Oncol Lett公司。2017年10月；14(4): 4396–4402.
p53抑制c-Myc诱导的sirtuin 1表达上调
,1,* ,2,* ,三和4
方圆
1中国人民解放军总医院肿瘤科，北京100853
陆柳
2中国人民解放军总医院临床营养科，北京100853
雷永红
三中国人民解放军总医院第一附属医院创伤修复与再生重点实验室，北京100048
培福汤
4中国人民解放军总医院骨科，北京100853
1中国人民解放军总医院肿瘤科，北京100853
2中国人民解放军总医院临床营养科，北京100853
三中国人民解放军总医院第一附属医院创伤修复与再生重点实验室，北京100048
4中国人民解放军总医院骨科，北京100853
与的通信：雷永红博士，中国人民解放军总医院第一附属医院创伤修复与再生重点实验室，地址：中国北京市海淀区涪城路51号，邮编：100048，电子邮箱：moc.621@xlhhyl *平均出资
2015年12月7日收到；2017年5月16日接受。
摘要
Sirtuin 1（Sirt1），一种保守的NAD+依赖性脱乙酰酶是通过热量限制来调节寿命的介质。然而，Sirt1可能会增加患癌症的风险。因此，Sirt1在多种类型的癌细胞中的表达水平选择性升高；然而，这种差异调节的机制在很大程度上仍然未知。本研究表明，癌蛋白c-Myc是Sirt1的直接调节器，仅在没有功能性p53的细胞中解释了Sirt1表达上调的原因。在p53缺陷细胞中，c-Myc的过度表达增加了Sirt1 mRNA和蛋白表达水平及其启动子活性，而c-Myc抑制剂10058-F4则诱导Sirt1基础mRNA和蛋白质表达水平降低。缺失/突变图谱分析显示，c-Myc与Sirt1启动子的保守E-box[-189至−183碱基对（bp）]结合。此外，p53和c-Myc至少共享响应元件，p53的存在可能会阻断c-Myc与Sirt1启动子的结合，从而抑制c-Myc介导的Sirt1激活子活性的上调。本研究表明，Sirt1的表达水平受到癌蛋白c-Myc和抑癌基因p53的严格调控，这有助于更好地理解其在特定条件下的表达调控和肿瘤启动子作用。
关键词：sirtuin 1，c-Myc，p53，肿瘤发生
介绍
Sirtuin 1（Sirt1），一种保守的NAD+依赖性脱乙酰酶参与调节转录沉默和细胞存活，已知通过重要转录因子的脱乙酰化在肿瘤发生中起作用，包括肿瘤蛋白p53（p53）(1)，E2F转录因子1（E2F1）(2)和核因子-κB(三).
尽管Sirt1在肿瘤发生中起着矛盾的作用，但在许多类型的癌细胞中，Sirt1的表达水平增加。Sirt1上调常见于非黑色素瘤皮肤癌，包括光化性角化病、鲍文氏病、鳞状细胞癌和基底细胞癌(4). 低分化小鼠和人类前列腺癌中Sirt1表达水平也显著增加(5)、急性髓细胞白血病（AML）(6)和淋巴瘤(7).
Sirt1的表达水平受癌基因和抑癌基因的差异调节。据报道，p53可抑制PC12神经元癌细胞中Sirt1的表达，并通过叉头盒O3激活的Sirt1转录将其清除(8,9). 研究转化相关的p53敲除小鼠进一步支持了该模型，这些小鼠在许多组织中表达了组成性较高的Sirt1 mRNA表达水平(10).
