性Wistar大鼠（体重454±6 g[平均值±SEM]，日本SLC）。这些大鼠被关在22±2°C的温控室中，光-暗周期为12小时，可以随意获得食物和水。将大鼠随机分配给对照组(n个=6）和营养不良组(n个=6）适应一周后。对照组大鼠可随意食用标准饮食（基于AIN‐93 M）12周。营养不良组接受为期12周的低蛋白饮食，根据先前研究中公布的方案，每日食物摄入量限制在适应期测量的自发摄入量的50%（Walrand等人。，2000). 以AIN‐93 M为基础的饮食是一种低蛋白饮食，其总蛋白质含量调整为5%（表​（表1）。1). 在本研究中，热量限制和低蛋白饮食都会导致克瓦斯奥科尔消瘦症，这是一种混合型消瘦症（以能量缺乏为特征）和克瓦斯奥克尔消瘦症。

表1

实验性饮食的组成。

成分标准饮食低蛋白饮食
g/kg饮食
玉米淀粉500.686591.786
酪蛋白14050
麦芽糊精9090
蔗糖100100
大豆油7070
纤维素5050
矿物混合物3535
维生素混合物1010
我‐胱氨酸1.8000.700
酒石酸胆碱2.5002.500
叔丁基对苯二酚0.0140.014
总能量（kcal/g）4.154.15

本研究由动物护理和使用委员会批准，并根据神户大学动物实验条例进行。所有实验程序和动物护理均按照美国国家卫生研究院（NIH）《实验动物护理和使用指南》（美国国家研究委员会，1996).

2.2. 运动活动评估

用光束中断传感器（LOCOMO LS‐8；Melquest）评估每只大鼠在塑料笼（23×37×19 cm）中每2周的运动活动，每天18小时（13:00至7:00）。

2.3. 样品制备

实验期12周后，通过注射戊巴比妥钠（50 mg/kg体重，我.第页随后，取出足底和比目鱼肌以及肝脏和附睾脂肪组织并称重。从下腔静脉采集血样并在3000℃下离心克在4°C下保持10分钟。收集血浆样本，并立即将肌肉样本用干冰在异戊烷中冷冻。肌肉和血浆样品储存在−80°C下，直到进行进一步的组织学和生物化学分析。

2.4. 血浆代谢物分析

使用商用试剂盒分析血浆样本的生化特征。分别用卡介苗法和缩二脲试验（A/G B‐test Wako；Wako）测量血浆中的白蛋白和总蛋白浓度。使用GPO‐DAOS方法（甘油三酯E‐Test Wako；Wako）测量甘油三酸酯浓度。使用ACS‐ACOD方法（NEFA C‐Test Wako；Wako）测量非酯化脂肪酸（NEFA）水平。

2.5. 组织学分析

使用低温恒温器（CM‐1510S，Leica Microsystems）在−25°C下从肌肉腹部中部将肌肉样本切成10‐μm的切片，然后安装在玻璃载玻片上。切片用苏木精-伊红和琥珀酸脱氢酶（SDH）染色法染色。

苏木精-伊红染色用于确定肌纤维的横截面积（CSA）。每组从每个样品中总共分析了1200根纤维（每个肌肉样品200根纤维）。使用ImageJ软件程序（NIH）评估截面。

根据先前描述的方法（Nagatomo等人。，2012). 简言之，将切片培养在含有0.9 mM NaN的0.1 M磷酸盐缓冲液（pH 7.6）中三、0.9 mM 1-甲氧基吩嗪甲基硫酸盐、1.5 mM硝基蓝四氮唑、5.6 mM EDTA二钠盐和48 mM琥珀酸二钠盐。还使用Image J软件程序分析了SDH活性，并使用前面描述的方法计算了综合SDH活性（Bekedam等人。，2003).

