小胶质细胞TREM-1受体通过与SYK的相互作用介导实验性缺血性卒中的神经炎症损伤

外科手术

按照之前的方法，使用管腔内灯丝通过MCAO手术诱导小鼠脑缺血/再灌注（I/R）模型^19,20简而言之，用2%异氟烷在O中麻醉小鼠₂（RWD生命科学，中国）。结扎右侧颈外动脉（ECA），将硅涂层单丝（直径：0.18±0.01 mm，中国北京奇能科技有限公司）插入ECA，并插入颈内动脉（ICA），直至感觉到轻微阻力。闭塞90分钟后，取出灯丝以诱导再灌注。为了确认MCA的正确闭塞，在手术期间和手术后，用激光多普勒血流仪（PeriFlux 5010；Perimed AB，瑞典）监测小鼠的局部脑血流量（补充图。S1（第一阶段）). rCBF下降≥基线的75%被视为成功闭塞。手术期间，使用加热垫将体温维持在37±0.5°C。假手术小鼠接受了相同的手术，只是没有将灯丝插入ICA。

细胞培养和OGD模型

如前所述培养原代小胶质细胞²¹简单地说，建立了一个混合胶质细胞培养系统，并将其保存在含有10%致命牛血清（美国吉布科）和1%青霉素-链霉素（美国吉布克）的Dulbecco改良鹰氏培养基（DMEM，Gibco）中14天。用摇动法收集小胶质细胞，并将其接种在培养皿中以备进一步使用。为了进行OGD，用无葡萄糖DMEM代替细胞培养基（美国吉布科）；然后将培养皿转移到配备AnaeroPack-Anaero（日本三菱气体化学公司）的密封室中。8小时后，将细胞放回正常培养箱中进行再灌注。初级皮层神经元由C57BL/6J小鼠大脑（E16）制备，并在含有2%B27（美国吉布科）和1%谷氨酸Max（美国吉布克）的神经基础培养基中培养。对于小胶质细胞-神经元共培养，使用Transwell®板（0.4-μm孔径，美国马萨诸塞州科宁市）。将原代神经元接种在Transwell板的下室，与小胶质细胞一起培养，小胶质细胞经LP17或对照肽预处理后进行OGD。使用LIVE/DEAD™活性/细胞毒性试剂盒（美国赛默飞世尔科技公司）检测神经毒性。

药物管理

如前所述，化学合成了TREM-1抑制肽LP17（LQVTDSGLYRCVIYHPP）和对照肽（TDSRCVIGLYHPPLQVY）（GenScript，中国）²²在MCAO后连续3天每天经鼻给予LP17（0.5 mg/kg或1 mg/kg）。在OGD之前，体外小胶质细胞最初与LP17（1或10μM）预孵育2小时。在复氧后，再将小胶质细胞与LP17（1或10μM）孵育24小时。为了抑制SYK，在再灌注后连续3天每天向小鼠腹腔注射R406（5 mg/kg，Selleck，USA）。体外SYK抑制实验是在OGD前用1 mM R406预培养小胶质细胞，然后在OGD后用1 mMR406再培养24 h。载具动物取而代之的是对照肽或生理盐水。为了检测细胞增殖，小鼠在MCAO手术后连续7天每天腹腔注射5-溴-2′-脱氧尿苷（BrdU）（50 mg/kg，Sigma-Aldrich，美国）一次。

行为分析

改良神经系统严重程度评分（mNSS）²³18分评分系统用于评估术前1天和术后3、7、14和28天的感觉运动缺陷。为了测试长期认知变化，如前所述，在中风后第22天至第28天进行Morris水迷宫（MWM）测试²⁴使用ANY-maze视频跟踪软件（美国斯托尔廷）跟踪游泳路径，并记录到达水下平台的平均时间。

磁共振成像（MRI）和梗死体积评估

使用7.0 T MRI扫描仪（德国布鲁克PharmaScan）进行MRI检查，以确定中风后3天的梗死体积。简单地说，用异氟醚麻醉小鼠，并将其置于非磁性支架上。连续监测心跳和呼吸。采用松弛增强快速采集T2序列获取T2加权图像，参数为：矩阵=256×256，视野=20mm×20mm，重复时间=2800ms，回声时间（TE）=50ms，切片厚度=0.5mm（每只动物16片）。对于弥散加权成像（DWI），图像采用256×256矩阵，FOV为20 mm×20 mm，TR为5000 ms，TE为22 ms，切片厚度为0.5 mm（每只动物16片）。通过T2-WI获得的高信号识别梗死，并通过DWI进一步验证。如前所述，根据DWI扫描计算梗死体积¹⁹将病变半球的非梗死体积（NVL）和对侧半球的体积（VC）相加并乘以0.5mm，计算出相对梗死体积为（VC−NVL（2×VC）×100%。