值得注意的是，另一种作为Sirt1表达水平阻遏物的肿瘤抑制因子癌症1（HIC1）中的高甲基化与Sirt1形成转录抑制复合物，诱导Sirt1转录的抑制(11). Sirt1表达受转录因子E2F1调节，E2F1结合Sirt1启动子内的两个位点。E2F1是响应DNA损伤的Sirt1表达水平的关键激活物(2). 值得注意的是，与Sirt1表达调控相关的大多数已确定转录因子也受到Sirt1脱乙酰化作用的影响，并形成正反馈或负反馈回路以微调细胞命运。
c-Myc是Sirt1脱乙酰的另一种致癌转录因子(12). 目前尚不清楚c-Myc是否参与Sirt1脱乙酰化的反馈回路。在本研究中，发现c-Myc直接与Sirt1启动子的保守E-box（−189至183 bp）结合，并在p53缺陷细胞中诱导其转录。p53通过阻断其与Sirt1启动子的结合来抑制c-Myc介导的Sirt1基因启动子活性的上调。Sirt1的这一新调控将其确定为一类新的c-Myc和p53靶基因的原型，并有助于理解其在某些肿瘤细胞中的作用。
材料和方法
细胞培养、转染和试剂
小鼠胚胎成纤维细胞MEF/3T3、人类胚胎肾293A、人类结直肠癌HCT116、人类骨肉瘤U2OS、人类白血病K562和人类非小细胞肺癌H1299细胞购自美国类型培养收集（弗吉尼亚州马纳萨斯）。所有细胞均保存在添加了谷氨酰胺、青霉素/链霉素和10%胎牛血清（Sigma-Aldrich；Merck KGaA，Darmstadt，Germany）的Dulbecco改良Eagle's培养基（Thermo Fisher Scientific，Inc.，Waltham，MA，USA）中。所有转染均使用脂质体进行®2000（Invitrogen；美国马萨诸塞州沃尔瑟姆赛默飞世尔科学公司），根据制造商的协议。10058-F4购自Sigma-Aldrich（默克KGaA）。
结构和抗体
武汉三银生物科技有限公司（中国武汉）提供了标记的c-Myc和人类流感血凝素标记的p53表达载体。
对于荧光素酶报告子分析，从人类基因组DNA中扩增了Sirt1启动子的不同长度片段，从2852、−200或−102到转录起始位点（+1）。荧光素酶报告基因的引物如下：−2852片段（E1/2/3），5′-GACTCAGTGCAGCACCGTGCT-3′和5′-TTGCTTAGCTCTCCCAACTGCCT-3′；−200片段（E2/3），5′-TTAAGCTCCCCTCGCCCGCCACGT-3′和5′-TCGGTTACCTTCCAACTGCCTCT-3′；−102片段，5′-TTAAGCTTTGGGTTTAAATCTCCCG-3′和5′-ATGGTACTCTCCAACTCTCACTCCTCT-3′。在−200片段中，使用rVISTA2.0确定了两个含有共识“CACGTG”的推定c-Myc结合位点(https://rvista.dcode.org/). 通过将−200片段中的每个“CACGTG”序列更改为“TTTGGG”获得突变启动子结构，并分别命名为E2/突变体（mut）或E3/mut。将所有扩增的启动子片段克隆到限制性内切酶位点内的pGL3-碱性荧光素酶报告子（美国威斯康星州麦迪逊市Promega公司）中Sma公司我和后面的三、 打乱的siRNA（对照）和靶向p53的siRNA购自Thermo Fisher Scientific，Inc.。通过扩增MEF/3T3和H1299细胞获得的cDNA的编码区，并将其亚克隆到pEF-HA载体（Addgene，Inc.，Cambridge，MA，USA）中，可生成指示的过表达结构。使用Lipofectamine用靶向p53的siRNA瞬时转染MEF/3T3和H1299细胞®2000（Invitrogen；Thermo Fisher Scientific，Inc.），根据制造商的协议。
抗-c-Myc（N262；稀释，1:100；分类号sc-500771）、抗人Sirt1（稀释，1:200；分类编号sc-15404）、抗p53（稀释，1:500；分类号sc-126）和抗GAPDH（稀释，1:1500；分类编号sc-47724）抗体购自Santa Cruz Biotechnology，Inc.（美国德克萨斯州达拉斯）。
荧光素酶报告试验
转染后36小时收集H1299细胞。根据制造商的协议（Promega公司），使用双荧光素酶检测系统试剂盒测定细胞启动子活性。pRL-CMV肾小球荧光素酶用作内部对照。
逆转录定量聚合酶链反应（RT-qPCR）
Sirt1的表达水平通过总RNA的RT和qPCR分析确定。根据制造商的协议，使用RNA提取试剂盒（Invitrogen；Thermo Fisher Scientific，Inc.）从K562、293A和MEF/3T3细胞中提取总RNA。根据制造商的协议，使用M-MLV逆转录酶（美国马萨诸塞州伊普斯威奇新英格兰生物实验室公司），通过寡核苷酸dT引物延伸，共逆转录2µg总RNA。使用SYBR-Green Master Mix（Takara Biotechnology，Co.，Ltd.，Dalian，China）对Bio-Rad IQ5循环器（美国加利福尼亚州Hercules市Bio-Rad Laboratories，Inc.）进行qPCR。使用的引物如下：人sirt1、CAG TGG CTG GAA CAG TGA GA（正向）和TCT GGC ATG TCC CAC TAT CA（反向）；人类GAPDH、GAG TCA ACG GAT TTG GTC GT（正向）和GAC AAG CTT CCC GTT CTC AG（反向）；小鼠sirt1、GTA AGC GGC TTG AGG G（正向）和TTC GGG CCT CTC CGT A（反向）；鼠标GAPDH、CGT CCC GTA GAC AAA ATG GT（正向）和GAA TTT GCC GTG AGT GGA GT（反向）。程序如下：95°C处理2分钟，然后在95°C下进行30次变性循环5秒，退火/延伸温度（55/68°C）处理1分钟-ΔΔCq已应用于量化(13).
