疼痛。作者手稿；2019年12月1日PMC提供。
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啮齿动物前扣带皮层和头端腹内侧髓质内的吗啡效应揭示了急性或慢性疼痛的情感和感觉特性的可分离调节
,1 ,2 ,1 ,1 ,三 ,1和1,*
Lusine Gomtsian公司
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
柯斯蒂·班尼斯特
2伦敦国王学院精神病学、心理学和神经科学研究所，伦敦，SE1 1UL。英国。
内森·艾德
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
达戈博托·罗伯斯
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
安东尼·迪金森
三伦敦大学学院神经科学、生理学和药理学系，伦敦，WC1E 6BT。英国。
弗兰克·波雷卡
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
伊迪塔·纳夫拉蒂洛娃
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
1美国亚利桑那州图森市亚利桑纳大学药理学系，邮编85721。
2伦敦国王学院精神病学、心理学和神经科学研究所，伦敦，SE1 1UL。英国。
三伦敦大学学院神经科学、生理学和药理学系，WC1E 6BT。英国。
- 补充资料
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摘要
疼痛的调节可能是由于阿片受体参与多个脑区。疼痛的感觉和情感品质是否受到大脑阿片受体回路的不同影响尚不清楚。我们之前报道过，在啮齿动物的嘴侧前扣带回皮层（rACC）内的阿片类药物作用可选择性调节神经病理性疼痛的情感质量，但这种影响是否会发生在前扣带回皮质（ACC）的其他区域尚不清楚。在此，在ACC的三个区域或延髓头端腹内侧区（RVM）微量注射吗啡，并评估幼稚、假手术或脊髓神经结扎（SNL）大鼠的疼痛行为。在天真的动物中，RVM抑制了甩尾反应，但ACC和吗啡没有抑制甩尾反应。ACC吗啡对SNL大鼠的触觉超敏（von Frey试验）、机械（Randall-Sellito）或热（Hargreaves）痛觉过敏均无影响。相反，RVM吗啡可降低神经损伤大鼠的触觉超敏反应，并对机械和热刺激产生抗痛觉过敏和镇痛作用，以及选择性地产生条件性位置偏爱。在RVM中，阿片类物质抑制了从戒断阈值和情感疼痛行为中反映出来的伤害性传递。然而，特定rACC回路中μ-阿片受体的激活可选择性地调节持续疼痛的情感维度，而不会改变戒断行为。这些数据表明，RVM和ACC阿片样回路对疼痛的感觉和情感质量进行了不同的调节，从而允许促进逃避和生存的最佳行为。靶向特定的ACC阿片样回路可以治疗慢性疼痛，同时保留急性疼痛的生理功能。
介绍
针对慢性疼痛带来的未满足医疗需求开发治疗方法的主要挑战之一是有效缓解持续疼痛，同时保持急性疼痛的重要保护功能。相关成像分析表明，不同的大脑区域有助于感知或调节疼痛的感觉和情感方面[41]. 虽然疼痛的这些维度被整合在一起，形成了人类的疼痛体验，但心理物理和神经影像学观察表明，感觉和情感方面可能部分分离，并受到特定回路中药物的优先调节。在这方面，已知临床使用的阿片类药物主要影响疼痛的情感层面，而在很大程度上保持对有害刺激的反应不变[6;35]。
