导致多发性硬化症（MS）新的炎性脱髓鞘病变形成的事件尚不清楚。1许多研究者支持自身免疫机制，但与实验性自身免疫性脑脊髓炎（最常用的MS模型）的自身免疫病变不同，MS新形成的病变显示T细胞相对缺乏，1，2，三据报道在病变发展较晚时到达。2，三不同研究者将早期病变描述为吞噬前细胞，1初级，三或模式III，4相关的脱髓鞘具有独特的特征（见下文）。
病理学研究表明活性氧和氮物种5并表明这些药物可能损害线粒体代谢，导致组织能量缺乏，6一种后来被称为“虚拟缺氧”的机制7独特的早期脱髓鞘，部分特征是髓鞘相关糖蛋白的优先缺失，4由于缺氧相关抗原的表达等因素，被描述为“类缺氧”，8，9包括缺氧诱导因子-1α（HIF‐1α）的显著核表达。10少突胶质细胞特别容易出现能量不足，因为它们不仅维持大量髓磷脂节间，髓磷脂本身是一种重要的代谢负荷，而且还为轴突提供代谢支持。11全身接触一氧化碳会损害全身的氧气输送和线粒体功能，但它会选择性地导致大脑脱髓鞘。12即使在病变形成的早期阶段，少突胶质细胞也可能遭受至少一些已确定的MS病变中描述的线粒体损伤。13
病变倾向于形成于脑室周围和皮质旁区域，14脊髓白质束，15和视神经。16在对1594个斑块的大型研究中，Brownell和Hughes17注意到脑室周围病变“具有特殊性，它们位于大脑主动脉之间的边界区，大脑主动脉穿过脑室周围区域到达其进一步的供应点”，即大脑前、中、后动脉之间的分水岭区域，这一观察最近得到了证实。18从目前观察的角度来看，布朗奈尔和休斯评论道：“斑块通常形成的部位是可以假设相对血管功能不全的区域，这可能具有病因学意义。”17此外，血管注射研究19强调了病变形成部位往往包含很少的血管，其中存在的血管来源于2条到达最远点的独立大动脉。这些分水岭地区延长了干线运输时间，20这可能会使他们容易受到灌注受损的影响。一致的是，最近对1249例多发性硬化症进行的核磁共振成像（MRI）检查21观察到病变倾向于在灌注相对低于正常白质的区域积聚，而且MS脑可能表现出灌注不良。22，23，24人们还注意到皮质灰质与下伏白质交界处常见的病变。17
除了与分水岭区域的关系外，很明显，新的病变倾向于在静脉周围形成，25这引发了人们的怀疑，即有害因素来自静脉，干扰周围组织（参见Prineas和Parratt1，但具体因素仍然难以捉摸。
在这里，我们采用了早期MS病变的体内模型26，27，28探讨脱髓鞘形成的机制，以及是否可以预防。
材料和方法
脂多糖损伤诱导
简而言之，如前所述，在深度异氟醚麻醉（氧气中2%）下，对成年雄性Sprague-Dawley大鼠的T12和T13椎体进行四分之一椎板切除术（312g±31.9，平均值±标准偏差）。26使用玻璃微吸管微量注射脂多糖（LPS；0.5μl 100ng/μl生理盐水；肠道沙门菌马流产；Sigma‐Aldrich，St Louis，MO）在0.7和0.4mm深度处插入右背柱（每个时间点3只大鼠）；对照组动物仅注射生理盐水（n=2/时间点）。注射部位在硬脑膜上用木炭标记，以便随后进行组织学定位。
幼稚动物缺氧暴露
雌性Dark Agouti大鼠（163.7g±7.8）暴露于常压低氧环境中，方法是使用ProOx 110控制器（Biospherix，Salem，NY）在一个专门设计的腔室中用氮气替代氧气。在连续接触10%氧气6小时（n=3）或24小时（n=6）之前，通过在20分钟内将氧气从21%降至10%，逐渐引入缺氧。动物被安置在同一个房间，室内空气（21%氧气；n=6）中，作为对照。
体内缺氧和超氧化物生成检测