染色质免疫沉淀（ChIP）
在室温下用1%甲醛处理K562和293A细胞15分钟。在4°C至500–1000 bp的温度下，通过超声剪切5个周期（打开30秒/30秒关闭）的交联染色质，然后使用前面描述的抗cMyc抗体（稀释度为1:100）或非免疫兔免疫球蛋白G（稀释度：1:500；分类号：2729S；Cell Signaling Technology，Inc.，Danvers，MA，USA）作为阴性对照物用于IP。免疫沉淀复合物通过蛋白A Sepharose珠收集（Upstate Biotechnology，Inc.，Lake Placid，NY，USA）。使用人类端粒酶逆转录酶（hTERT）或Sirt1启动子引物，使用DNA聚合酶（Takara Biotechnology，Co.，Ltd.）通过PCR扩增免疫沉淀染色质。引物如下：hTERT，5′-AGGCCGCTCCCAGTGTC-3′和5′-CGTGCCAGCGCAGCACCTC-3′；Sirt1 E2/3，5′-GGAGCGGTAGACGCACACA-3′和5′-CTTCCAACTGCCTCTCTGG-3′；Sirt1 E1:5′-AGGCCAAGTCATTTCCTTCC-3′和5′-ACCTTTGACGTGGAGTTTG-3′。程序如下：95°C 5分钟，然后在95°C下变性5秒，退火/延伸温度（55/68°C）1分钟，最后延伸68°C 10分钟。通过2%琼脂糖凝胶电泳分离得到的PCR产物。
DNA介导沉淀
如前所述，DNA-蛋白复合物被交联，染色质DNA被超声剪切。用HeLa细胞裂解物（美国马萨诸塞州剑桥市Abcam）孵育来自人类Sirt1启动子222（5′-CCCCAGGCGGAGCGGTAGAGACGCGCGCGCCAGCGCCCCCGCGCCGCCCCTCCGCCCGCGCAG-3′）或来自对照276（5′-CGCCACACACAAGAGGAAGGCGCCGCGCCGCCGCGCGCGGCCAG-3’）的总共4µg生物素化双链寡核苷酸和30µl链霉亲和素琼脂糖珠（BioVision，Inc.，Milpitas，CA，USA）在4°C下搅拌2小时。链霉亲和素琼脂糖珠与DNA探针特异结合。通过在4°C下以700×g离心10分钟使混合物成丸，并用PBS洗涤三次。结合蛋白通过随后的western blotting进行分析。
蛋白质印迹
用含有蛋白酶抑制剂混合物的放射免疫沉淀分析缓冲液（Santa Cruz Biotechnology，Inc.）对细胞进行裂解。Bicinchonic acid蛋白质检测试剂盒（Invitrogen；Thermo Fisher Scientific，Inc.）用于测定细胞的蛋白质浓度。共电泳40µg蛋白质，并用10%SDS-PAGE分离。将蛋白质转移到聚偏氟乙烯（PVDF）膜上（Invitrogen；Thermo Fisher Scientific，Inc.）。在37°C下使用封闭缓冲液封闭PVDF膜1 h后，将印迹与抗C-Myc（稀释，1:100）、抗Sirt1（稀释，1:200）、防p53（稀释，1:500）和抗GAPDH（稀释，1/500）抗体在4°C下孵育12 h。然后用TBS-Tween-20缓冲液洗涤PVDF膜，并与辣根过氧化物酶缀合的抗小鼠IgG（稀释液，1:100；目录号sc-358914；Santa Cruz Biotechnology，Inc.）在37°C下孵育1小时。根据制造商的协议，使用增强型化学发光试剂盒（中国海门贝尤泰姆生物技术研究所）和凝胶成像系统（中国上海富力科技有限公司）进行免疫复合物检测。GAPDH作为内对照蛋白。使用Image J软件版本1.47（美国马里兰州贝塞斯达国立卫生研究院）通过密度测定法对条带进行分析。
统计分析