RNA-sequencing（RNA-seq）分析

使用TRIzol试剂（Invitrogen，美国）提取MCAO和sham-operated组近红外组织的总RNA，并使用NanoDrop（Thermo Fisher Scientific，美国）进行量化。然后，根据制造商的协议（NEBNext®Ultra™RNA library Prep Kit for Illumina®，USA），使用每个样品的1μg总RNA构建下一代测序文库制剂。在HiSeq X Ten仪器（Illumina，San Diego，CA，USA）上进行RNA-seq分析。配对末端（2×150 bp）测序。使用Cutadapt 1.9.1版对获得的数据进行质量修整，以去除低质量的基底²⁵然后与从Ensembl数据库下载的小鼠基因组（小家鼠.GRCm38）进行比对(网址：www.ensembl.org/info/data/ftp/)使用HISAT2 2.0.1版²⁶.HTSeq版本0.6.1²⁷用于量化成对末端清洁数据中的基因表达水平。使用1.6.3版DESeq2进行差异mRNA表达分析²⁸.已调整第页将值<0.05设置为检测差异表达基因，这些差异表达基因的表达变化至少为原来的两倍。

TREM-1小干扰RNA（siRNA）转染

RIBOBIO（中国）合成了阴性对照siRNA（UCUCCGAACGUGUCACGUT）和TREM-1 siRNA（CCCAGTGACACACTACAA）。1.25μl的siRNA（20μM）和核糖FECT^TM（TM）将3μl的CP Regent（RIBOBIO，中国）混合在30μl的核糖FECT中^TM（TM）CP缓冲液，用于生成转染混合物。然后将混合物添加到DMEM（siRNA浓度：50 nM）中并与小胶质细胞培养48 h。进行实时聚合酶链反应（PCR）和western blot分析以检查转染效率。

组织学染色

将小鼠麻醉，然后用0.9%氯化钠和4%多聚甲醛（PFA）进行心内灌注。在4%PFA中固定12小时后，大脑在4°C的10、20和30%蔗糖梯度溶液中脱水。然后将大脑植入最佳切割温度的复合物中（美国Sakura Finetek），并切割成15或25μm的切片。

酶联免疫吸附试验

对缺血半暗带的脑组织进行解剖和均质化。收集细胞培养上清液。根据制造商的说明，使用ELISA试剂盒（英国Abcam）检测IL-1β和IL-18蛋白的浓度。

电子显微镜

将近红外组织（1×1×1mm）样品浸泡在2.5%戊二醛中，然后固定在1%四氧化锇中。在乙醇中脱水并包埋在硬石膏中后，将组织切割成50-60nm的切片。最后，用3%醋酸铀酰和柠檬酸铅对薄片进行染色，然后使用H7500透射电子显微镜（日本日立）进行扫描。

定量实时PCR

使用TRIzol regent（Sigma-Aldrich，USA）从梗死周围组织中提取总RNA，并使用RevertAid第一链cDNA合成试剂盒（Thermo Fisher Scientific，USA）逆转录为cDNA。然后使用UltraSYBR混合物（CWBio，中国）、特定小鼠引物（见补充表）进行实时定量PCRS1（第一阶段）)以及使用Mx3000P实时PCR系统（美国安捷伦科技公司）的cDNA。GAPDH mRNA表达设为内部对照。与体内假手术组或体外对照组相比，结果表现为折叠变化。

协同免疫沉淀

采用弱放射免疫沉淀分析（RIPA）裂解缓冲液（中国贝约泰）提取并制备脑组织或原代小胶质细胞的总细胞裂解物。500μg蛋白质提取物与1μg抗TREM-1抗体或对照IgG在4°C下孵育过夜。然后将免疫复合物与蛋白A/G-琼脂糖珠（美国细胞信号技术）连接4小时。最后，收集洗脱的蛋白质并通过免疫印迹分析。

