临床癌症研究。作者手稿；PMC 2014年11月14日提供。
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NIHMSID公司：美国国家卫生研究院352988
CXCR2和CXCR1的小分子拮抗剂通过降低肿瘤细胞增殖、存活和血管生成来抑制人类黑色素瘤的生长
，1 ，1 ，1 ，1 ，2 ，2和1
西玛·辛格
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
安格拉·萨达南丹
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
Kalyan C.南努鲁
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
米歇尔·瓦尔尼
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
罗斯玛丽·梅耶·埃泽尔
2Shering-Plough研究所，新泽西州Kenilworth
理查德·邦德
2Shering-Plough研究所，新泽西州Kenilworth
拉凯什·K·辛格
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
1内布拉斯加州奥马哈内布拉斯加大学医学中心病理学和微生物学系
2Shering-Plough研究所，新泽西州Kenilworth
要求重印：Rakesh K.Singh，内布拉斯加州大学医学中心病理学和微生物学系，内布拉斯加州奥马哈市内布拉斯加医学中心，985845，NE 68198-5845。电话：402-559-9949；传真：402-559-4077；在hgnisr时的ude.cmnu。 摘要
目的
黑色素瘤是皮肤癌中最具侵袭性的一种，占所有皮肤癌相关死亡的75%，目前的治疗策略对晚期疾病无效。在目前的研究中，我们研究了靶向CXCR2/CXCR1的口服活性小分子拮抗剂的疗效。
实验设计
用SCH-479833或SCH-527123处理人类A375SM黑色素瘤细胞，并评估其对增殖、运动和侵袭的影响在体外我们检测了拮抗剂治疗后细胞中的下游信号事件。对于体内研究中，将A375SM细胞植入裸鼠皮下，然后口服SCH-479833、SCH-527123或羟丙基-β-环糊精（20%）21天，并评估其对肿瘤生长和血管生成的影响。
结果
我们的数据表明，SCH-479833或SCH-527123抑制了黑色素瘤细胞的增殖、趋化性和侵袭潜能在体外用SCH-479833或SCH-527123治疗黑色素瘤细胞也能抑制肿瘤生长。组织学和组织化学分析显示(P（P）<0.05）肿瘤细胞增殖和微血管密度降低。此外，与对照组相比，我们观察到SCH-479833或SCH-527123治疗动物的黑色素瘤细胞凋亡显著增加。
结论
总之，这些研究表明，口服活性小分子抑制剂选择性靶向CXCR2/CXCR1是抑制黑色素瘤生长和血管生成的一种有希望的治疗方法。
人类皮肤恶性黑色素瘤是最具侵袭性的皮肤癌，预后极差。2008年，据估计，美国将诊断出62480例新的黑色素瘤病例，8420人将死于这种毁灭性疾病(1). 早期疾病的治疗主要是手术，辅以辅助治疗的益处很小；然而，对于晚期疾病没有有效的治疗方法(2——7). 这清楚地表明，需要新的有效治疗措施，并更好地了解与疾病进展有关的基本分子机制。
G蛋白偶联受体CXCR1和CXCR2是恶性黑色素瘤的重要治疗靶点(8). CXCR1和CXCR2都与趋化因子CXCL-8结合，具有高亲和力(9——11). 先前的研究表明，CXCR1和CXCR2均由几种类型的正常细胞表达，如中性粒细胞、内皮细胞和各种肿瘤细胞(9，12——14). 更重要的是，我们和其他人已经证明CXCL-8在恶性黑色素瘤中组成性表达，并作为自分泌/旁分泌生长、侵袭和血管生成因子发挥作用(15——18). CXCL-8-CXCR1/CXCR2轴在黑色素瘤发病机制中的多重功能暗示强调了其作为癌症治疗靶点的重要性。
我们实验室的早期研究表明，CXCR1和CXCR2的中和抗体抑制黑色素瘤细胞增殖和侵袭潜能(18). 对CXCR1具有亲和力的小分子抑制剂，如repertaxin或对CXCR2具有亲和力，如SB-225002或SB-332235，已用于治疗炎症性疾病(19——21). 然而，CXCR1和/或CXCR2拮抗剂在肿瘤生长和血管生成中的有效性尚不清楚。在本研究中，我们通过以下方法评估了CXCR2/CXCR1特异性抑制剂SCH-479833和SCH-527123的潜力在体外和体内实验。我们的数据表明，CXCR2/CXCR1小分子拮抗剂通过降低肿瘤细胞增殖、存活率、侵袭潜能和血管生成来抑制人类黑色素瘤的生长。
材料和方法
细胞系和CXCR2/CXCR1拮抗剂
A375SM是一种高转移性人类黑色素瘤细胞系，在补充了5%胎牛血清（Mediatech）、1%谷氨酰胺（Mediaech）、%维生素溶液（Mediatech）和庆大霉素（Invitrogen）的DMEM（Mediatech）中培养。从冷冻库存中恢复后，培养物保持≤4周。SCH-479833和SCH-527123（参考。22; 请参见中的结构)在先灵葆雅合成并用羟丙基-β-环糊精（HPβCD；Acros Organics）配制。根据IC计算CXCR1和CXCR2对SCH-479833和SCH-527123的抑制常数（Ki）50使用Cheng-Prusoff方程（参考。23;).