所有统计分析均使用SPSS 17.0版（SPSS公司，美国伊利诺伊州芝加哥）进行。所有分析重复三次，数据表示为平均值±标准偏差。使用Student t检验对两组进行比较。三组之间的比较基于单向方差分析。当差异显著时，采用SNK-q检验方法进行组间比较。P<0.05被认为表明存在统计学上的显著差异。
结果
c-Myc上调p53缺陷细胞Sirt1蛋白表达水平
为了确定c-Myc对Sirt1表达水平的影响，c-Myc在各种细胞系中过度表达，包括K562、H1299、U2OS和293A。与对照组相比，c-Myc的过度表达显著增加了K562和H1299细胞中Sirt1的蛋白表达水平(; P<0.05）；然而，在U2OS和293A细胞中，未观察到伴随c-Myc过度表达的Sirt1蛋白表达水平的增加。K562和H1299细胞缺乏p53，而在U2OS和293A细胞中，p53表达(14–16). 这意味着p53参与了c-Myc对Sirt1表达水平的调节。
p53抑制c-Myc介导的Sirt1蛋白表达水平的上调。（A） 左侧显示转染c-Myc表达载体的K562、H1299、U2OS和293A细胞。右侧面板显示了使用GAPDH表达作为内部对照的K562、H1299、U2OS和293A细胞Sirt1蛋白表达水平的定量（Student’s t检验；n=3；P<0.05）。误差条表示平均值±标准误差。（B） 左侧显示用c-Myc表达载体转染的p53野生型或敲除型MEF/3T3。右侧面板显示了使用GAPDH表达水平作为内部对照的p53野生型或敲除MEF/3T3中Sirt1蛋白表达水平的定量（Student’s t检验；n=3；P<0.05）。（C） 左侧面板显示p53+/+或p53−/−用指定浓度的10058-F4处理24小时的MEF/3T3和HCT116细胞。右图显示了p53对Sirt1蛋白表达水平的定量+/+或p53−/−MEF/3T3和HCT116细胞以GAPDH表达水平作为内部对照（SNK-q检验；P<0.05）。用western blotting分析A、B和C的细胞裂解物。Sirt1，sirtuin 1；p53，肿瘤蛋白p53*P<0.05**P<0.01。
为了进一步证实p53和c-Myc在Sirt1表达调控中的作用，c-Myc在p53野生型和敲除MEF/3T3细胞中过表达。与之前的研究一致(17)与野生型MEF/3T3s相比，p53敲除的MEF/3T3s中Sirt1的蛋白表达水平显著增加(). 正如预期的那样，强制表达c-Myc显著上调了p53中Sirt1的蛋白表达水平−/−MEF/3T3细胞（P<0.05），但对野生型MEF/3T3细胞中Sirt1表达水平无影响(). 此外，c-Myc抑制剂10058-F4治疗大大降低了p53中Sirt1蛋白的表达水平−/−MEF/3T3和p53−/−HCT116细胞（对于两种细胞系，25µM和50µM 10058-F4分别为P<0.05和P<0.01），但在p53中没有+/+MEF/3T3和p53+/+HCT116细胞(). 上述结果表明，c-Myc可能是Sirt1表达水平的阳性调节器，而p53则抑制调节。
c-Myc上调p53缺陷细胞Sirt1 mRNA表达水平
为了进一步探讨c-Myc对Sirt1转录的调节作用以及p53参与c-Myc向Sirt1上调的潜在机制，通过qPCR实验性调节p53野生型或缺陷型细胞的c-Myc活性来检测Sirt1 mRNA表达水平的变化。c-Myc过度表达导致p53缺陷的K562细胞中Sirt1 mRNA表达水平增加(，左侧面板）。一直以来，10058-F4治疗诱导K562细胞中Sirt1 mRNA表达水平下调（右图）。相反，c-Myc的过度表达或10058-F4治疗均未改变293A细胞中Sirt1的mRNA表达水平，Sirt1表达p53(). 随后，本研究检测了p53野生型或敲除小鼠原代MEF/3T3细胞中Sirt1的mRNA表达水平。p53中Sirt1的mRNA表达水平显著升高−/−在p53缺失的情况下，MEF/3T3s和c-Myc的过度表达诱导了Sirt1 mRNA表达水平的进一步增加(，左侧面板）。此外，10058-F4损害了p53敲除中Sirt1的mRNA表达水平，但在p53野生型MEF/3T3中没有(，右侧面板）。结果表明，p53可能影响c-Myc对Sirt1启动子的反式激活能力。