如前所述，在这两项研究中，均使用静脉注射吡莫硝唑探针（HPI，马萨诸塞州伯灵顿）检测组织缺氧。29静脉注射探针二氢乙锭（DHE；Sigma‐Aldrich）用于指示LPS背柱研究中的超氧化物产生。DHE被认为与超氧物反应生成2-羟基乙硫醇，与DNA嵌入，产生红色荧光。如前所述，在短暂麻醉（2%异氟醚）下，在灌流前4小时，在不同的大隐静脉中注射吡莫达唑（180mg/kg[单纯缺氧研究]或60mg/kg[脂多糖背柱研究]）和DHE（1μg/ml二甲基亚砜），恢复正常。29
常压氧气治疗
为了研究增加吸入氧气浓度对LPS诱导的脱髓鞘的影响，动物被随机分为两个治疗组，在背柱注射LPS后暴露于室内空气（n=8）或常压高氧（80%氧气，n=11）2天。在治疗期间，动物被安置在一个专门建造的房间（BioSpherix）中，温度、氧气浓度和二氧化碳浓度始终受到监测和控制。治疗后，动物被送回其家中的笼子，并保持在室内空气中，直到12天后灌注。
所有涉及动物的协议均由机构伦理委员会批准，根据1986年《英国动物（科学程序）法案》获得许可，并根据ARRIVE指南执行。动物们自始至终都可以随意获得食物和水。
灌注和组织收集
用冲洗液（0.9%氯化钠、2000U/l肝素、0.025%利多卡因、0.02%4‐[2‐羟乙基]-1‐哌嗪乙磺酸[pH7.4]），然后在深度麻醉（3%异氟醚）下，在暴露于10%氧气中6或24小时后，以及LPS注射后12小时或1、2、3、7或14天（LPS损伤研究），使用多聚甲醛（在0.15M磷酸盐缓冲液中为4%）。为了可视化脊髓血管系统，在用冲洗液灌注后，但在灌注-固定之前，将暴露于10%氧气中6小时的动物额外灌注荧光碳菁亲脂染料DiI（Molecular Probes，Eugene，OR）。
MRI协议
固定的脊髓在放置在定制的样品支架中之前，在磷酸盐缓冲盐水（PBS）中清洗，并浸入全氟聚醚Fomblin（LC 08；Solvay Solexis，意大利米兰）中，以避免易感性伪影。支架放置在一个水平孔9.4T临床前MRI扫描仪（安捷伦，加州圣克拉拉）中，该扫描仪配备有一个直径为33mm的射频鸟笼体积线圈（Rapid Biomedical，Rimpar，Germany）。使用体积梯度回波序列采集空间分辨率为50×50×300µm的图像，参数如下：回波时间=20毫秒，重复时间=100毫秒，翻转角度=35°，视野=28×14×38.4mm，矩阵大小=560×280×128，平均数=12，总采集时间=12.5小时。
组织加工与组织学
所有组织在4%多聚甲醛中进行冷冻切片后固定过夜，然后在PBS中的30%蔗糖中进行冷冻保护，或在0.15M磷酸盐缓冲液中进行4%戊二醛的树脂切片后固定，随后使用标准技术和补充表中所述的抗体范围在冷冻或半薄树脂切片中进行处理以进行检查，如前所述。26，29
显微镜和量化
光学显微镜
使用Axiophot光学显微镜（德国Oberkochen的Carl Zeiss）观察用过氧化物酶检测系统标记的组织，并使用尼康D300相机（纽约州梅尔维尔的尼康仪器公司）拍照。
共焦激光显微镜
使用蔡司LSM5 Pascal共焦显微镜获得荧光图像，X 2.5和X 40物镜。
量化
使用ImageJ（NIH，Bethesda，MD）进行所有分析和量化。用腺瘤性息肉病大肠杆菌（APC）、HIF‐1α和诱导型一氧化氮合酶（iNOS）阳性标记的细胞在注射部位的脊髓背柱中计数并表示为细胞密度。如前所述，对匹莫达唑标签进行定量。29磁共振图像中的病灶大小是通过使用阈值中间到非病灶灰质和白质对比度来确定的，并为每个扫描帧手动描绘。鲁克索坚牢蓝（LFB）染色切片中髓鞘丢失的区域被手动限定，并表示为背柱面积的百分比。
统计分析