人类和动物研究的大量证据表明，前扣带回（ACC）参与疼痛情感方面的处理。例如，遵循催眠建议[40]或在积极的情绪状态下[51]研究表明，ACC回路的参与与情感成分的调制有关，而疼痛强度没有改变。使用阿片类放射性示踪剂的PET研究发现，在健康受试者急性实验性疼痛期间，该区域内源性阿片类物质的释放增加[48;50]偏头痛发作期间[9]支持内源性阿片神经递质在痛觉调节中的作用。值得注意的是，纤维肌痛患者ACC中MOR的可用性降低[47]和中风后疼痛[56]表明疼痛调节机制存在缺陷。我们以前在大鼠身上报道过，嘴侧ACC（rACC）内内源性阿片类物质的释放对于缓解持续疼痛的厌恶感是必要的[34]. 因此，在脊髓神经结扎（SNL）大鼠中阻断rACC MORs可以阻止条件性位置偏爱（CPP）对不同的非阿片类镇痛治疗。此外，在rACC中直接微量注射吗啡可以促进受伤大鼠的CPP，但对触觉戒断反应没有影响。
中脑导水管周围灰质区（PAG）和头端腹内侧髓质（RVM）是阿片敏感的下行双向调制伤害性信号的结构[37]. 啮齿动物的电生理研究已经确定RVM中的痛觉OFF和ON细胞，它们分别抑制和促进痛觉感受[14;19]并且可能基于包括例如上下文、过去记忆和其他因素的因素来调节所产生的疼痛体验，从而允许确定最佳行为选择。在许多人类疼痛神经成像研究中，观察到ACC和脑干区域之间的功能连接，这些区域包括下行疼痛通路[5]但该皮层区域的阿片活性是否以及如何参与下行调节尚不清楚。虽然神经成像研究揭示了可能与疼痛调节相关的大脑区域网络，但对人类单个大脑区域的因果阿片效应的研究并不容易实现。本研究的目的是确定在RVM或ACC的三个独立分区内微量注射吗啡是否可以选择性地调节大鼠急性和持续神经性疼痛的情感和感觉方面。
材料和方法
2.1. 动物
雄性Sprague-Dawley大鼠，250–300g，取自印第安纳州印第安纳波利斯的Harlan实验室。将动物分组，以12小时/12小时的光/暗周期饲养。有食物和水随意所有所述程序均获得亚利桑那大学动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。在整个研究期间，对动物进行监测，以减少不必要的压力和/或疼痛，并根据国际疼痛研究协会道德准则使用动物数量。所有行为实验的研究人员对治疗组都是盲的。
2.2. 外科
2.2.1. 脊神经结扎术
如前所述进行了脊髓神经结扎（SNL）手术[24]. 大鼠维持在2%v/v异氟醚麻醉下，以3:2的氧化亚氮和氧气比例进行麻醉。在脊椎旁切开并切除左尾肌。切除L5横突的一部分，露出L5和L6脊神经，然后将其分离并用靠近坐骨神经形成处的非吸收性6–0编织丝线结扎。周围的皮肤和肌肉用可吸收的3-0缝合线缝合。假手术以相同的方式进行，省略了结扎步骤。监测所有大鼠的正常行为（梳洗和活动）以及手术后的一般健康和体重增加。
2.2.2. 颅内ACC和RVM插管
对使用氯胺酮/甲苯噻嗪复合物（80/12 mg/kg，i.p.；Western Medical Supply/Sigma）麻醉的动物进行立体定向插管手术。如前所述进行双侧ACC插管[21;34]. 在底座下方4 mm处切割一对26瓦不锈钢导向套管（Plastics One Inc.，Roanoke，VA），将其导向以下ACC注射部位：ACC站点1（前后（AP）：距角+4.0 mm；内侧（ML）±0.6 mm；背腹（DV）：距颅骨−2.0 mm），ACC站点2（AP：距前角+2.6 mm；ML：±0.6 mm；DV：距头骨-1.8 mm）或ACC站点3（AP：距前角+0.2 mm；ML：±0.6 mm；DV：距头骨-1.8 mm）[38]. 在底座下方11 mm处切割的不锈钢导管（26瓦）朝向RVM注射部位（AP：距耳间线−2.1 mm；ML±0.6 mm；DV：距硬脑膜−8.5 mm）[38]. 引导套管用水泥固定到位，并用小型不锈钢机械螺钉固定在头骨上。将不锈钢假套管插入每个导管中，以保持导管无碎屑。然后，大鼠接受庆大霉素（1 mg/ml）皮下注射，单独安置，并允许其恢复7-10天。每天监测和评估动物的整体健康状况。
2.3. 行为测试
2.3.1. 冯·弗雷测试
在实验当天，动物被放置在带有金属丝网地板的悬浮室中30分钟，以便在测试前进行习惯化。将一系列校准的von Frey细丝（Stoelting，Wood Dale，IL）垂直于同侧后爪的足底表面，以0.41至15 g（4–150 N）的对数间隔递增，直到细丝弯曲。通过依次增加和减少刺激强度（“上下”法）来确定退出阈值，使用Dixon非参数检验进行分析，并表示为平均退出阈值[11]。