表1
|
|---|
| 基CXCR2型（毫摩尔/升） | 基CXCR1型（毫摩尔/升） | 比率 |
|---|
| SCH-527123号 | 0.05 | 3.7 | 74 |
| SCH-479833号 | 0.17 | 7 | 100 |
体外细胞增殖
A375SM细胞以低密度（每孔1000个）接种在96个板中。隔夜贴壁后，将细胞与单独培养基或含有血清（1.25%）的培养基与SCH-479833、SCH-527123或HPβCD培养72小时。使用两种拮抗剂的四种不同浓度（1.0、0.1、0.01和0.001μg/mL）。MTT法测定细胞增殖(17，24). 生长抑制计算为%=[100-(A类/B类)×100]，其中A类和B类分别是经处理和未经处理的细胞的吸光度。
细胞运动和侵袭试验
为了研究SCH-479833或SCH-527123对黑色素瘤细胞迁移的影响6在无血清培养基中，将每孔）的细胞涂布在无涂层聚对苯二甲酸乙二醇酯膜（6孔插入，8 Am孔径；Becton Dickinson）的顶部腔室中，而在侵入试验中，将细胞（1000个/孔）涂布在Matrigel-coated Transwell腔室（24孔插入；8 Am孔隙大小；Corning Costar）的培养基上（无血清）。底部培养箱中含有1.0 mL无血清培养基，添加或不添加CXCL-8（10 ng/mL），并向底部培养箱添加SCH-479833、SCH-527123（10 ng/mL）或HPβCD。将细胞在37°C下培养过夜，并去除未迁移的细胞。按照制造商的说明，使用Hema 3试剂盒（Fisher Scientific）对通过膜孔的细胞进行染色。细胞在10个随机区域（×200）中计数，并表示为每个视野的平均细胞数。数据表示为三个独立实验的平均值。
蛋白质印迹分析
细胞在Triton X-100缓冲液[1%Triton X-100,50 mmol/L TBS（pH 7.4），10 mmol/LEDTA和蛋白酶抑制剂（Roche Diagnostics）和磷酸酶抑制剂（5mmol/L NaF和5mmol/LNa）中溶解三VO（旁白）4; 西格玛）]。对于蛋白质表达分析，用SDS-PAGE（8-12%）分离50μg裂解物。主要抗体是针对磷酸化胞外信号调节激酶（ERK）1/2和ERK1/2（1:1000；兔多克隆；细胞信号技术）和GAPDH（1:1000，兔单克隆；细胞信息技术）的。二级抗体（圣克鲁斯生物技术公司）是辣根过氧化物酶偶联物，使用1:2000稀释液。
肿瘤生长测定
雌性裸鼠（6-8周龄）购自美国国家癌症研究所。在小鼠身上进行的所有程序均符合机构指南，并得到内布拉斯加州大学医学中心机构动物护理和使用委员会的批准。对于体内注射后，用0.02%EDTA中0.25%的胰蛋白酶短暂暴露细胞。用含培养基的血清停止胰蛋白酶化，用HBSS冲洗细胞两次。仅使用存活率>90%至95%的单细胞悬液（通过台盼蓝排除试验测试）进行注射。给小鼠注射1×106细胞/0.05mL HBSS/动物进入侧翼皮下。肿瘤细胞注射后24小时，小鼠(n个=每组6个）口服SCH-479833或SCH-527123拮抗剂，剂量为100 mg/kg体重，含0.2 mL 20%HPβCD，持续21天。对照组小鼠仅口服0.2 mL溶媒（20%HPhCD）。每周用卡尺监测两次肿瘤生长，并在动物奄奄一息时处死。肿瘤体积按下式计算：体积=π/6×（较小直径）2×（较大直径）。在第50天处死动物，采集肿瘤组织并进行免疫组织化学分析。
免疫组织化学分析