2.6. 蛋白质印迹分析

在含有20mM Tris–HCl（pH 7.5）、1%NP‐40、1%脱氧胆酸钠、1mM EDTA、1mM EGTA、150mM NaCl、1%（v/v）哺乳动物组织蛋白酶（Sigma‐Aldrich）和1%（v/v）哺乳动物组织磷酸酶抑制剂混合物（Sigma‐Aldrich）的缓冲液中对部分（~20 mg）跖肌和比目鱼肌进行匀浆。匀浆在15000下离心克在4°C下保持15分钟。使用蛋白质测定试剂盒（Bio-Rad）测定总蛋白质浓度。将匀浆溶解在样品加载缓冲液（50 mM Tris–HCl pH 6.8、2%十二烷基硫酸钠、10%甘油、5%β-巯基乙醇和0.005%溴酚蓝）中，并在80°C下煮沸10分钟。

蛋白质样品（30μg/lane）通过SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，然后转移到聚偏氟乙烯膜上。在室温下用含有3%牛血清白蛋白的吐温20的Tris缓冲盐水封闭膜60分钟。阻断后，用抗超氧化物歧化酶（SOD）-2（TBST中1:1000，#13141；细胞信号技术）、抗AMPKα（TBST，#12532；细胞信号科技）、抗磷酸化Thr172-AMPKα（TBST:1000，#2531；细胞信号技术）、抗-SIRT1（TBST里1:1000，#9475；细胞信号技术）、抗PGC‐1α（TBST中1:200，sc‐13067；圣克鲁斯生物科技）、抗PINK1（TBST里1:200，sc‐517353；圣克鲁兹生物科技）和抗COX IV抗体（TBST，#4850；细胞信号技术中1:1000）在4°C下过夜。然后将膜与结合辣根过氧化物酶的抗小鼠或抗兔IgG（GE Healthcare）在室温下孵育60分钟。使用化学发光试剂（EzWestLumi One；ATTO）检测蛋白质。最后，使用LAS‐1000（Fujifilm）化学发光图像分析仪采集图像，并使用多尺度图像分析软件程序（Fujifilm）进行量化。GAPDH（TBST中1:1000，#97166；细胞信号技术）用作内部控制。

2.7. 柠檬酸合成酶活性分析

柠檬酸合成酶（CS）活性按照上述方法进行分析（Srere，1963). 简单地说，将上清液溶解在含有0.1 mM DTNB和0.3 mM乙酰辅酶a的反应缓冲液中。通过与草酰乙酸（最终浓度为0.5 mM）孵育来启动反应。在412 nm下测量5分钟的吸光度。

2.8. 氧化应激分析

超氧化物水平（O2 −)根据制造商的说明，使用2-甲基-6-对甲氧基苯基乙炔基咪唑吡嗪（MPEC）（日本东京ATTO）对血浆进行分析。MPEC是一种咪唑吡嗪酮衍生物，具有较高的灵敏度，可用于测量O2 −（Shimomura等人。，1998). 使用光度计（Varioskan LUX；Thermo Fisher Scientific）测量相对光单位（RLU）。

根据制造商的说明，使用SOD检测试剂盒WST（Dojindo Molecular Technologies）测量血浆中的SOD活性。该试剂盒使用WST‐1（2‐[4‐碘苯基]-3‐[4-硝基苯基]-5‐[2,4‐二磺苯基]-2H‐四氮唑，单钠盐），在O还原后产生水溶性甲赞染料2 −SOD活性通过抑制水溶性formazan的形成来测定，并通过测量450 nm处的吸光度进行评估。

根据之前描述的方法（Iwamura等人。，2016).

2.9. 统计分析

所有值均表示为平均值±SEM。使用配对双向方差分析确定体重和运动活动的显著差异。使用未配对学生的t吨测试。统计显著性设置为第页 < 0.05.

3.结果

3.1. 体重和运动活动的变化

给大鼠喂食诱导营养不良的饮食后2、4、6、8、10和12周，大鼠的体重降低，营养不良组大鼠在同一周的各个时间点的体重都低于对照组大鼠（图​（图1a）。1a个). 运动活动不受营养不良状况的影响（图​（图1b1亿).

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体重和运动能力。营养不良状态下体重（a）和运动活动（b）变化的时间进程。对照组(n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）(n个 = 6). 数值表示平均值±SEM。*和†分别表示在同一时间点和同一干预前与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.2. 肌肉湿重、肌纤维CSA、肝脏重量和附睾脂肪组织重量

营养不良组足底肌的湿重和肌纤维CSA显著低于对照组。然而，比目鱼肌湿重和肌纤维CSA在营养不良情况下保持不变。这些结果表明，营养不良导致足底肌质量的损失，但比目鱼肌的损失不明显。营养不良组的肝脏和附睾脂肪组织重量显著低于对照组（表​（表22).