2.3.2. 哈格里夫斯分析
根据哈格里夫斯方法，对有毒辐射热进行了具有毒性的爪-爪潜伏期[18]. 允许大鼠在带有凸起玻璃地板的有机玻璃外壳中以30分钟/天的速度驯化2天，并在测试前驯化15分钟。驯化后，一个辐射热源（115V，UGO Basile Biological Research Instructions Model 7371，Comerio VA，Italy）被放置在后爪正下方的玻璃地板下。辐射热源由反应时间计数器（计时器）激活，爪子与拖曳的潜伏期由动作灵敏的探测源确定，该探测源在拔出后爪时使计时器和热源停止。自动记录最接近0.1秒的退出延迟。基线潜伏期设定为17-25秒，以便有足够的窗口检测可能的痛觉过敏。最大切断时间为33秒，以防止组织损伤。
2.3.3。尾舔试验
尾舔试验用于评估热伤害性。将动物轻轻抱在躯干周围，将尾巴的下半部分浸入52°C循环温水浴中（Neslab Instruments，Inc.，Newington，N.H.）。甩尾的潜伏期是以老鼠抽出尾巴所需的秒数来衡量的。最大切割时间为13秒，以避免组织损伤。
2.3.4. Randall-Selitto分析
使用Randall-Selitto代数仪（UGO Basile生物研究仪器型号7200，Comerio VA，意大利）评估伤害性戒断阈值。在实验当天，让大鼠在测试前适应15-20分钟。驯化后，将动物放在柔软的棉布上，将后爪放在设备的稳定底座上。用钝器尖施加受控的、不断增加的机械压力，直到出现退出反应或发声。施加的最大力为500克，以避免组织损伤。
2.3.5. 开放场分析
进行旷野试验以测量运动、梳理和饲养。将动物放在一个47厘米的大型有机玻璃立方盒子中三.立方体的顶部没有遮盖。盒子的底部被分成九个偶数正方形。将生理盐水或吗啡注射到大鼠的ACC或RVM中，20分钟后，将其放置在立方体盒子的中央，让其自由探索5分钟，同时通过盒子正上方的摄像机（Logitech C270 HD网络摄像头）记录其运动、梳理和饲养行为。
2.3.6. 有条件的地点偏好（CPP）
如前所述，CPP采用单一的试验调节方案[25;33]. 在预处理阶段之前，实验者每天对大鼠进行处理。在预处理日，将大鼠放入CPP箱中，可自由进入所有腔室。为了验证先前存在的腔室偏差是否存在，使用自动化软件（Photobeam Activity System 2.0.7）来确定15分钟内每个腔室所花费的时间。在两个试验箱中花费超过80%（720 s）或少于20%（180 s）的总时间的动物被排除在进一步试验之外（23/112只动物）。在条件反射日，将装有ACC或RVM插管的大鼠在ACC或SVM中注射生理盐水，并置于条件反射室内30分钟。4小时后，将吗啡注入ACC或LVM，并置于对面的房间30分钟，将大鼠置于中央CPP腔室中，并允许其探索所有腔室15分钟；使用Photobeam Activity System 2.0.7自动记录腔室中的时间，以确定腔室偏好。计算差异分数为试验时间减去在吗啡成对室中花费的预处理时间。
2.4. 药物管理：
2.4.1. 脑内注射
将超出引导套管末端1 mm的单侧注射套管连接至2μL Hamilton注射器，并由注射泵（Stoelting，Quintessential Stereotaxic注射器）驱动。以20μg/0.5μL/side的剂量将硫酸吗啡（美国国家药物滥用研究所药物供应计划）或载体（生理盐水）微注射至三个ACC位点之一（称为ACC位点1、2或3，见下文），或以10μg/0.5µL/side剂量注射至RVM。在ACC位点2的CPP实验中使用了较低的剂量（10μg/0.5μL/侧），作为我们之前发表的20μg/侧数据的后续研究[33]. 实验后，用一氧化碳对动物实施安乐死2将过量和0.5μL黑色印度墨水注入ACC或RVM，以验证套管的放置。从分析中删除了套管错位的动物的数据。