如前所述进行免疫组织化学分析(25). 简言之，6 Am厚切片脱蜡，非特异性结合被抗体稀释液（BD Pharmingen）培养所阻断。然后使用小鼠单克隆抗增殖细胞核抗原（PCNA；1:40；Santa Cruz Biotechnology）或小鼠生物素化GS-IB4（从单叶灰树; 1:50; 向量实验室）。按照制造商的说明，使用ABC Elite试剂盒和DAB底物（Vector Laboratories）检测免疫反应性。细胞质中的红棕色沉淀物表明有阳性反应。阴性对照包括所有试剂，除了一级抗体。微血管的数量使用5×5分划格（Klarmann Rulings），使用×400物镜（总面积250μm）在显微镜下定量。
根据制造商的说明，通过末端脱氧核糖核苷酸转移酶介导的dUTP缺口末端标记（TUNEL）分析鉴定肿瘤样本中的凋亡细胞(现场细胞死亡检测试剂盒，荧光素；罗氏）。凋亡细胞的数量通过以双盲的方式在放大×200倍的条件下对10个任意选择的视野中的阳性（棕色染色）细胞进行计数来评估，并表示为每个视野中的平均细胞数。
统计分析
所有值均表示为平均值±SE。使用非配对双尾比较各组之间的差异t吨测试。体内使用Mann-Whitney进行分析U型显著性检验。P（P）<0.05被认为是显著的。所有统计分析均使用SPSS软件（SPSS）进行。
结果
口服活性CXCR1和CXCR2拮抗剂抑制人类黑色素瘤生长
为了检测拮抗剂对肿瘤生长的影响，我们将人黑色素瘤A375SM细胞皮下注射到裸鼠体内，24小时后，口服100 mg/kg的SCH-479833或SCH-527123拮抗剂（HPβCD或HPβCD单独），每天一次，共21天。与对照组相比，SCH479833和SCH527123治疗组动物的肿瘤尺寸均显著减小(). 服用SCH-479833和SCH-527123拮抗剂后(P（P）< 0.05; 与HPβCD治疗的动物相比，肿瘤体积减少了2.9至4.5倍。与SCH-479833和SCH-527123治疗组注射后9天相比，对照组在注射后6天内开始出现肿瘤。
SCH-479833和SCH-527123抑制黑色素瘤生长。将高转移性人类黑色素瘤A375SM细胞皮下注射给8周龄小鼠。注射后24小时，小鼠口服SCH-479833或SCH-527123拮抗剂（100 mg/kg，0.2 mL 20%HPβCD），每天一次，持续21天。对照小鼠单独喂食0.2 mL溶媒（20%HPβCD）。载体SCH-479833和SCH-527123处理的裸鼠A375SM细胞的生长曲线。平均±SE肿瘤体积。
接下来，我们分别通过PCNA和TUNEL免疫染色检查肿瘤生长抑制是否是由于黑色素瘤细胞增殖和/或生存率降低所致。PCNA是一种细胞周期相关蛋白，是一种常用于测量肿瘤组织增殖活性的重要生物标志物(26)而TUNEL是检测凋亡信号级联导致的DNA片段的常用方法(27). 肿瘤切片的PCNA免疫染色显示SCH-479833和SCH-527123治疗组的PCNA阳性细胞显著减少(). SCH-479833和SCH-527123治疗的肿瘤中PCNA阳性细胞的平均数量分别为43.5±3.22和34.9±2.74，而对照治疗的肿瘤为94.0±6.97(). 肿瘤切片的TUNEL染色显示SCH-479833和SCH-527123治疗组的凋亡细胞显著增加(). 在SCH-479833和SCH-527123治疗的肿瘤中，TUNEL阳性细胞的平均数量分别为91.3±2.93和99.3±2.08，而在对照肿瘤中为48.5±1.97().