所有数据均采用Kolmogorov–Smirnov或Shapiro–Wilk检验进行正态性检验，并采用Levene检验进行方差齐性检验。线性回归分析用于比较不同免疫组化标记物组间的差异，当显著时，使用独立的t吨在每个单独的时间点进行组间测试。独立t吨试验还用于比较氧气和房间空气处理组之间的病变长度、最大横截面积和体积。Pearson相关系数用于评估MRI测量病灶大小与LFB染色的可靠性。概率值<0.05被认为具有统计学意义。所有统计分析均采用SPSS（IBM，Armonk，NY）。
三维重建
为了研究吡莫尼唑标记的分布与血管系统之间的关系，使用重建编辑器（马萨诸塞州波士顿波士顿大学）对安替莫尼唑和抗RECA‐1抗体双重标记的连续切片进行三维（3D）重建。
结果
脱髓鞘
如前所述，将LPS单侧注射到大鼠脊髓背柱白质中可诱导局部原发性脱髓鞘损伤（图).26，27在注射后的早期时间点（12小时、1天和2天），在树脂切片中检查时，组织看起来非常正常，尽管更仔细的检查显示背部白质有炎症迹象。注射后第三天，出现明显水肿，尤其是在背柱底部，但髓鞘似乎完好无损。注射后7天，水肿持续存在，此时有明显的原发性脱髓鞘，始终累及注射同侧白质-灰质边界两侧的组织，有时延伸至双侧最腹侧的背柱。在病灶内观察到充满碎片的巨噬细胞。注射后14天，病灶由许多脱髓鞘轴突和充满碎片的巨噬细胞组成，但未观察到水肿迹象。本研究中的病变与之前更详细描述的病变非常相似。26，27，28，30
脊髓内注射脂多糖（LPS）后病变形成的时间进程。脊髓横向半薄树脂切片的光显微照片显示了注射生理盐水或LPS水平的背柱基底。注射生理盐水后，组织保持完整，无明显病理改变。在急性LPS损伤中（注射后12小时至2天），组织似乎未受影响，尽管一些炎症细胞明显。注射后3天，组织水肿，LPS注射动物的背柱中存在一些含有碎片的巨噬细胞。注射后7天，病灶仍然水肿，出现一些脱髓鞘轴突。到14天时，病变包含许多脱髓鞘轴突、几个充满碎片的巨噬细胞和一些正在退化的轴突。比例尺=200微米（第一列和第二列）和100微米（最后一列）。所有显微照片都具有代表性。
使用针对肿瘤抑制标记物APC的抗体评估少突胶质细胞数量。注射LPS的动物背柱中少突胶质细胞的数量在前2天与注射盐水的对照组相当，但在第3天显著减少(第页 < 0.01; 图铋）；在生理盐水注射对照组中未观察到少突胶质细胞数量的变化。
在背柱注射生理盐水或脂多糖（LPS）后，对结合的吡莫硝唑加合物、大肠腺瘤性息肉病（APC）和缺氧诱导因子-1α（HIF-1α）进行免疫组织化学检查和标记定量。（A） 在注射12小时、1天、2天、7天和14天后，显示背柱底部和邻近灰质的典型图像。与盐水注射对照组相比，注射LPS的动物双侧灰质和白质中的吡莫硝唑标记增加，尤其是在注射后1天，插入物在低倍镜下显示脊髓。注射LPS后，灰质标记为结合的吡莫硝唑，单个细胞标记在整个白质中，特别是在背侧和背外侧柱中。注射LPS的动物在紧邻背柱的灰质中的标记尤其强烈。（Bi）注射后不同时间点整个背柱中APC阳性少突胶质细胞密度的图示（生理盐水n=2，LPS n=3，每个时间点）。注射LPS后3天，少突胶质细胞明显减少。（B） 注射后不同时间点整个背柱HIF‐1α阳性细胞密度的图示（生理盐水n=2，LPS n=3，每个时间点；Bii）。图示注射后不同时间点（生理盐水n=2，LPS n=3，每个时间点）灰质（Biii）和背柱（Biv）的吡莫硝唑标记强度；平均值±平均值的标准误差[SEM]）。统计显著性由独立t吨测试，比较每个时间点注射盐水和注射LPS的动物(*第页 < 0.05, **第页 < 0.01, ***第页 < 0.001). （C） 抗吡莫硝唑（PIMO；红色）和胶质纤维酸性蛋白（GFAP；星形胶质细胞）或碳酸酐酶2（CA2；少突胶质细胞；绿色）抗体的双标记免疫荧光，显示在LPS注射后1天，背柱白质中的星形胶质细胞和少突胶质细胞亚群对吡莫硝唑呈阳性标记。比例尺=200µm（A），500µm插入)，20µm（C）。