2.5. 统计分析：
统计分析是使用GraphPad Prism 7（加利福尼亚州拉霍亚市GraphPad-Software）进行计算的。使用双向重复测量ANOVA分析诱发疼痛的时间过程实验，时间作为受试者内因素，治疗作为受试对象间因素。在观察到显著性的地方，Sidak的多重比较事后（post-hoc）进行了甩尾实验（2组）和Tukey's事后（post-hoc）该测试用于von Frey、Hargreaves和Randall-Sillito实验（4组）。对于CPP实验，数据以差异分数表示（即测试日和基线日在药物配对室中花费的时间之间的差异）。先前的实验证实，所采用的CPP程序是无偏见的。因此，CPP分数为正表示位置偏好，分数为负表示厌恶，零表示没有偏好[27;31]. 为了评估动物是否表现出明显的偏好或厌恶，使用单样本t检验确定了各组差异得分与假设值0的差异（即无偏好）。随后，为了在两个治疗组之间进行比较，使用了非配对t检验。所有结果均表示为平均值±SEM。显著性设置为p<0.05。
结果
本研究探讨了阿片类物质在ACC和RVM中的激活在大鼠急性和慢性疼痛的感觉和情感成分调节中的作用。ACC中的三个独立位点被称为：ACC位点1（AP:+4.0 mm），ACC位点2（相当于之前报告的嘴侧ACC；AP:+2.6 mm[22])和ACC部位3（相当于之前公布的ACC尾部；AP:+0.2 mm[22])进行了调查。采用了多种形式的感官刺激，包括通常无害的触觉刺激和对后爪或尾巴施加有害的热刺激和机械刺激。
1.在RVM而不是ACC中微量注射吗啡可抑制幼年大鼠的甩尾反应。
为了确定ACC或RVM中的阿片类物质激活是否调节幼年大鼠的脊髓反射，我们使用52°C热水浸泡尾试验。将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水（媒剂）双侧微量注射到三个研究的ACC部位中的任何一个，都不会影响尾部退缩潜伏期(). 相反，直接向RVM微量注射吗啡（10μg/0.5μl）可产生强大的抗伤害作用，表现为甩尾潜伏期增加(). 抗伤害作用峰值出现在注射后40分钟，与盐水注射动物显著不同（双向方差分析；F（4,56）=8.07；P<0.0001；Sidak的事后测试）。
在未受伤的大鼠中，在RVM中而不是ACC中给予吗啡可产生镇痛作用。在基线检查时和脑微注射后90分钟的时间过程中，测量热处理（52°C水浴）下的拔尾潜伏期。（A） ACC部位1注射吗啡（20μg/0.5μl）（N=8）或生理盐水（N=9）没有效果。（B） 将吗啡（20μg/0.5μl）（N=8）或生理盐水（N=9）注入ACC部位2没有效果。（C） 进入ACC部位3的吗啡（20μg/0.5μl）（N=7）或生理盐水（N=8）没有效果。（D） 与盐水注射对照组（N=7）相比，RVM微量注射吗啡（10μg/0.5μl）（N=9）显著增加了热热条件下的尾部退缩潜伏期*P<0.05（Sidak事后检验的双向方差分析）。数据为平均值±SEM。
2.在RVM而不是ACC中微量注射吗啡可逆转神经性疼痛大鼠的机械性超敏反应。
SNL手术大鼠出现触觉超敏反应，与SNL前基线水平相比，用von Frey丝探测后足的撤退阈值显著降低(; P<0.0001，未配对t检验）。假手术对触觉反应没有显著影响。双侧向SNL和假动物的ACC或RVM微量注射生理盐水不会引起爪子-手掌的任何变化。将吗啡（20μg/0.5μl）注射到三个ACC位置中的任何一个都不会影响爪子的拔出阈值(). 然而，在RVM微量注射吗啡（10μg/0.5μl）20分钟后，触觉超敏反应显著逆转（P<0.05）。在RVM内微量注射吗啡60分钟后，观察到吗啡的最大抗痛觉超敏作用，并且在实验90分钟的持续时间内与盐水处理的大鼠存在显著差异（双向方差分析；F（15，125）=12.42；P<0.0001；Tukey的事后测试）().