表2

肌肉湿重、肌纤维CSA、肝脏重量和附睾脂肪组织重量。

控制营养不良
足底肌
肌肉湿重（mg）402 ± 7305 ± 10*
肌纤维CSA（µm2)3732 ± 2202813 ± 163*
比目鱼肌
肌肉湿重（mg）150 ± 5145 ± 6
肌纤维CSA（µm2)3708 ± 2013428 ± 161
肝脏重量（g）15.4 ± 0.38.2 ± 0.5*
附睾脂肪重量（g）16.7 ± 0.82.1 ± 0.3*

数值表示平均值±SEM。对照组(n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）(n个 = 6). * 表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.3. 血浆中白蛋白、总蛋白、甘油三酯、NEFA和氧化应激水平

营养不良组的血浆白蛋白和总蛋白浓度显著低于对照组。营养不良组血浆中的甘油三酯和NEFA浓度也显著低于对照组。

血浆O2 −营养不良组血清水平显著高于对照组；然而，两组之间的SOD活性没有显著差异（表​（表3三).

表3

血浆中白蛋白、总蛋白、甘油三酯、NEFA和氧化应激水平

控制营养不良
白蛋白（g/dl）4.4 ± 0.13.1 ± 0.1*
总蛋白质（g/dl）6.3 ± 0.15.2 ± 0.1*
甘油三酯（mg/dl）123.7 ± 27.144.5 ± 4.8*
NEFA（毫当量/升）1.9 ± 0.30.4 ± 0.1*
哦2 −地层（RLU×104计数/分钟）2.8 ± 0.34.1 ± 0.3*
SOD活性（单位/ml）992 ± 88845 ± 39

数值表示平均值±SEM。对照组(n个=6）和营养不良（由低蛋白饮食和有限的50%饮食组引起）(n个 = 6). * 表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.4. 骨骼肌中AMPK和SIRT1能量感应机制的变化

营养不良组足底肌和比目鱼肌磷酸化AMPKα与总AMPKβ蛋白的比值均显著高于对照组。然而，营养不良组两侧肌肉中SIRT1蛋白的表达显著低于对照组（图​（图2）。2). 这些结果表明，营养不良降低了SIRT1的水平，这与骨骼肌中AMPK的表达无关。

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AMPKα和SIRT1蛋白的表达。通过western blotting（a）对磷酸化的‐AMPKα、总‐AMCKα和SIRT1的代表性蛋白表达进行研究。足底肌（b）和比目鱼肌（c）中AMPKα和SIRT1蛋白的表达水平。对照组（CON，n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）（MN，n个 = 6). 数值表示平均值±SEM。*表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.5. 骨骼肌中PGC-1α和PINK1的表达

营养不良组足底肌和比目鱼肌中PGC‐1α和PINK1蛋白的表达水平均显著低于对照组（图​（图3三).

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PGC-1α和PINK1蛋白的表达。通过western blotting（a）检测PGC-1α和PINK1的代表性蛋白表达。足底肌和比目鱼肌中PGC-1α（b）和PINK1（c）蛋白的表达水平。对照组（CON，n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）（MN，n个 = 6). 数值表示平均值±SEM。*表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.6. 骨骼肌线粒体酶活性和COX IV蛋白表达

营养不良组足底肌和比目鱼肌的SDH和CS综合活性均显著低于对照组（图4b、c). 营养不良组的两块肌肉中COX IV蛋白的表达水平显著低于对照组（图​（图4d）。第4天). 这些结果表明，营养不良会损害快肌肉和慢肌肉的线粒体代谢能力。

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线粒体酶活性和COX IV蛋白的表达。足底和比目鱼肌横截面上SDH活性染色的代表区域（a）。足底肌和比目鱼肌中综合SDH（b）和CS（c）的活性水平。COX IV蛋白的表达水平（d）。对照组（CON，n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）（MN，n个 = 6). 数值表示平均值±SEM。*表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

3.7. 骨骼肌氧化应激水平

营养不良组足底肌和比目鱼肌SOD‐2蛋白的表达水平均显著低于对照组。在比目鱼肌中，营养不良组比目鱼肌肉中的MDA浓度显著高于对照组，而两组之间的足底肌肉中的丙二醛浓度没有显著差异（图​（图55).

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骨骼肌中的氧化应激水平。足底肌和比目鱼肌中SOD‐2蛋白（a）和MDA浓度（b）的表达水平。对照组（CON，n个=6）和营养不良组（由低蛋白饮食和有限的50%饮食引起）（MN，n个 = 6). 数值表示平均值±SEM。*表示与对照组相比有显著差异(第页 < 0.05).