免疫印迹法

使用RIPA裂解缓冲液（细胞信号技术，美国）从脑组织和培养的小胶质细胞中制备蛋白质裂解物，并使用BCA蛋白质分析试剂盒（美国赛默飞世尔科学公司）进行定量。将30μg的蛋白质装载在10%十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳凝胶上并分离，然后转移到聚偏二氟乙烯膜（Millipore，美国）。用TREM-1（1:1000；ab217161，英国Abcam）、MPO（1:500；sc-16128-R，美国Santa Cruz Biotechnology）、细胞内粘附分子-1（ICAM-1）（1:500，sc-1511，美国圣克鲁斯生物技术）、SYK（1:1000，#13198，美国Cell Signaling Technology）、磷酸化-SYK（p-SYK；1:1000；ab195732，Abcam，英国），CARD9（1:1000；ab124922，Abcam，英国）、NLRP3（1:500；sc-66846，圣克鲁斯生物技术，美国）、ASC（1:500，sc-33958，圣克鲁兹生物技术，美国）、caspase-1 p10（1:500）；sc-514，圣克鲁茨生物技术，美国）、IL-1β（1:500；#8242，细胞信号技术，美国），磷酸化-NF-κB p65（Ser536）（1:1000；#3033，细胞信号科技，美国），Synapsin I（1:1000；ab18814，英国Abcam）、Synaptophysin（1:1000）和β-actin（1:1000，美国细胞信号技术，#4970）在4°C下过夜，然后在室温下与HRP-结合二级抗体孵育。蛋白质信号通过Immobilon Western Chemiluminating HRP底物（美国Millipore）检测，并通过Image J软件（美国NIH）定量。β-actin的表达设为内部对照。

缺血缺氧条件下TREM-1表达模式及时间进程

接下来，我们探讨了TREM-1在MCAO小鼠和OGD小胶质细胞中的蛋白表达模式和时间进程。Western印迹结果表明，TREM-1在手术后6小时略有增加，在再灌注后3天达到峰值，并逐渐下降（图。​（图2a）。2a个). 中风后28天，TREM-1的蛋白质水平仍显著升高（图。​（图2a）。2a个). 同样，OGD以时间依赖性的方式增加小胶质细胞TREM-1的表达，在复氧后12小时达到峰值（图。​（图2b）。2亿). 卒中后3天，在梗死周围区检测到与Iba-1共同染色的稳健TREM-1阳性细胞，表明小胶质细胞自主增加TREM-1（图。2c、d,第页 < 0.001). 然而，在星形胶质细胞、神经元、少突胶质细胞和内皮细胞上未检测到TREM-1染色信号（补充图。S2系列).

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图2

脑卒中后小胶质细胞中的TREM-1上调。

一中风后2、6小时、1、3、7和28天的TREM-1免疫印迹和定量分析。n个 = 5b条在复氧后2、6、12、24和48小时进行TREM-1的免疫印迹和定量分析。n个 = 6c（c）在近梗死区再灌注后1、3和28天，对TREM-1（红色）和Iba-1（绿色）进行协同训练。TREM-1染色的放大视图用虚线框标记。d日TREM-1阳性细胞的定量。n个 = 5.数据表示为平均值±SEM*第页 < 0.05, **第页 < 0.01, ***第页 < 0.001 vs.假手术组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01,^###第页 < 0.001与对照组。比例尺=50μm

抑制TREM-1改善梗死进展和神经元损伤

为了证实TREM-1在缺血性卒中中的生物学功能，我们采用鼻内注射一种叫做LP17的抑制肽来阻断TREM-1的表达。LP17被罗丹明标记，以确定它是否能进入大脑。如附图所示。第3章鼻内给药后，在嗅球、皮层和海马中检测到LP17的红色荧光信号。1 mg/kg LP17显著消除了缺血诱导的TREM-1升高（图。​（图3a，3a年,第页 = 0.0001). 这些结果表明LP17能够进入大脑并阻断TREM-1。为了检测LP17对脑卒中后梗死体积的影响，我们进行了T2加权成像和DWI检查。与接受对照肽的MCAO小鼠相比，LP17给药显著减少了27.3%的梗死体积（图。3b、c,第页 = 0.002). 接下来，我们询问LP17是否可以拯救缺血诱导的神经元损伤。为此，进行TUNEL和FJC测定以评估细胞凋亡和神经元变性。如图所示。​图3d，三维补充1 mg/kg LP17可显著减少TUNEL阳性细胞和FJC阳性神经元(第页 = 0.005和0.021）。