RVM而非ACC注射吗啡可逆转SNL大鼠的触觉超敏反应。在术前（PRE）、术后基线（时间=0）和脑微注射后90分钟的时间过程中，使用von Frey纤丝测量同侧后肢的触觉撤退阈值。所有SNL组均出现触觉超敏#P<0.0001（未配对t检验）。（A） 吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入SNL和假大鼠的ACC部位1均无影响（N=7–8）。（B） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入ACC部位2没有效果（N=7–8）。（C） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入ACC部位3没有效果（N=6）。（D） 与盐水注射动物相比，RVM内微量注射吗啡（10μg/0.5μl）显著增加SNL大鼠的爪子撤退阈值（N=6-9）*P<0.05（采用Tukey事后检验的双向方差分析）。数据为平均值±SEM。
3.在RVM而不是ACC中微量注射吗啡，对机械刺激产生抗痛觉过敏和镇痛作用。
SNL大鼠出现机械性痛觉过敏，这是用Randall-Seitto爪压试验测量的。与手术前基线相比，SNL大鼠的足爪退缩阈值显著降低(; P<0.0001，未配对t检验）。假手术对触觉反应没有显著影响。微量盐水注射对任何一组大鼠均无影响。将吗啡（20μg/0.5μl）注射到三个ACC位置中的任何一个都不会改变爪子的拔出阈值(). 相反，在假手术和SNL大鼠中，RVM吗啡（10μg/0.5μl）使爪戒断阈值增加到基线以上，显示出抗痛觉过敏和镇痛作用（双向方差分析；F（15140）=152.8；P<0.0001）(). 与生理盐水治疗组相比，RVM吗啡在整个90分钟时间过程中对SNL和假大鼠的影响存在显著差异（Tukey的事后测试）。
RVM而非ACC注射吗啡可逆转SNL大鼠的机械性痛觉过敏。术前（PRE）、术后基线（时间=0）和脑微注射后90分钟内，采用Randall-Selitto试验测量同侧后肢的有害机械拔出阈值。所有SNL组均出现机械性痛觉过敏#P<0.0001（未配对t检验）。（A） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入SNL和假大鼠的ACC部位1对爪子撤退阈值没有影响（N=8-13）。（B） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入ACC部位2没有效果（N=9–18）。（C） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入ACC部位3没有效果（N=7-12）。（D） 与生理盐水相比，RVM内微量注射吗啡（10μg/0.5μl）可显著提高SNL（N=8；*P<0.05）和假手术（N=8；+P<0.05）大鼠的爪退缩阈值。（采用Tukey事后检验的双向方差分析）。数据为平均值±SEM。
4.在RVM而不是ACC中微量注射吗啡可逆转神经性疼痛大鼠的热痛觉过敏。
SNL手术大鼠出现热痛觉过敏，表现为相对于手术前基线，拔出受伤爪子的潜伏期减少(; P<0.0001，未配对t检验）。假手术大鼠的退出潜伏期与手术前基线测量值相似。盐水注射对戒断潜伏期没有影响。同样，向三个ACC部位中的任何一个部位微量注射吗啡（20μg/0.5μl）都不会改变爪子的拔出潜伏期(). 然而，在RVM内微量注射吗啡（10μg/0.5μl），SNL组和假手术组的足爪拔出潜伏期均高于基线，显示出抗痛觉过敏和镇痛作用（双向方差分析；F（15，160）=39.27；P<0.0001）(). 与生理盐水处理的动物相比，RVM吗啡在整个90分钟时间过程中对SNL和假大鼠的影响存在显著差异（Tukey的事后测试）。