p53抑制c-Myc介导的Sirt1 mRNA水平的上调。（A） 用c-Myc表达载体转染K562细胞或用10058-F4处理。（B） 293A细胞转染c-Myc表达载体或10058-F4处理。（C） 用C-Myc表达载体转染p53野生型或敲除型MEF/3T3或用10058-F4处理。从A、B和C细胞中提取RNA，并进行定量聚合酶链反应分析。Sirt1，sirtuin 1；p53，肿瘤蛋白p53。
p53抑制c-Myc与Sirt1启动子的结合
为了进一步阐明p53介导的抑制c-Myc对Sirt1的反式激活能力的机制，本研究首先使用在线程序（rVISTA2.0）预测了人类Sirt1启动子中假定的c-Myc结合元件。在人类Sirt1启动子5′侧翼区共鉴定出三个潜在的c-Myc结合元件，共有序列CACGTG，分别命名为E1、E2和E3(). 然而，当将人类与小鼠和奶牛的同类进行比较时，E1在不同物种之间并不保守。相反，E2和E3在不同类型的物种中高度保守。本研究假设E2和E3是c-Myc的反应元件，而不是E1。
p53阻断c-Myc与Sirt1启动子的结合。（A） 人类、小鼠和奶牛Sirt1启动子序列近端核心区的比对。下划线的碱基表示p53结合位点，大写碱基表示推定的c-Myc结合位点。（B） 将转录起始位点上游含有2852、200或102 bp的人Sirt1启动子报告质粒分别与pcDNA 3.1或c-Myc表达载体共转染到H1299细胞中36 hc-Myc表达载体。（D） HeLa核提取物与含有人类Sirt1启动子E2盒或276（222上游50 bp）的生物素化寡核苷酸222和链霉亲和素琼脂糖珠孵育。沉淀的络合物通过western印迹分析。（E） 将Sirt1启动子报告质粒与c-Myc和p53表达载体共同转染H1299细胞。B、C和E的相对荧光素酶活性表示为三份样品的平均值±标准偏差，是三个独立实验的代表。（F） 在K562和293A细胞中进行染色质免疫沉淀分析，以检测Sirt1启动子E2和E1位点上c-Myc的募集。hTERT启动子作为阳性对照。Sirt1，sirtuin 1；bp，碱基对；mut，突变体；hTERT，人端粒酶逆转录酶；p53，肿瘤蛋白p53*P<0.05**P<0.01。
为了验证这种可能性，进行了双重荧光素酶分析，以评估Sirt1启动子−2852、−200和−102的截断缺失结构的活性。与全长Sirt1启动子（−2852；)而截断到−200却没有，这表明启动子的近端区域（−200到−102）对启动子的活性很重要。c-Myc的过度表达显著上调了全长和−200截断Sirt1启动子的活性，与对照组相比增加了2倍(; P<0.05）；然而，近端区域（−200到−102）的缺失消除了c-Myc依赖的反式激活(). 这些结果表明c-Myc通过E2或E3而不是E1反式激活Sirt1启动子。
为了进一步确定c-Myc在人Sirt1启动子上的确切反应元件，生成了Sirt1基因启动子的E2或E3点突变，其中单个c-Myc结合位点发生突变。如所示（P<0.05），与截断野生型Sirt1启动子−200相比，E2点突变显著降低了c-Myc对Sirt1基因启动子活性的诱导，而c-Myc激活E3/mut的水平与截断野生类型Sirt1蛋白启动子−-200相似。结果提示E2可能是c-Myc的反应元件。
随后，DNA介导的沉淀试验证实了这一结果。生物素化双链寡核苷酸222（Sirt1启动子序列包含E2）或276（222上游50 bp，用作阴性对照）与HeLa核提取物和链霉亲和素琼脂糖珠浆料孵育，沉淀物通过western blotting分析。如所示，c-Myc结合到探针222而不是276，而阴性对照GAPDH没有结合到两个探针。这进一步证明E2是c-Myc的结合位点。