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图3

TREM-1抑制剂可减少缺血梗死，并在再灌注3天后挽救神经元损伤。

一用LP17治疗后，癌旁组织中TREM-1的蛋白水平。n个 = 5b条T2和DWI MRI扫描中五种不同冠状切片的代表性图像。c（c）根据DWI扫描量化梗死体积。n个 = 9d日TUNEL和FJC染色显示，I/R后TUNEL-和FJC-阳性细胞密度增加，而LP17处理降低了近红外区的阳性信号。插图显示放大倍数更高的视图。n个 = 5.比例尺=50μm。数据表示为平均值±SEM***第页 < 0.01 vs.假手术组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01,^###第页 < 0.001 vs.MCAO组

药物阻断TREM-1可改善长期神经行为功能

据报道，中风后行为功能障碍与神经炎症有关³⁰首先，通过mNSS评估神经功能。MCAO处理的小鼠表现出持续的感觉运动缺陷，LP17治疗可以显著逆转这种缺陷（图。​（图4a）。4a类). 然后，我们用MWM测试了长期空间学习和记忆。提示试验中，逃避潜伏期和游泳速度没有差异，表明MCAO小鼠没有视觉或游泳缺陷（补充图。S4系列). 事后分析表明，在训练的第2-5天，MCAO小鼠的逃避潜伏期和到达隐蔽平台的路径长度低于假手术小鼠。然而，TREM-1抑制小鼠表现出更好的逃避潜伏期减少和路径长度缩短（图。4b、c). 在最后一次训练试验后24小时进行了探索试验。LP17处理的小鼠表现出更多的交叉，并在目标象限花费更多的时间（图。第4天–第5天,第页 = 0.039和0.030）。

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图4

LP17给药挽救了MCAO小鼠的神经缺陷和认知功能障碍。

一假手术组、MCAO组和MCAO+LP17组的mNSS。在MCAO手术前对小鼠进行测试。MCAO 3天：n个 = 20; 其他时间点：n个 = 10.逃逸延迟(b条)和路径长度(c（c）)在隐藏平台阶段。n个 = 10d日探测试验中三组具有代表性的游泳轨迹。平台位置的交叉(e（电子）)以及在目标象限中花费的时间百分比(（f）)记录并分析。n个 = 10.数据表示为平均值±SEM***第页 < 0.001 vs.假手术组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01,^###第页 < 0.001 vs.MCAO组

然后，我们探讨了LP17补充诱导的功能改善的潜在机制。使用BrdU给药标记细胞增殖。MCAO后28天，齿状回中BrdU阳性细胞的数量保持在较低水平，而LP17的作用使其恢复（图。5a、b,第页 = 0.003). 神经可塑性是脑损伤后康复的另一种代偿机制。因此，我们评估了MCAO后28天海马中突触蛋白的表达，包括PSD95、CaMKII、突触肽I和突触肽。TREM-1的抑制与所有这些蛋白的高水平相关（图。5c、d,第页 = 0.001、0.009、0.018和0.002）。总的来说，这些数据表明，阻断TREM-1可以通过促进缺血性卒中后海马的细胞增殖和突触可塑性来挽救长期神经行为损伤。

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图5

TREM-1抑制增强了缺血性卒中后海马的细胞增殖和神经可塑性。

一齿状回BrdU阳性细胞的典型显微照片。BrdU染色的放大视图用虚线框标记。比例尺=20μm。b条BrdU阳性细胞的定量分析。c（c）,d日突触元件的蛋白质印迹和定量，包括PSD95、CAMKII、突触蛋白I和突触球蛋白。n个 = 每组5人。数据表示为平均值±SEM***第页 < 0.001 vs.假手术组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01 vs.MCAO组