SCH-479833和SCH-527123抑制人类黑色素瘤的增殖和生存。PCNA免疫组织化学染色(A类)和TUNEL(C类)根据材料和方法中描述的DAB染色进行分析。控制(左边)，SCH-479833(中间的)和SCH-527123(正确的). ±200的图片。增殖的(B类)和凋亡(D类)在放大×200倍的条件下，以双盲方式在10个任意选择的视野中对细胞进行计数，并表示为每视野视野中细胞的平均±SE数。*，P（P）<0.05，与对照组HPβCD治疗动物显著不同。
SCH-479833或SCH-527123拮抗剂治疗的动物肿瘤血管生成减少
大多数实体瘤，包括黑色素瘤，都需要新的血管形成才能生长到直径几毫米以上(28). 在以前的研究中，有报道称CXCL-8是CXCR1和CXCR2的配体，起到血管生成因子的作用(16——18). 因此，我们研究了SCH-479833或SCH-527123拮抗剂对人类黑色素瘤生长的抑制是否涉及对血管生成的影响。肿瘤组织新生血管的显微镜检查显示SCH-479833或SCH-527123拮抗剂治疗组的微血管数量显著低于对照组(;). 平均而言，SCH-479833和SCH-527123治疗导致血管数量减少35%和45%(;).
SCH-479833和SCH-527123抑制人类黑色素瘤中的微血管密度。使用抗GS-IB4对微血管进行免疫组织化学染色，如材料和方法所述。控制(左边)，SCH-479833(中间的)和SCH-527123(正确的). 代表性图片在×200。
表2
SCH-479833和SCH-527123抑制人类黑色素瘤的微血管密度
| 治疗 | MVD（平均值±SE） | %抑制 | t吨测试 |
|---|
| HPβCD | 8.00±0.33 | | |
| SCH-479833号 | 5.22 ± 0.33 | 35 | P（P）<0.05 |
| SCH-527123号 | 4.44 ± 0.22 | 45 | P（P）< 0.05 |
SCH479833和SCH527123治疗降低体外人黑色素瘤细胞的趋化性和侵袭性
肿瘤的整体生长取决于肿瘤细胞与宿主微环境的相互作用。在以前的研究中，有报道称趋化因子信号不仅有助于内皮细胞的迁移，从而促进血管生成，而且有助于肿瘤细胞的运动和侵袭(29). 因此，我们研究了CXCR2/CXCR1拮抗剂治疗是否会影响肿瘤细胞的趋化性和侵袭性。我们的数据显示(P（P）与对照处理细胞相比，SCH-479833或SCH-527123处理细胞对CXCL-8诱导的趋化性的抑制（减少2.8至5.0倍）(). SCH-479833或SCH-527123处理的细胞也显示出显著的抑制作用(P（P）与对照组相比在体外侵入试验().
SCH-479833和SCH-527123抑制黑色素瘤细胞的运动和侵袭。细胞被镀在无涂层或Matrigel-coated膜上以实现运动(A类和B类)和入侵(C类和D类)化验并孵育过夜。将含有10 ng/mL CXCL-8和SCH-479833或SCH-527123（10 ng/mL）或HPβCD的无血清培养基添加到下室。去除未通过基质和/或膜孔迁移的细胞，对膜另一侧的细胞进行染色，并在200倍放大镜下拍照。细胞在10个随机区域（×200）中计数，并表示为每个视野的平均细胞数。迁移细胞的数量±SE。三个实验的代表，一式三份。*，P（P）<0.05，×与对照CXCL-8处理的细胞显著不同。
SCH-479833和SCH-527123治疗以剂量依赖的方式抑制黑色素瘤细胞增殖，并抑制ERK1/2信号通路
用增加剂量的SCH-479833和SCH-527123拮抗剂（0.001-1.00μg/mL）处理人类黑色素瘤细胞后，MTT检测到其增殖逐渐受到抑制在体外增殖试验(). 在1 Ag/mL剂量的SCH-479833和SCH-527123拮抗剂下，观察到黑色素瘤细胞增殖抑制率分别为33%和31%。
SCH-479833和SCH-527123抑制A375SM细胞增殖和ERK1/2信号传导。将A375SM细胞（每孔1000个）置于96周板中，在含有或不含血清（1.25%）和SCH-479833的培养基中培养(A类)或SCH-527123(B类)以四种不同的浓度。MTTassay在72小时时测定细胞增殖。增殖抑制的平均±SE百分比。C、 用拮抗剂处理A375SM细胞1小时，然后用CXCL-8刺激30分钟。通过SDS-PAGE分离细胞裂解物（50μg），并使用pERK1/2或ERK1/2抗体进行Western印迹，并使用GAPDH作为负载对照。
接下来，我们研究了拮抗剂治疗对ERK1/2磷酸化的影响，ERK1/2是一种重要的信号通路，参与生长信号的控制、细胞存活和侵袭(30). 用1μg/mL的SCH-479833或SCH-527123治疗人类黑色素瘤细胞，可显著降低ERK1/2的磷酸化，表明这是SCH-479933和SCH-527223的抗增殖、抗侵袭和抗血管生成活性的机制().