值得注意的是，E2位点是先前确定的对p53反应的元件的一部分(10). 在p53缺失或存在的情况下，重叠的两个元素可能在c-Myc对Sirt1的差异调节作用中发挥作用。在本研究中，c-Myc和p53表达质粒（−200）与Sirt1启动子报告质粒共同转染到p53缺陷的H1299细胞中。如所示p53的过度表达降低了Sirt1启动子的活性，并消除了启动子的c-Myc依赖性激活，这表明p53在转录水平上抑制了Sirt2的c-Myc-依赖性上调。
基于上述结果，我们假设p53和c-Myc在Sirt1启动子上共享≥1个响应元件。p53的结合可能阻断c-Myc在其反应元件上的募集。因此，对K562和293A细胞进行了ChIP分析。结果表明，在p53缺陷的K562细胞中，含有E2的Sirt1启动子片段与内源性c-Myc共沉淀，而在表达p53的293A细胞中没有沉淀(). 与荧光素酶检测结果一致，K562或293A细胞中c-Myc的DNA沉淀物中不存在E1。hTERT启动子扩增为阳性对照。综上所述，这些结果表明，p53抑制了c-Myc在Sirt1启动子上的结合，从而阻断了由c-Myc介导的Sirt1表达水平的上调。
讨论
先前的研究表明，Sirt1的表达受到某些转录因子的严格调控，包括p53、HIC1和E2F1(2,10,11). 本研究表明，当p53缺失时，c-Myc可诱导Sirt1转录。c-Myc诱导反应元件与Sirt1启动子的p53结合位点位于同一位置。因此，p53通过阻断c-Myc与Sirt1启动子的结合来抑制c-Myc介导的Sirt1表达上调。
肿瘤抑制因子p53在抑制细胞生长和增殖中起着关键作用，而癌蛋白c-Myc反过来调节p53相关的生理和病理过程。众所周知，p53和c-Myc之间存在负相关(18). 然而，抑制p53和c-Myc的确切机制尚未完全理解。早期报道表明p53直接抑制c-Myc的转录(19)而c-Myc通过p19ARF抑制p53表达水平，形成反馈回路(20). c-Myc p53抑制的另一种转录后机制涉及microRNA（miR）−145(21). p53诱导miR-145表达，随后在蛋白水平抑制c-Myc(21). 本研究结果提示了p53抑制c-Myc功能的新机制；p53和c-Myc竞争结合到同一反应元件，并反向调节Sirt1的表达水平。由于本研究没有检测到p53表达细胞中Sirt1启动子上c-Myc的结合，因此p53似乎与结合位点具有更强的亲和力。值得注意的是，Sirt1并不是第一个被p53和c-Myc以类似方式调控的靶点。据报道，c-Myc对cyclinB1启动子的最佳诱导仅在p53同时失活时发生(22).
在某些类型的人类癌症中经常发生c-Myc癌基因失控或p53活性丧失(23). 本研究结果表明，c-Myc过度表达影响了p53缺陷细胞中Sirt1启动子上c-Myc的反式激活能力，从而提高了Sirt1的表达水平。c-Myc过度表达和p53功能丧失可能导致肿瘤细胞中Sirt1的表达水平升高，因为Sirt1高表达的细胞，包括AML、鳞状细胞癌和弥漫性大B细胞淋巴瘤，显示出c-Myc过表达(24–26)和p53功能丧失(27). c-Myc和p53对Sirt1表达水平的调节促使本研究将Sirt1作为介导c-Myc致癌功能的靶点。
综上所述，本研究的结果表明，Sirt1的表达水平直接受c-Myc和p53的调控，但相反。p53通过阻断Sirt1启动子上的c-Myc募集来抑制Sirt1基因启动子的激活。本研究揭示了一种调节Sirt1表达的新网络，并进一步阐明了肿瘤抑制因子和启动因子的平衡。
致谢
本研究得到了国家自然科学基金（批准号81402319）和北京新星计划（批准号Z161100004916133）的支持。
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