RVM而非ACC注射吗啡可逆转SNL大鼠的热痛觉过敏。在术前（PRE）、术后基线（时间=0）和脑微注射后90分钟内，采用哈格里夫斯试验测量同侧后爪的热拔出潜伏期。所有SNL组均出现热痛觉过敏#P<0.0001（未配对t检验）。（A） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入SNL和假大鼠的ACC 1位点没有效果（N=8-12）。（B） 将吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水注入ACC部位2没有效果（N=6-9）。（C） 吗啡（20μg/0.5μl）或生理盐水进入ACC部位3没有效果（N=6-10）。（D） 与生理盐水相比，RVM内微量注射吗啡（10μg/0.5μl）显著增加SNL（N=8-9；*P<0.05）和假手术（N=9-10；+P<0.05）大鼠的爪子拔出潜伏期。（采用Tukey事后检验的双向方差分析）。数据为平均值±SEM。
5.在ACC部位1和3微量注射吗啡不能缓解慢性神经病理性疼痛的厌恶性。
条件性位置偏爱（CPP）范式用于评估选定脑回路中的阿片类活性是否可以缓解持续神经性疼痛的厌恶。我们之前已经证明，在患有神经性疼痛的动物中，将吗啡（20μg/0.5μl）双侧微量注射到嘴侧ACC（部位2）可产生强健的CPP[34]. 在这里，我们使用较低剂量的吗啡扩展了我们之前的发现(). 双侧注射10μg/0.5μl吗啡仅在SNL大鼠中产生显著的CPP（P=0.003；单样本t检验），SNL组与假手术组之间的差异显著（P=0.035；非配对t检验）。此外，我们调查了另外两个ACC位点。当双侧将吗啡注射到ACC的1号或3号位点时，即使在20μg/0.5μl的较高剂量下，SNL动物也没有表现出对吗啡成对室的明显偏好，并且与假手术动物相当(,). 在SNL大鼠RVM内微量注射吗啡（10μg/0.5μl），对吗啡成瘾室产生显著偏好（P=0.013；单样本t检验）。相反，假手术对照组大鼠对吗啡成对室表现出较小且无显著性厌恶（P=0.181；单样本t检验）(). SNL组和假手术组之间吗啡的效果有显著差异（P=0.0038；非配对t检验）。吗啡微量注射在三个ACC部位和RVM中的位置如图所示补充图S1.
将吗啡注射到RVM和rACC（部位2），而不是ACC部位1或3，可诱发SNL大鼠的CPP。（A） 在SNL（N=16）或假手术（N=18）大鼠的ACC 1位点注射吗啡（20μg/0.5μl）均未诱发CPP。（B） 进入ACC 2位点的吗啡（10μg/0.5μl）在SNL（N=10）大鼠中产生CPP，但在假手术大鼠（N=8）中不产生CPP。（C） 进入ACC位点3的吗啡（20μg/0.5μl）在SNL（N=18）或假手术（N=12）大鼠中不产生CPP。（D） 将吗啡（10μg/0.5μl）微量注射到RVM中，SNL（N=9）大鼠产生CPP，但假手术（N=10）大鼠不产生CPP*P<0.05，未配对t检验。数据为平均值±SEM。
6.ACC吗啡不会产生运动损伤。
为了确定在ACC中注射吗啡是否会产生运动效应，从而干扰动物从伤害性刺激中退出的能力，我们测量了在ACC部位1、2、1、2微量注射吗啡或生理盐水后，在假手术大鼠和SNL大鼠的旷场试验中的交叉次数和饲养次数，或3。表明SNL手术对大鼠的探索和饲养行为没有影响。此外，在接受盐水和吗啡微量注射到三个ACC部位的大鼠之间，交叉次数和饲养次数没有差异。
ACC内注射吗啡对运动活动无影响。在野外测试中，SNL手术对交叉次数（A、B、C）和饲养次数（D、E、F）没有影响。将吗啡（20μg/0.5μl）注入ACC部位1（A）部位2（B）或部位3（C），对SNL或假大鼠的交叉次数均无影响。ACC部位1（D）部位2（E）或部位3（F）的吗啡对SNL或假大鼠的饲养均无影响。数据为平均值±SEM。