讨论
在本研究中，我们发现在裸鼠体内口服CXCR2/CXCR1拮抗剂（SCH-479833或SCH-527123）可以抑制植入的人类黑色素瘤的生长。此外，我们的研究表明，SCH-479833和SCH-527123的抗肿瘤效果是由于细胞增殖和血管生成减少以及凋亡增强。此外，我们还观察到，经拮抗剂治疗后，人类A375SM细胞的趋化性和侵袭性降低。
小分子抑制剂的使用是一种有吸引力的靶向治疗方法。以前，我们发现CXCL-8合法的黑色素瘤生长是通过趋化因子受体CXCR1和CXCR2介导的(18). 因此，靶向这些受体似乎是一个显而易见的选择。我们的体内该研究中，小鼠口服SCH-479833或SCH-527123拮抗剂，与对照组相比，治疗组的肿瘤体积减少。这一发现清楚地表明了SCH-479833和SCH-527123拮抗剂作为新的黑色素瘤治疗药物的潜力，并且与我们之前关于CXCR1和CXCR2与黑色素瘤侵袭性的相关性的观察结果一致(25).
肿瘤的整体生长体内取决于几个因素，包括肿瘤细胞增殖率、生存率、肿瘤组织血管化以及肿瘤细胞的侵袭能力(31，32). 在评估SCH-479833或SCH-527123拮抗剂对增殖和细胞凋亡的影响时，我们观察到来源于治疗小鼠的异种移植物与细胞增殖减少和细胞凋亡增加有关，如PCNA和TUNEL免疫染色所检测的。这个在体外研究也支持上述发现，因此显示了CXCR2/CXCR1拮抗剂SCH-479833和SCH-527123的抗增殖作用。这些结果进一步支持了我们之前的工作，即在CXCR1和CXCR2的中和作用下抑制黑色素瘤细胞的增殖(18).