匹莫哒唑
皮损诱导后12小时至2天，即脱髓鞘开始前几天，注射LPS后，整个脊髓对吡莫硝唑的免疫反应性显著（见图). 标记在灰质中最明显，尤其是注射附近，但在整个白质中，尤其是在背柱内，也存在胶质细胞的密集点状标记；吡莫尼唑不会标记髓磷脂，因此白质的标记乍一看不如灰质强烈，这是一种误导。定量分析显示，注射LPS的动物在1天时灰质中的标记显著升高(第页 < 0.001）和2天(第页=0.014），与注射生理盐水的对照组相比。背柱白质中的吡莫硝唑标记明显更大(第页 < 0.005），双标记免疫荧光显示，吡莫硝唑与碳酸酐酶2（少突胶质细胞的标记物）和胶质纤维酸性蛋白（星形胶质细胞的标志物）共标记。生理盐水注射对照组中未出现此类标记。
HIF‐1α
使用内源性标记HIF‐1α的免疫组织化学方法证实了吡莫硝唑的发现。注射LPS的动物的背柱中HIF‐1α阳性细胞计数增加（图A、，Bii）12小时(第页=0.011），1天(第页=0.029）和2天(第页=0.002）注射后，与盐水注射对照组相比。注射LPS后12小时至2天，整个背柱和邻近灰质细胞的细胞质和细胞核均出现HIF‐1α标记；根据双标记免疫荧光（见图B） ●●●●。注射后3天，HIF‐1α标记仅限于同侧白质-灰质边界。
在背柱注射生理盐水或脂多糖（LPS）后，对缺氧诱导因子-1α（HIF-1α）的表达进行免疫组织化学检查。（A） 注射生理盐水或LPS后，背柱和邻近灰质的代表性显微照片，用抗HIF‐1α抗体标记。在所有时间点，生理盐水和LPS注射动物的背侧白质中都有明显的基础HIF-1α免疫反应性，但在LPS注射后增加。注射LPS后12小时和1天，HIF‐1α-阳性细胞散布在背柱各处，但2天后在注射侧的背柱底部更加集中。（B） LPS注射24小时后，用4,6-二氨基-2-苯基吲哚（DAPI）对细胞核（蓝色）进行双重标记免疫荧光，并用抗体检测大肠腺瘤性息肉病（APC）（少突胶质细胞；绿色）和HIF-1α（红色）。比例尺=200微米（A）和20微米（B）。
超氧化物
所有盐水注射动物的脊髓中都观察到DHE荧光处于基础水平，但注射LPS后1天，动物脊髓中的DHE荧光增强，聚焦于注射部位附近的白质-灰质边界两侧，涉及背柱基底部（图A） ●●●●。到2天时，观察到的超氧物诱导荧光仍然大于生理盐水注射对照组，但在灰质和白质中分布更均匀。
脂多糖（LPS）背柱损伤中的氧化和硝化应激。（A，上图）典型的共焦显微照片，显示注射生理盐水和LPS后12小时以及注射后1天和2天的背柱底部和相邻灰质，检查超氧物诱导荧光（DHE），插图显示脊髓的低倍放大。注射LPS后，在检查的每个时间点，白质和灰质中的超氧物诱导荧光都增加。在注射部位的同侧，白质和邻近灰质在第1天的增加特别强烈，在第2天更为普遍。（A，Middle）对照组织中不存在诱导型一氧化氮合酶（iNOS）的免疫反应性，但在注射LPS后12和24小时，其在背柱中表现突出，尤其是在邻近灰质中。iNOS阳性细胞也聚集在背柱底部和紧邻的灰质中。iNOS的标记在注射后2天减少。（A，底部）脊髓切片的代表性显微照片，显示注射生理盐水或LPS水平的背柱，标记有抗3-硝基酪氨酸（3-NT）抗体。在急性损伤（12小时至2天）中，注射LPS的动物的背柱中明显存在3-NT的免疫反应，但在注射盐水的对照组中不存在。阳性细胞散布在背部白质中，但在注射部位的同侧、背柱底部和邻近灰质中标记最强烈。（B） LPS注射24小时后，用4,6-二氨基-2-苯基吲哚（DAPI；细胞核；蓝色）反染3-NT（绿色）和碳酸酐酶2（CA2；少突胶质细胞；红色）抗体的双标记免疫荧光。比例尺=200µm（A；DHE中500µm插入)和20µm（B）。