抑制TREM-1抑制小胶质细胞M1极化和中性粒细胞浸润

鉴于TREM-1在先天免疫系统调节中的重要作用⁷接下来，我们确定抑制TREM-1是否会影响缺血后炎症。用Iba-1和CD68染色检测近区小胶质细胞的反应。假手术组的静止小胶质细胞在形态学上观察到，在Iba-1染色中有小胞体和薄突起（图。​（图6a）。第6页). 在对照肽处理的MCAO小鼠中，观察到具有较大胞体、较短突起和变形虫形态的活化小胶质细胞，而在LP17处理的小鼠中检测到较少的活化小胶质细胞（图。​（图6a）。第6页). CD68染色进一步证实了LP17诱导的小胶质细胞活化的减轻（图。​（图6a）。第6页). 接下来，我们试图检查近红外区的小胶质细胞极化。M1标记物的mRNA水平，包括iNOS、CD16、CD32、NLRP3、IL-1β、IL-18、IL-6和CD11b，在MCAO后3天都显著增加，但这些增加，除了CD11b外，通过LP17治疗显著减弱（图。​（图6b，6b条,第页 = 0.013、0.041、0.018、0.007、0.010、0.004、0.012和0.168）。在M2型基因中，包括Arg-1、CD206和IL-10，只有CD206在LP17给药后受到抑制（图。​（图6b，6b条,第页 = 0.007). ELISA分析显示，MCAO组细胞内IL-1β和IL-18 mRNA的上调伴随着细胞外IL-1β与IL-18蛋白水平的平行增加，这两种蛋白水平均被LP17逆转（图。​（图6c第6页c).

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图6

阻断TREM-1可抑制炎症介质和趋化因子的产生以及中性粒细胞的侵袭。

一假手术组、MCAO组和MCAO+LP17组的Iba-1和CD68免疫染色。b条炎症基因（iNOS、CD16、CD32、CD11b、NLRP3、IL-1β、IL-18和IL-6）和抗炎基因（CD206、Arg-1和IL-10）的相对mRNA表达。c（c）酶联免疫吸附试验检测脑组织中的IL-1β和IL-18。d日趋化因子（CXCL-2、CCL-7、MCP-1和CXCL-1）的实时PCR分析。e（电子）Western blot显示ICAM-1和MPO在近梗死皮层的定量表达。（f）三组MPO免疫染色并进行定量。n个 = 每组5人。数据表示为平均值±SEM**第页 < 0.01, ***第页 < 0.001 vs.假手术组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01,^###第页 < 0.001 vs.MCAO组。比例尺=50µm

然后，我们开始测试TREM-1抑制是否影响脑缺血损伤下趋化因子的产生和中性粒细胞的浸润。对近端脑组织进行实时PCR，以评估趋化因子mRNA。TREM-1的药理抑制导致CXCL-2（52.6%）、CCL-7（54.6%）、MCP-1（48.8%）和CXCL-1（60.8%）的mRNA水平显著降低（图。​（图6d，6天,第页 = 0.040、0.020、0.025和0.001）。同时，LP17导致ICAM-1表达减少39.5%（图。​（图6e，第六版,第页 = 0.015). MPO的免疫印迹和免疫染色都提供了直接证据，证明LP17治疗可以减轻中性粒细胞向近梗死区的浸润（图。6e、f,第页 = 0.0002和0.006）。这些结果表明，LP17可以抑制白细胞浸润。

抑制TREM-1可延缓小胶质细胞无菌性炎症和神经元死亡

我们进一步研究了小胶质细胞OGD模型中TREM-1的功能。添加不同剂量的LP17（1或10μM）。通过实时PCR，10μM LP17在复氧24小时后显著降低了促炎细胞因子（NLRP3、IL-1β、IL-18、IL-6、CD16、CD32和iNOS）和趋化因子（MCP-1、CXCL-1和CXCL-2）的mRNA水平（图。​（图7a）。第7页). LP17显著降低了IL-1β和IL-18的细胞外蛋白水平，在10μM时最大降低（图。​（图7b）。7亿). 为了确定抑制小胶质细胞TREM-1是否影响神经元存活，引入了小胶质细胞-神经元共培养系统。在不存在或存在LP17的情况下，将神经元与OGD小胶质细胞共同培养24小时。OGD诱导了神经元死亡的大量增加，这是通过活/死染色的量化确定的，同时与LP17在10μM浓度下培养，最大限度地保持了神经元的活力（图。​（图7c，第7页c,第页 < 0.001).