CXCR1和CXCR2也与黑色素瘤细胞的趋化性迁移和血管生成反应有关(33——35). 尽管如此，Addison等人的报告(33)描述了CXCR2在介导血管生成中的重要性。与对照组相比，我们观察到CXCR2/CXCR1拮抗剂治疗动物的肿瘤新生血管生成受到显著抑制。我们早期的数据表明，内皮细胞表达CXCR1、CXCR2和CXCL-8可以提高其生存和增殖(36). 在我们的拮抗治疗组中，血管密度的降低可能是由于血管生成因子的低表达或内皮细胞的凋亡所致。我们观察到CXCR2/CXCR1拮抗剂治疗后，CXCL-8诱导的内皮细胞存活率降低。三此外，与对照组相比，我们观察到SCH-527123和SCH-479833肿瘤中CXCL-8和血管内皮生长因子蛋白的水平受到抑制。三
以前，内皮细胞表达CXCL-8可以通过CXCR1诱导黑色素瘤细胞的趋化反应(37). 同样，尽管CXCL-8对CXCR1和CXCR2的亲和力相似，表达水平相似，但中性粒细胞的趋化性主要由CXCR1介导(38，39). 尽管这些研究表明CXCR1和CXCR2具有某种不同的功能，但我们观察到，在使用这两种拮抗剂的治疗中，黑色素瘤细胞的趋化性受到抑制；SCH-527123的效果更明显。与CXCR1相比，SCH-527123和SCH-479833对CXCR2具有相当的选择性（74倍和100倍）。它们的主要区别在于对CXCR2的亲和力，SCH-527123的效力是前者的3倍以上。因此，SCH-527123活性的提高可能是由于CXCR2的Ki较低。
有丝分裂原激活的蛋白激酶信号通路控制各种细胞功能，如生长、增殖、侵袭和分化(40). 越来越多的证据表明ERK1/2通路的激活可能与黑色素瘤细胞的致癌行为和侵袭潜能有关(30，41). 我们发现，在使用任何一种拮抗剂进行治疗时在体外，A375SM细胞表现出ERK1/2磷酸化的显著降低。因此，这一发现可能表明ERK通路在CXCL-8-CXCR1/2信号传导中在黑色素瘤细胞增殖和侵袭中的作用。
在结肠癌小鼠模型中也观察到这些拮抗剂抑制肿瘤生长和血管生成，4表明这些观察结果并不局限于所选择的肿瘤模型。与我们的观察结果类似，最近SCH-527123也被证明在肺部炎症动物模型中抑制中性粒细胞募集、粘液生成和杯状细胞增生(42). 这表明这些拮抗剂也可能在直接或间接涉及CXCR1和/或CXCR2的疾病中具有临床用途，例如类风湿关节炎、呼吸窘迫综合征、银屑病和肺病(42——45).
总之，我们的数据表明CXCR2/CXCR1拮抗剂对黑色素瘤模型有效。这些拮抗剂的抑制作用是由于黑色素瘤细胞的增殖、存活和侵袭减少所致。此外，血管生成也被抑制，这对维持肿瘤细胞的营养和氧气供应极为重要。基于这些临床前发现，SCH-479833和SCH-527123代表了潜在的治疗人类恶性黑色素瘤的新型药物。
翻译相关性
人类皮肤恶性黑色素瘤是最具侵袭性的皮肤癌，预后极差，目前的治疗策略对晚期疾病无效。我们的数据表明，口服CXCR2/CXCR1活性小分子拮抗剂可有效抑制黑色素瘤的生长和血管生成。基于这些临床前发现，SCH-479833和SCH-527123代表了潜在的治疗人类恶性黑色素瘤的新型药物。
致谢
我们感谢Ajay P.Singh博士（内布拉斯加州大学医学中心）仔细阅读本文。
赠款支持：拨款CA72781、国家癌症研究所、NIH癌症中心支持拨款P30CA036727、内布拉斯加州研究倡议分子治疗计划和谢林·普劳研究所（R.K.Singh）。
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脚注
三未发布的数据。
4我们未公布的数据。
潜在利益冲突的披露
没有披露潜在的利益冲突。
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1Jemal A、Siegel R、Ward E等人，《癌症统计》，2008年。CA癌症临床杂志。2008;58:71–96.[公共医学][谷歌学者] 2Ries LA、Wingo PA、Miller DS等。1973-1997年向全国提交的癌症状况年度报告，其中有一个关于结直肠癌的特别章节。癌症。2000年；88:2398–424.[公共医学][谷歌学者] 三。Lee JA。黑色素瘤发病率和死亡率的趋势。临床皮肤病。1992;10:9–13.[公共医学][谷歌学者] 4Lee JE。与黑色素瘤发病率和预后相关的因素。塞明·苏格·昂科尔。1996;12:379–85.[公共医学][谷歌学者] 5Clark WH，Jr.，Elder DE，Guerry D，Epstein MN，Greene MH，Van HM.肿瘤进展研究：浅表扩散和结节性黑色素瘤的前病变。Hum Pathol（Hum病态）。1984;15:1147–65.[公共医学][谷歌学者] 7Herlyn M.黑素瘤的分子靶点：诊断和治疗的策略和挑战。国际癌症杂志。2006;118：523–6。[公共医学][谷歌学者] 8Pease JE，Sabroe I.