一氧化氮
注射LPS后12小时，动物背柱中iNOS阳性细胞的数量显著增加(第页 < 0.001），1天(第页 < 0.001）和2天(第页=0.011）注射后，与盐水注射动物相比，在1天时观察到最大密度（见图A） ●●●●。iNOS阳性细胞弥散分布于LPS注射动物的背柱。在邻近灰质中也发现阳性细胞，在背柱底部和注射同侧的白质-灰质边界处有密集的细胞簇。注射盐水的对照组或注射LPS的动物在注射后第二天未出现此类标记。
硝基酪氨酸
通过硝基酪氨酸残基的免疫组织化学检测揭示了过氧亚硝酸盐的形成。LPS注射动物背柱的免疫反应性符合iNOS和超氧物标记的时空模式。LPS注射后12小时出现标记，但最显著的是在注射后1天，然后减少2天（见图)，并且在少突胶质细胞中明显可见（见图B） ●●●●。注射盐水的对照组或注射LPS的动物在注射后第三天没有明显的硝基酪氨酸标记。
缺氧的空间和细胞脆弱性
暴露于10%的氧气中可以揭示幼年大鼠脊髓的解剖和细胞对缺氧的脆弱性。因此，在呼吸室内空气的动物（n=3）的脊髓中，吡莫硝唑的标记为阴性，但在所有呼吸10%氧气6小时的动物中表现突出（图A） 或24小时（数据未显示；n=3）。白质受到选择性影响，标记优先位于背柱底部的白质-灰质边界、背根进入区附近的白质以及整个脊髓的顶下区。DiI对脊髓血管网的可视化显示，在这些相同的白质部位血管相对稀少（见图B） ●●●●。然后对用于DiI血管定位的切片进行吡莫硝唑和RECA‐1的双标记免疫组织化学，显示吡莫唑标记的区域通常位于血管之间（见图Ci）。这些区域的3D重建揭示了背柱基底和白质-灰质边界对缺氧的血管脆弱性。
幼稚脊髓对缺氧的局部脆弱性。（A） 将幼年大鼠的脊髓切片暴露于21%（室内空气）或10%的氧气中，并联合全身施用吡莫硝唑（PIMO）。在室内空气中，没有组织缺氧的标记，但在呼吸10%氧气时，绑定的吡莫硝唑有显著的标记。标记主要发生在脊髓白质中的斑块中，尤其是在背柱的基底和背外侧边缘周围。灰质的轮廓用虚线表示。（B） 灌注DiI的动物相邻脊髓切片的重叠共焦显微照片，显示了背柱和相邻灰质的基底。灰质中血管密度丰富，背柱白质中血管相对较少，尤其是背柱底部。（Ci）暴露于10%氧气中的大鼠脊髓横切面，用吡莫硝唑（棕色）和RECA‐1（黑色；内皮细胞标记物）进行免疫标记，显示背柱底部有强烈的吡莫硝唑标记区域，其中一些区域轮廓为黄色。右边的图像显示了放大倍率较高的轮廓区域之一，叠加在同一节的荧光图像上，显示了标记有DiI（红色荧光）的灌注血管。内皮标记与DiI标记一致，表明存在内皮细胞和血液灌注。吡莫硝唑强烈标记的轮廓区域没有血管（如RECA‐1和DiI标记的缺失所示）。胶质细胞（箭头）用吡莫硝唑（棕色）强烈标记，与血管（黑色）的区别在于没有DiI标记。（Cii，Ciii）暴露于10%氧气中的动物背柱的三维重建。重建显示了从头部到尾部（Cii）或斜向（Ciii）观察脊髓1mm长度上的一系列相邻横切面获得的强烈吡莫硝唑标记区域（黄色）的位置。比例尺=500µm（A）和200μm（B，C）。缩微照片具有代表性。
暴露于10%氧气中6次（n=3；数据未显示）或24小时（n=6；图)导致脊髓白质中明确定义的细胞特异性吡莫硝唑标记。纵向切片中的双重标记免疫荧光显示神经胶质细胞阵列，并用吡莫尼唑选择性标记少突胶质细胞；未标记星形胶质细胞和小胶质细胞（见图).