讨论
本研究调查了ACC和RVM三个亚区的阿片类药物信号在幼稚、假手术和SNL大鼠感觉和情感疼痛反应中的作用。通过颅内微量注射吗啡，我们的研究表明，RVM中阿片受体的激活（a）在未受伤的大鼠中对有害的热刺激和机械刺激产生镇痛反应，（b）逆转神经损伤诱导的超敏反应，并诱导受伤大鼠镇痛，（c）抑制由伤害引起的持续疼痛的厌恶性质引起的动机行为。相反，在三个不同的ACC部位微量注射吗啡对未受伤和受伤大鼠的热或机械反应均无影响，并且仅在所评估的三个ACC部位中的一个部位调节了受伤诱导的持续疼痛。这些数据区分了阿片类药物在皮层和脑干回路中对急性疼痛和持续疼痛的作用，并与临床观察一致，即系统给予阿片类物质优先作用于ACC和其他情感相关区域，以减轻疼痛的情感质量，而不改变伤害性阈值。[6;34]. 据报道，阿片类药物可以调节实验性痛觉过敏患者的阈值[36]. 因此，除了ACC外，系统性阿片类药物可能通过在多个神经轴水平上的协同作用发挥作用[26;43;44]包括RVM，以调节正常无害刺激的感觉方面。
ACC与认知、评价和动机功能有关[32;57;58]在处理疼痛的情感品质方面起着重要作用[52]. 在幼年大鼠中，ACC的谷氨酸能激活已被证明能诱发厌恶性疼痛行为[21]而ACC病变可以选择性地抑制神经病理性疼痛的情感性，但不能抑制感觉性[22;39]. Yalcin及其同事报告说，在没有损伤的情况下，ACC的视基因激活会产生疼痛相关的抑郁行为，而不会影响触觉阈值[2]ACC的光遗传抑制足以减轻神经病理性疼痛的不良后果[49]. 然而，其他临床前报告显示，在ACC中使用不同的药理学或光遗传学操作可以调节损伤相关的超敏反应[17;23;30;42;45;46]。
人们早就认识到，痛觉产生不同的疼痛反应[4]基于对背景、记忆和其他因素造成的威胁的解释（参见[8;55]). 伤害性信号的调节可以发生在脊髓回路内，也可以通过下行途径从脊髓上部位发生[三]. 许多皮层和皮层下区域，包括前额叶、体感和岛叶皮层，通过向PAG-RVM通路的投射参与下行疼痛调制。RVM的输出包括一个特征明确、阿片敏感的双向调节通路，最终影响脊髓水平的伤害感受[15]. 人类研究表明，脑干中内源性阿片类物质的释放可以解释安慰剂在急性伤害性刺激期间的镇痛作用[5;29;60]. 然而，脑干上方的脑回路如何参与对疼痛的感觉或情感品质的下行调节，目前尚不清楚。
众所周知，阿片类药物优先调节人类疼痛的情感质量，而非感官质量[35]. 与此相一致，福斯的临床前研究[28]和我们的[34]研究大鼠ACC内阿片类药物作用的实验室也得出类似结论，阿片类物质选择性地调节神经病理性疼痛的情感特征，但不调节感觉特征。此外，ACC内的阿片受体需要通过非阿片类疼痛缓解持续疼痛的情感质量[34]. ACC与PAG有解剖和功能联系，人类神经影像学研究支持该皮层区域在纳洛酮敏感的脊髓内自上而下调节伤害性信息传递中的作用[13]. 然而，关于急性或神经病理性疼痛的皮层调节的临床前研究通常针对一个有限的亚域，称为嘴侧ACC（大鼠角部+2.6 mm）[22]. 相反，ACC的膝周区域被认为是内脏疼痛所必需的[12;59]。
我们评估了三个ACC亚域内不同形式的急性或慢性疼痛的可能调制，以确定对疼痛的情感和感觉质量的贡献。我们比较了吗啡在ACC中的作用和在RVM中的作用。幼稚或假手术大鼠RVM中剂量为10μg的吗啡在对尾部或后肢进行有害热刺激（热水甩尾试验，Hargreaves试验）和有害机械后肢刺激（Randall Selitto试验）后产生了与时间相关的抗伤害作用。在SNL损伤的大鼠中，RVM吗啡注射可逆转触觉超敏和热机械性痛觉过敏，并产生镇痛反应，反应阈值高于基线水平。这些发现与先前的工作一致，即MOR激动剂直接抑制RVM ON细胞和去抑制OFF细胞的活性，从而抑制未受伤动物和神经损伤动物脊髓后角的伤害性传递[14;19]. 此外，我们证明RVM吗啡在SNL大鼠中诱导CPP，但在假手术大鼠中没有。这些发现与我们之前的观察相符，即用利多卡因灭活RVM会在神经损伤动物中产生CPP[39]以及在将炎症介质应用于硬脑膜以模拟头痛的动物中[10]. 因此，RVM内的类阿片作用可能通过向下投射到脊髓或髓质背角来抑制损伤诱导的伤害性输入，从而显著影响调节持续疼痛的情感质量。