白细胞介素-8及其受体在炎症性肺病中的作用：对治疗的意义。美国呼吸医学杂志。2002;1：19-25。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 9松岛K，奥本海姆JJ。白细胞介素8和MCAF：由IL-1和TNF诱导的新型炎症细胞因子。细胞因子。1989;1:2–13.[公共医学][谷歌学者] 10Miller MD，Krangel MS。趋化因子的生物学和生物化学：趋化和炎症细胞因子家族。免疫学评论。1992;12:17–46.[公共医学][谷歌学者] 11Oppenheim JJ，Zachariae CO，Mukaida N，Matsushima K。新型促炎表基因“海洋间”细胞因子家族的特性。免疫学年度回顾。1991;9:617–48.[公共医学][谷歌学者] 12Bar-Eli M.白细胞介素-8在人类黑色素瘤生长和转移中的作用。病理生物学。1999;67:12–8.[公共医学][谷歌学者] 13Li A，Dubey S，Varney ML，Singh RK。白细胞介素-8诱导表达人脐静脉内皮细胞CXCR1和CXCR2的增殖、存活和MMP生成。微血管研究。2002;64:476–81.[公共医学][谷歌学者] 14Singh RK，Varney ML.IL-8在恶性黑色素瘤中的表达：对生长和转移的影响。组织病理学。2000年；15:843–9.[公共医学][谷歌学者] 15Schadendorf D、Moller A、Algermissen B、Worm M、Sticherling M、Czarnetzki BM。人恶性黑色素瘤细胞体外产生的IL-8是一种重要的自分泌生长因子。免疫学杂志。1993;151:2667–75.[公共医学][谷歌学者] 16Singh RK、Gutman M、Radinsky R、Bucana CD、Fidler IJ。白细胞介素8的表达与裸鼠体内人黑色素瘤细胞的转移潜能相关。癌症研究。1994;54:3242–7.[公共医学][谷歌学者] 17Singh RK，Varney ML。人类恶性黑色素瘤细胞中白细胞介素8表达的调节。癌症研究。1998;58:1532–7.[公共医学][谷歌学者] 18Varney ML，Li A，Dave BJ，Bucana CD，Johansson SL，Singh RK。CXCR1和CXCR2受体在具有不同代谢潜能的恶性黑色素瘤中的表达及其在白细胞介素-8（CXCL-8）介导的转移表型调节中的作用。临床实验转移。2003;20:723–31.[公共医学][谷歌学者] 19Bertini R、Allegretti M、Bizzari C等。炎症趋化因子受体CXCR1和CXCR2的非竞争性变构抑制剂：预防再灌注损伤。美国国家科学院院刊。2004;101:11791–6. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 20White JR、Lee JM、Young PR等。一种抑制白细胞介素-8诱导的中性粒细胞迁移的有效、选择性非肽类CXCR2拮抗剂的鉴定。生物化学杂志。1998;273:10095–8.[公共医学][谷歌学者] 21Thatcher TH、McHugh NA、Egan RW等。CXCR2在香烟烟雾诱导的肺部炎症中的作用。美国生理学杂志肺细胞分子生理学。2005;289：L322–8。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 22Gonsiorek W，Fan X，Hesk D，等。有效变构CXCR1/CXCR2拮抗剂Sch527123的药理学特征。药理学实验与治疗杂志。2007;322:477–85.[公共医学][谷歌学者] 23Cheng Y、Prusoff WH。抑制常数（K1）和对酶促反应产生50%抑制的抑制剂浓度（I50）之间的关系。生物化学药理学。1973;22:3099–108.[公共医学][谷歌学者] 24Li A，Varney ML，Singh RK。白细胞介素8及其受体在具有不同转移潜能的人结肠癌细胞中的表达。临床癌症研究。2001;7：3298–304。[公共医学][谷歌学者] 25Varney ML，Johansson SL，Singh RK。CXCL8及其受体CXCR1和CXCR2的不同表达及其与恶性黑色素瘤血管密度和侵袭性的关系。美国临床病理学杂志。2006;125:209–16.[公共医学][谷歌学者] 26Hall PA、Levison DA、Woods AL等。石蜡切片中增殖细胞核抗原（PCNA）免疫定位：细胞增殖指数，有证据表明某些肿瘤中的表达被解除。病理学杂志。1990;162:285–94.[公共医学][谷歌学者] 27Gavrieli Y，Sherman Y，Ben-Sasson SA。通过核DNA片段的特异性标记鉴定原位程序性细胞死亡。细胞生物学杂志。