幼年脊髓的细胞对缺氧的脆弱性。共焦荧光图像显示了暴露于10%氧气中24小时的动物脊髓切片，双标记有吡莫硝唑（PIMO；绿色）和碳酸酐酶2（CA2；少突胶质细胞；红色）、胶质纤维酸性蛋白（GFAP；星形胶质细胞；红）或电离钙结合适配器分子1（IBA；小胶质细胞；红色素）。结球化表明，少突胶质细胞（而非星形胶质细胞或小胶质细胞）在接触10%氧气时选择性标记吡莫硝唑。比例尺=100μm。所有显微照片都具有代表性。
氧气治疗和脱髓鞘
脊髓内注射LPS后，在房间空气中（n=8）保持14天的对照动物的灰白质边缘观察到典型的原发性脱髓鞘损伤。相比之下，脱髓鞘区域显著显著(第页 < 0.001）在注射LPS（n=11）后的前2天内，经80%氧气处理的大鼠体内氧含量减少，甚至消失，这是由LFB染色的丢失所确定的（图). 组织化学结果通过树脂切片和磁共振图像的分析得到证实，后者显示暴露于80%氧气的动物损伤的长度和三维体积均显著减少（长度、，第页=0.003; 体积，第页=0.010），与房间空气控制相比（见图B） ●●●●。通过LFB染色确定并在树脂切片中证实的髓鞘丢失的最大横截面积与MRI评估的最大横截面面积显著相关(第页 < 0.001,第页=0.958).
氧气治疗和脱髓鞘。（A） 暴露于室内空气或80%氧气中的注射LPS动物的Luxol固蓝（LFB）/周期酸-希夫（PAS）/苏木精（H）染色冷冻切片和病变中心的树脂包埋切片的代表性体外磁共振图像，显示80%的氧气治疗可以减小脱髓鞘病变的大小。用室内空气治疗后，许多脱髓鞘轴突明显（插图）而在接受氧气治疗的动物中，髓鞘边缘似乎保存在轴突周围（插图）（Bi）LFB/PAS/H染色切片中脱髓鞘损伤平均大小（占整个背柱面积的百分比）的图示，显示80%氧气处理的动物（n=11）的脱髓鞘病变明显小于室内空气处理的动物，n=8；平均值±SEM）。（Bii，Biii）磁共振图像定量显示，与房间空气对照组相比，80%氧气治疗后病灶长度（Bii）和病灶体积（Biii）也显著减少（平均值±SEM）。统计显著性由独立t吨测试(**第页 < 0.01, ***第页 < 0.001). 比例尺=500µm（100µm in插入). 注：在加工过程中，树脂部分的缺口用于确认注射的侧面。MRI=磁共振成像。
讨论
我们研究了实验性脱髓鞘病变形成之前的因素，该病变似乎是不同研究中描述的MS病变的准确模型，即“初始”、“原发性”、“原始”、“吞噬前细胞”或“III型”脱髓鞘损伤。研究结果阐明了实验性病变形成的原因、方式和位置，我们认为MS的III型病变可能由类似的机制形成。了解实验性损伤是如何形成的，揭示了一种防止脱髓鞘发生的新的治疗策略。值得注意的是，在我们的实验中，缺氧是导致III型脱髓鞘的决定性因素。因此，我们早期和当前的观察结果表明，组织缺氧在MS的两个最重要方面发挥着关键作用，即神经功能缺损的产生，29至少还有一些脱髓鞘。
为什么？
我们利用内毒素脂多糖（LPS）来激发先天性炎症反应，这一反应被公认为启动了包括超氧物和一氧化氮在内的许多有毒介质的释放，这里我们描述了额外的、似乎决定性的组织缺氧。炎症反应后出现脱髓鞘病变，脱髓鞘是通过独特的III型机制实现的。4，6，26实验性损伤是通过与人类MS损伤相同的机制实现的，27，28值得注意的是，它似乎不是由自身免疫机制引起的。
与MS的潜在相关性
在LPS病变中，脱髓鞘是由于局部注射细菌毒素所致，但尽管有人认为MS可能是由细菌活动引起的，31根据我们的数据，没有理由相信导致先天免疫系统类似激活的其他机制，如爱泼斯坦-巴尔病毒感染，32也不会导致脱髓鞘。如果是这样，感染因子的准确识别可能不如其在特定人群中诱导局部环境对少突胶质细胞产生毒性的能力重要，例如以缺氧、一氧化氮和超氧物为特征的环境。负责任的因素也可能不是传染性的，但可能是促进缺氧的更多常规事件的极端表现，可能会引发类似程度和后果的能源危机。一旦病变开始，获得性免疫事件可能会放大新生病变，将其扩展为通常描述的“活动性”脱髓鞘病变。