与RVM内观察到的结果相反，我们无法检测ACC吗啡给药对未受伤或SNL大鼠的触觉、热或机械刺激的影响。尽管注射了20μg剂量，但在ACC的三个不同部位（部位1:+4.0 mm，距离前角+2.6 mm，位置3:+0.2 mm）微量注射吗啡后，未观察到显著效果，这是RVM有效剂量的2倍。这一剂量的吗啡在注射到三个ACC部位后，不会对全身行为产生影响，这些ACC部位通过旷野交叉和饲养的数量进行了量化研究。因此，在未受损伤的大鼠或神经性损伤的动物中，这些ACC部位的阿片类药物似乎不会调节诱发的机械和热疼痛反应。这些发现也与多个实验室先前的报告一致，这些实验室使用微量注射吗啡的位点2坐标来研究阿片类药物对诱发行为的作用不足[28;34]. 总之，这些发现表明ACC内的阿片类药物回路似乎不会参与PAG-RVM脊髓疼痛通路来调节伤害感受。虽然ACC中阿片类物质的激活对反射性疼痛反应没有影响，但我们证实并扩展了我们先前的发现，rACC（部位2）中的吗啡给药可诱发SNL大鼠的CPP[34]，表明阿片类镇痛药可能在ACC的这一细分区域发挥作用，以调节持续疼痛的情感/动机方面。Fuchs及其同事报告了ACC吗啡的类似选择性作用，使用的是一种捕获诱发刺激的厌恶性质的分析[16]. 在本研究中，将吗啡注射到ACC的两个相邻部位并没有促进CPP，这表明疼痛的情感特征局限于ACC的部分（但不是全部）亚区。为了支持这一点，Johanson等人同样发现，rACC（相当于位置2）的病变，而不是ACC尾侧（相当于地点3）的病变阻止了疼痛诱导的条件性位置回避[22]。
值得注意的是，我们对吗啡诱导的ACC或RVM阿片样回路激活的观察结果可能不一定适用于其他神经递质系统。Nevian及其同事报告说，ACC血清素可能在调节神经损伤相关的诱发反应中起重要作用[45;46]. 周和他的同事报告说，腺苷酸环化酶AC1抑制剂对神经损伤动物有效[54]. 值得注意的是，这项研究是在使用相对较大的注射量的小鼠中进行的，注射量可能包括额外的大脑区域。由于ACC的大小在这些物种之间存在差异，因此不清楚所使用的坐标如何转化为大鼠研究[53]. 此外，尽管研究了ACC阿片类药物的三个位点，但ACC的其他区域可能在伤害感受的下降调节中起重要作用。还应注意的是，其他临床使用的治疗药物也可能通过ACC中的动作显示出对疼痛的情感和感觉质量的调节是分离的。对实验性致敏的人类进行的神经成像研究表明，加巴喷丁诱导的皮层失活[20]包括ACC。我们以前曾报道过ACC微量注射加巴喷丁可在神经损伤大鼠中诱导CPP，而不会调节诱发超敏反应[1]. 人类扣带回切开术评估也支持ACC内疼痛的感觉和情感质量调制的分离，该评估已证明以最小或无感觉障碍缓解顽固性疼痛[7]. 这些发现表明，通过靶向ACC内的特定神经通路，可以选择性调节疼痛的情感质量和疼痛相关的抑郁效应[2;22;39]. 因此，通过包括细胞特异性操作在内的新兴策略来调节疼痛影响的ACC神经元的特征可能被用来确定新的非阿片类药物治疗。
致谢：
这项工作得到了国家药物滥用研究所（R01DA041809）和威康信托疼痛联盟（伦敦疼痛联盟）（KB，AHD）的资助。
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