1992;119:493–501. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 28Folkman J.癌症、血管、类风湿和其他疾病中的血管生成。自然医学。1995;1:27–31.[公共医学][谷歌学者] 29Singh S，Sadanandam A，Singh RK。肿瘤血管生成和转移中的趋化因子。癌症转移评论。2007;26:453–67. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 30斯莫利KS。ERK在恶性黑色素瘤致癌行为中的关键作用？国际癌症。2003;104:527–32.[公共医学][谷歌学者] 31Jain RK、Safabakhsh N、Sckell A等。雄激素依赖性肿瘤去势后的内皮细胞死亡、血管生成和微血管功能：血管内皮生长因子的作用。美国国家科学院院刊。1998;95:10820–5. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 32Oapos；Hayre M、Salanga CL、Handel TM、Allen SJ。趋化因子与癌症：微环境中的迁移、细胞内信号传递和细胞间通讯。生物化学杂志。2008;409:635–49.[公共医学][谷歌学者] 33Addison CL、Daniel TO、Burdick MD等。CXC趋化因子受体2（CXCR2）是ELR+CXC趋细胞因子诱导的血管生成活性的假定受体。免疫学杂志。2000年；165:5269–77.[公共医学][谷歌学者] 34Moser B，Loetscher P.通过趋化因子控制淋巴细胞流量。自然免疫学。2001;2:123–8.[公共医学][谷歌学者] 35Peiper SC、Wang ZX、Neote K等。Duffy抗原/趋化因子受体（DARC）在缺乏红细胞受体的Duffy阴性个体的内皮细胞中表达。JExp医学。1995;181:1311–7. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 36Li A、Dubey S、Varney ML、Dave BJ、Singh RK。IL-8直接增强内皮细胞存活、增殖和基质金属蛋白酶的产生并调节血管生成。免疫学杂志。2003;170:3369–76.[公共医学][谷歌学者] 37Ramjeesingh R，Leung R，Siu CH.内皮细胞分泌的白细胞介素-8通过趋化因子受体CXCR1诱导黑色素瘤细胞的趋化性。美国财务会计准则委员会J。2003;17:1292–4.[公共医学][谷歌学者] 38Chuntharapai A，Kim KJ。IL-8对IL-8受体A/B表达的调节：每个受体的可能功能。免疫学杂志。1995;155:2587–94.[公共医学][谷歌学者] 39Quan JM、Martin TR、Rosenberg GB、Foster DC、Whitmore T、Goodman RB。针对IL-8受体A N末端的抗体可抑制中性粒细胞化疗。生物化学与生物物理研究委员会。1996;219:405–11.[公共医学][谷歌学者] 40Widmann C，Gibson S，Jarpe MB，Johnson GL。有丝分裂原活化蛋白激酶：从酵母到人的三激酶模块的保守性。生理学评论。1999;79:143–80.[公共医学][谷歌学者] 41庄L，李CS，Scolyer RA，等。人类黑色素瘤细胞外信号调节激酶（ERK）通路的激活。临床病理学杂志。2005;58:1163–9. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 42Chapman RW、Minnicozzi M、Celly CS等。一种新型口服活性CXCR1/2受体拮抗剂Sch527123，可在肺部炎症动物模型中抑制中性粒细胞募集、粘液生成和杯状细胞增生。药理学实验杂志。2007;322:486–93.[公共医学][谷歌学者] 43Kurdowska A、Noble JM、Grant IS、Robertson CR、Haslett C、Donnelly SC。急性呼吸窘迫综合征风险患者的抗白细胞介素-8自身抗体。重症监护医学。2002;30:2335–7.[公共医学][谷歌学者] 44Nickoloff BJ、Karabin GD、Barker JN等。银屑病患者白细胞介素-8及其诱导剂、肿瘤坏死因子-a的细胞定位。《美国病理学杂志》。1991;138:129–40. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者] 45Woods JM、Katschke KJ，Jr.、Tokuhira M等。通过IL-13基因治疗类风湿关节炎滑膜减少炎性细胞因子和前列腺素E2。免疫学杂志。2000年；165:2755–63.[公共医学][谷歌学者] 