怎么用？
目前的研究表明，在脊髓内注射LPS后的前2天内，组织缺氧与一氧化氮和超氧化物的表达有关，因为这些因素都会损害线粒体功能，它们在前2天的联合作用可能足以导致能量不足，在第三天杀死脆弱细胞，如少突胶质细胞，几天后出现缺氧样的III型脱髓鞘。
缺氧
中枢神经系统（CNS）的氧张力通常相对较低，白质中的氧张力尤其低，因此记录到的缺氧值几乎小于1mmHg，甚至在正常组织中也是如此（在恩杜布祖和拉曼纳进行了综述33). 因此，中枢神经系统的细胞，特别是白质中的轴突和少突胶质细胞，习惯性地存在于氧化磷酸化的极限附近。如我们在这里报告的那样，一旦发生更严重的缺氧，包括少突胶质细胞在内的最易感细胞将严重受损，甚至可能致命，从而导致脱髓鞘。
一氧化氮
结果表明，iNOS在LPS早期病变中显著，26，27一氧化氮与神经退行性变密切相关34; 许多被认为是导致神经元丢失的机制也适用于少突胶质细胞。一氧化氮与氧竞争线粒体细胞色素c氧化酶上的同一结合位点，从而提高氧的米氏常数，因此，升高的一氧化氮与降低的氧结合对少突胶质细胞等细胞可能是致命的，即使任何一种并发症都可以单独耐受。35
超氧化物
全身注射DHE后病灶处的荧光标记表明，超氧化物的产生及其相关的活性氧级联反应增强。少突胶质细胞对氧化损伤特别敏感。36
少突胶质细胞对能量不足的脆弱性
选择性白质损伤是缺氧的常见后果，37缺血，38线粒体氧化磷酸化抑制剂，39这种脆弱性可以解释本研究中观察到的模式III脱髓鞘。
与MS的潜在相关性
据报道，MS大脑中有缺氧的证据，但这些发现以前被认为是“虚拟缺氧”7不是由低氧浓度引起的，而是由一氧化氮介导的线粒体抑制引起的。34虚拟缺氧的潜在机制可能起到一定作用，但在这里我们介绍了一项新发现，即实际缺氧状态，即低氧浓度，先于脱髓鞘。
MS缺氧最明显的潜在原因是血管灌注不足，这并不一定意味着灌注低于正常水平，但一些研究表明MS脑灌注不足（最近在D’Haeseler等人，22Juurlink、，23Paling等人24).
在哪里？
LPS病变的一个令人惊讶的特征是其位置。脊髓内注射脱髓鞘药物通常会导致以注射部位为中心的损伤，但LPS注射导致的脱髓鞘反而会沿着白质-灰质边界延伸，并经常延伸到背柱底部。这种位置上的改变是明显且一致的，这意味着脂多糖不会直接引起病变，而是会引发一系列事件，一周后在邻近部位形成病变。
损伤部位从注射部位的转移与我们的观察结果相关，即背柱底部的白质-灰质边界天生容易缺氧，即使在正常动物中，只要呼吸10%的氧气，也会选择性缺氧。这可能是该区域血管相对缺乏的结果，脊髓的大体血管解剖将加剧这一情况，也就是说，与人类一样，背柱的底部位于3条动脉终末分支之间的分水岭。40，41为了支持这一观点，分水岭组织是第一个失去灌注的组织，在全球血管供应减少（例如血压降低）时，会形成分水岭梗死。42
除了位于分水岭外，背柱底部也有风险，因为它是由血液供应的，而血液在先前通过缺氧灰质灌注时部分或大部分脱氧。似乎耗尽的血液中含有的氧气不足，无法维持少突胶质细胞的活力，尤其是在存在一氧化氮和超氧物的情况下，导致出现脱髓鞘现象。
我们认为，缺氧、一氧化氮和超氧化物的同时存在导致LPS损伤中少突胶质细胞丢失和继发原发性脱髓鞘的事件发生。当然，这些因素的空间分布可以预测大约1周后形成的脱髓鞘病变的确切位置。
与MS的潜在相关性