4.讨论

本研究的新发现如下：（1）营养不良导致快肌肌肉损失，但慢肌没有萎缩。尽管如此，两块肌肉也有代谢紊乱，（2）在营养不良的情况下，血浆和两块肌肉中的氧化应激增加，（3）在两块肌肉内观察到能量感应反应为AMPK非依赖性SIRT1抑制，和（4）营养不良降低了两块肌肉中PGC-1α和PINK1的表达。这些结果表明，营养不良通过增加氧化应激和抑制SIRT1，损害快肌肉和慢肌肉的代谢能力。

营养不良组的足底肌出现肌肉质量损失和横截面积减少，但比目鱼肌未出现萎缩。之前的几项研究报告称，过度限制饮食或摄入低蛋白饮食会导致快速肌肉的肌肉质量下降（Kim，2013; Pereyra‐Venegas等人。，2015; Ruiz‐Rosado等人。，2013; Toyoshima等人。，2014)并且在慢肌肉中没有引起萎缩（Alaverdashvili等人。，2015; Salles等人。，2014; Walrand等人。，2000). 此外，Sakaida等人(1987)据报道，饥饿2天后，肌肉纤维中的糖原含量主要在IIB型纤维中下降，4天后几乎消失。因此，营养不良会对快速肌肉产生重大影响。相反，慢速肌肉容易不活动（Ohira等人。，1994)并且对营养不太敏感（Salles等人。，2014). 事实上，在本研究中，营养不良大鼠的运动活动水平没有改变。因此，研究表明，营养不良而不缺乏运动会导致快速肌肉质量的损失，但不会导致慢速肌肉萎缩。

营养不良组的跖肌和比目鱼肌中线粒体酶（即CS和SDH活性）的水平以及COX IV蛋白的表达均下降。许多研究报告称，过度饮食限制或摄入低蛋白饮食会降低骨骼肌线粒体酶活性（Ardawi等人。，1989; Briet&Jeejeebhoy，2001; Madapallimattam等人。，2002; Oldfors&Sourander，1986; Salles等人。，2014). 例如Oldfors&Sourander(1986)据报道，连续14周摄入低蛋白饮食（1.5%蛋白质）会降低快慢肌肉的CS和SDH活性。相比之下，Faure等人(2013)结果表明，12周的饮食限制（50%自发）不会改变骨骼肌线粒体酶活性。与单纯的饮食限制相比，低蛋白饮食可能会影响骨骼肌的代谢能力。事实上，Briet&Jeejeebhoy(2001)据报道，摄入低蛋白饮食会降低骨骼肌线粒体复合体的活性，随后通过蛋白质再喂养而非葡萄糖恢复。这些结果表明，营养不良和低蛋白饮食会降低快肌肉和慢肌肉的线粒体代谢能力。

白蛋白约占血清中蛋白质含量的60%，被认为是血管中的抗氧化剂（Taverna等人。，2013). 先前的研究报告了夸西奥科尔（以蛋白质缺乏为特征）患者氧化应激增加与低蛋白血症之间的关系（Fechner等人。，2001; Manary等人。，2000). van Zutphen等人(2016)据报道，低蛋白饮食喂养的大鼠出现低蛋白血症，肝脏丙二醛水平升高。在本研究中，白蛋白浓度水平下降2 −营养不良大鼠血浆中增加。因此，低蛋白血症可能是营养不良中氧化应激增加的触发因素。此外，营养不良组足底和比目鱼肌中SOD‐2蛋白表达水平下降，比目鱼肌肉中丙二醛浓度升高。相反，先前的研究报告称，禁食24小时后腓肠肌中SOD‐2 mRNA和丙二醛的水平没有改变（Qi等人。，2014)禁食18天后，足底和比目鱼肌的SOD活性水平没有改变（Lammi‐Keefe等人。，1981). 据我们所知，以前的研究没有报告在急性营养不良状态下骨骼肌氧化应激增加。我们的研究还表明，慢性营养不良伴低蛋白血症会导致骨骼肌氧化应激增加。