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图7

TREM-1的药理学抑制抑制了体外炎症因子的产生和神经元损伤。

一采用实时定量PCR分析OGD后24 h原发性小胶质细胞中NLRP3、IL-1β、IL-18、IL-6、CD16、CD32、iNOS、MCP-1、CXCL-1和CXCL-2的mRNA水平。n个 = 4b条OGD后24 h，ELISA法检测原发性小胶质细胞上清液中IL-1β和IL-18。n个 = 4c（c）神经元与对照小胶质细胞、OGD小胶质细胞或经LP17（1或10μM）处理的OGD小神经胶质细胞共培养24小时。n个 = 6.比例尺=50µm。数据表示为平均值±SEM**第页 < 0.01, ***第页 < 0.001与对照组；^#第页 < 0.05,^##第页 < 0.01,^###第页 < 0.001 vs.OGD/R组

TREM-1与小胶质细胞SYK相互作用

据报道，TREM-1的参与导致单核细胞/巨噬细胞中激酶SYK的募集和刺激，向下游通路传递激活信号⁷我们检测了小胶质细胞中TREM-1和SYK之间是否存在关联。通过联合免疫沉淀，TREM-1在体内和培养的小胶质细胞中似乎与SYK相互作用（图。​（图8a）。第8页a). 共免疫标记进一步显示，TREM-1受体与小胶质细胞SYK共定位，为它们的相互作用提供了物理基础（图。​（图8b8b个).

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图8

TREM-1通过与SYK相互作用触发CARD9/NF-κB信号通路和NLRP3炎性体。

一皮质组织和小胶质细胞的裂解物用抗TREM-1免疫沉淀。然后用抗TREM-1和抗SYK免疫印迹法分析免疫沉淀物。b条近梗死区TREM-1和SYK的免疫染色。比例尺=20μm。c（c）再灌注后3天，用western blotting检测缺血半暗带组织中TREM-1、p-SYK和SYK蛋白的表达。d日使用相同组织对CARD9/NF-κB信号通路进行免疫印迹c（c）.e（电子）NLRP3、ASC、caspase-1、IL-1β和IL-18的免疫印迹分析。（f）用LP17（10μM）处理OGD小胶质细胞。在复氧24小时后，用蛋白质印迹法测定TREM-1、p-SYK和SYK的蛋白水平。克,小时在（f）用western blot检测CARD9、p-p65、p65、NLRP3、ASC、caspase-1、IL-1β和IL-18。我用Con-siRNA或TREM-1 siRNA处理原代小胶质细胞，然后经OGD处理8 h。复氧24 h后用免疫印迹法检测TREM-1、p-SYK、SYK、CARD9、p-p65和NLRP3的蛋白水平。n个 = 每组5人

TREM-1对于缺血诱导的SYK和下游成分的激活是必需的

为了描述TREM-1是否能激活SYK，我们评估了下游CARD9/NF-κB和NLRP3/caspase-1通路中分子的表达³¹LP17和TREM-1 siRNA均被引入。在体内，I/R增加的TREM-1表达伴随着再灌注后SYK和p-SYK的升高（图。​（图8c，8厘米，补充图。S5a系列). I/R还诱导CARD9、CARD9/NF-κB信号中的p-p65以及NLRP3、ASC、裂解caspase-1、成熟IL-1β和NLRP3/caspase-2信号中的成熟IL-18显著增加（图。第8天，第5天，补充图。S5b、c). 这些增量都被LP17抑制，表明TREM-1可以在MCAO后激活SYK；SYK的激活可能导致CARD9/NF-κB和NLRP3/caspase-1通路中成分的蛋白水平增加。另一方面，在体外，我们发现LP17对SYK启动和下游信号激活具有一致的作用（图。8f–小时，补充图。S5d–f码). 此外，将培养的小胶质细胞与TREM-1 siRNA孵育，可以有效地抑制TREM-1的表达。我们发现OGD诱导的TREM-1、p-SYK、SYK、CARD9、p-p65和NLRP3的上调被TREM-1 siRNA显著抑制（图。​（图8i，第8页，补充图。5克). 这种抵消作用与LP17的作用相当。总之，这些数据表明，TREM-1在缺血性损伤后小胶质细胞的SYK动员和下游CARD9/NF-κB和NLRP3/caspase-1激活中是必要的。

本研究得到了国家自然科学基金（No.81571143，81530038，81701230，81701180）和江苏省自然科学基金资助（No.BK20160607）。