在大鼠脊髓LPS损伤中建立的原理可以外推到人脑，在人脑中，一个非吻合的终末动脉系统从大脑表面渗透，供应含有低密度血管的深层组织。17，43血管解剖学强加了一些众所周知的分水岭或边界区，例如各种脑动脉之间，17沿着脊髓44和视神经，45尤其是涉及脑室周围白质（远端灌溉区）。17值得注意的是，这些分水岭区域容易发生MS病变（大脑间动脉，17，18，21脊髓，15视神经，16和脑室周围白质17)尽管有利于病变形成的条件也可能来自较小动脉之间和非分水岭组织中的微分水岭。最近，两个独立小组报告了在流域形成病变的趋势，他们发布了热图，显示大约90%21或86至100%18其中例患者的大脑前动脉和大脑中动脉分水岭出现病变。有趣的是，MRI显示健康人大脑边缘区的血流明显低于非边缘区，动脉传输时间更长。46较长的动脉传输时间会显著增加动脉血通过向周围组织供氧而变得缺氧的脆弱性，尤其是在缺氧的情况下。
深部白质中的静脉密度较高，它们含有大量脱氧血，成为氧气的汇，47将其从周围的少突胶质细胞和轴突中排出，促进缺氧环境。与早先的怀疑相反，“一些有害物质从静脉中泄漏”会导致静脉周围脱髓鞘，也许一些有益物质，氧气，无法从静脉中泄露。
一些MS病变的起源
我们怀疑，MS病变的形成可能涉及许多机制，并且基于生理和遗传因素，机制的平衡可能在个体之间，甚至在同一个体的病变之间有所不同。然而，我们认为，一种尚未充分考虑的机制涉及先天免疫机制的激活，可能是局部或全身感染、灌注受损或可能共同损害局部环境或氧气平衡的生理事件的巧合。在多发性硬化症中，固有免疫机制仍有可能被激活以应对自身免疫攻击，但多发性痴呆症早期III型病变中明显缺乏T细胞，以及实验室模型中似乎不需要自身免疫，这与III型多发性病变中的这种可能性相矛盾。先天免疫机制的激活将促进能量不足，部分原因是组织缺氧引起的线粒体功能障碍以及一氧化氮和超氧化物的影响。血脑屏障的破坏可能随之而来，并将通过接触血浆蛋白增强小胶质细胞的激活。在这种环境下，供氧和需求之间的不平衡可能会压倒并超过负责氧稳态的机制，侵蚀氧的安全系数，并暴露脆弱区域，例如位于长动脉树末端的血管不良分水岭区域。41，48少突胶质细胞会受损，几天后会出现明显的脱髓鞘，轴突也可能会屈服，导致退化。26脱髓鞘将导致正常和修饰的髓鞘抗原暴露，在适当的个体中，可能会激发获得性免疫反应（参见Traka等人49)这进一步促进了缺氧、超氧物和一氧化氮的产生，诱发了常见的与淋巴细胞相关的活跃脱髓鞘损伤。缺氧在导致脱髓鞘形成中的重要性被我们通过在脆弱期增加氧气输送来预防脱髓鞘的能力所强调。
白质对缺氧的选择性脆弱性意味着少突胶质细胞比神经元更容易缺氧，这是由于它们的位置，导致脱髓鞘而不是退化。局部缺氧区域内的轴突完整性可能受到仍然存在于正常含氧组织中的相同轴突长度的保护。
治疗
值得注意的是，当病变易受缺氧影响时，只需在前2天在常压下增加吸入氧气，即可大大减少甚至预防脱髓鞘。这一发现表明缺氧在III型病变的形成中起着关键作用。（早期的高压氧临床试验并不是为了防止脱髓鞘，在损伤形成方面是随机使用氧气的。）在治疗上，令人鼓舞的是氧气很容易使用，有大量临床证据表明氧气使用通常是安全的，如果浓度和持续时间适中。然而，有一个理论上的安全问题，即增加氧合可能会促进氧化损伤，这已经牵涉到MS病理学。30，50，51此外，与再灌注损伤类似，缺氧组织的复氧可能特别促进氧化应激。在当前的实验中，氧合将首先避免缺氧，因此该疗法不会逆转持续的缺氧，就像在MS病变形成早期应用氧疗一样。相反，炎症组织中观察到的超氧物生成可能是缺氧本身的结果，52在这种情况下，氧化应激可以通过氧化来避免，而不是增强。氧合的安全性，包括持续缺氧的逆转，是我们实验室当前的研究课题，在了解安全性之前，我们告诫不要投机使用氧气作为急性治疗。除了使用氧气外，还可以考虑其他可能的途径，以及促红细胞生成素治疗视神经炎的积极效果53鼓励人们认为这种途径可能有效。