AMPK位于SIRT1上游，通过激活SIRT1，通过PGC‐1α促进能源生产（Cantó等人。，2009). 在本研究中，营养不良增加了足底和比目鱼肌磷酸化AMPK的表达水平。然而，尽管营养不良组的两块肌肉中AMPK表达增加，SIRT1蛋白的表达仍有所下降。我们重点研究了营养不良条件下氧化应激对AMPK和SIRT1表达水平差异的影响。之前的几项研究表明，氧化应激激活AMPK（Auciello等人。，2014; Hinchy等人。，2018; Zmijewski等人。，2010)但抑制SIRT1（Chen等人。，2013; Liang等人。，2020). Zmijewski等人(2010)据报道，HEK 293细胞暴露于H2哦2导致AMPK激活，且具有剂量依赖性。此外，Liang等人(2020)结果表明，经H处理后，猪肠上皮细胞中SIRT1蛋白的表达下调2哦2因此，AMPK和SIRT1对ROS的响应不同。这些结果表明，营养不良时骨骼肌的能量感应反应以氧化应激增加诱导的AMPK非依赖性SIRT1抑制为特征。

PGC‐1α位于SIRT1下游，通过SIRT1的脱乙酰化激活以上调线粒体生物发生（Lin等人。，2005; 唐，2016). 事实上，摄入白藜芦醇（SIRT1激活剂的代表）已被证明可增加腓肠肌中PGC-1α蛋白的表达和线粒体DNA的含量（Lagouge等人。，2006). 在本研究中，营养不良大鼠跖肌和比目鱼肌中SIRT1和PGC‐1α蛋白表达水平下降。因此，营养不良诱导的SIRT1/PGC-1α通路下调可能会损害骨骼肌线粒体的生物生成。此外，PINK1由氧化应激增加诱导并启动有丝分裂（Kitagishi等人。，2017). 事实上，H2哦2对猪肠上皮细胞的治疗已显示增加PINK1蛋白（Liang等人。，2020). 然而，尽管本研究中营养不良导致氧化应激增加，PINK1蛋白表达水平仍下降。这些结果表明PINK1可能受氧化应激以外的因素调节。此前的几项研究表明，有丝分裂与SIRT1之间存在关联（Jang等人。，2012; Liang等人。，2020; 乔等人。，2018; Yao等人。，2018). Yao等人(2018)显示SIRT1的敲低导致U87MG和T98G细胞中PINK1蛋白的降低。这些结果表明，营养不良时SIRT1的降低可能是由PINK1（一种有丝分裂上游因子）的下调引起的。此外，先前的研究表明，PGC1α和PINK1影响骨骼肌中的线粒体代谢能力（Gautier等人。，2008; Zechner等人。，2010). Zechner等人(2010)据报道，PGC‐1α基因敲除小鼠的SDH活性和COX IV mRNA水平降低。此外，Gautier等人(2008)据报道，PINK1基因敲除小鼠的某些复杂呼吸活动水平降低是由于线粒体氧化应激敏感性增加。因此，PGC‐1α和PINK1的降低也是降低线粒体代谢能力的一个因素。总之，我们的结果表明，营养不良诱导的SIRT1下调通过PGC-1α和PINK1的降低损害了骨骼肌的线粒体稳态和代谢能力。此外，这些结果表明，即使在营养不良的情况下，氧化应激和SIRT1的变化也会降低代谢能力，而不会导致缓慢肌肉萎缩。同时，这些结果表明，氧化应激和SIRT1的变化可能会降低营养不良状态下无萎缩的慢肌的代谢能力。

本研究的局限性在于，我们仅测定了PGC‐1α和PINK1蛋白水平，以评估线粒体的生物发生和有丝分裂。未来的研究应确定PGC‐1α和PINK1的下游因子或营养不良时线粒体稳态的其他途径。

5.结论

这项研究表明，营养不良会损害快肌肉和慢肌肉的代谢能力。此外，营养不良时两块肌肉的能量感应反应的特点是氧化应激增加导致的AMPK非依赖性SIRT1抑制。营养不良时能量感应反应的异常可能会损害线粒体的稳态。这些发现可能对理解营养不良状态下骨骼肌的能量代谢起到关键作用。

利益冲突

未声明。

作者贡献

T.H.和H.F.构思了这项研究，参与了研究设计，管理数据收集，进行了统计分析，并起草和修订了手稿。R.N.、M.T.和B.N.参与了数据收集和数据分析。N.M.和H.K.审阅并修订了手稿。所有作者阅读并批准了最终手稿。

致谢

本研究得到了日本教育、文化、体育、科学和技术部科学研究资助项目（18H03130、19H03989和20KK0227）的支持。

参考文献

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