跳到主要内容
访问密钥 NCBI主页 MyNCBI主页 主要内容 主导航
Microsc微型肛门。作者手稿；PMC 2014年2月10日提供。
以最终编辑形式发布为：
Microsc微型肛门。2012年2月；18(1): 68–80.
2011年12月14日在线发布。 数字对象标识：10.1017/S1431927611012402
预防性维修识别码：项目经理3919655
美国国立卫生研究院：美国国立卫生研究院538942
PMID：22166617

内皮细胞-脂肪细胞相互作用刺激基底膜基质组装：对血管管重塑、成熟和稳定的影响

安珀·N·斯特拉特曼1和乔治·E·戴维斯1,2
作者信息 版权和许可信息 PMC免责声明

摘要

血管系统周围细胞外基质（ECM）的合成和沉积对血管重塑和成熟至关重要。尽管基底膜是内皮细胞（EC）下面的一个整体结构，但直到最近，还很少有研究能够了解其在这种情况下的形成。在这篇综述中，我们强调了新的数据，这些数据表明，在形态发生过程中，内皮细胞和周细胞需要共同沉积和组装血管基底膜。在仅EC培养物中，或在周细胞募集受阻的条件下，缺乏基底膜组装，血管稳定性降低（对渐进性刺激的敏感性增加），EC管宽度增加（EC-周细胞相互作用功能障碍的标志）。内皮细胞和周细胞都贡献基底膜成分，而且，这两种细胞都诱导特定成分以及识别它们的整合素的表达。EC衍生因子血小板衍生生长因子-BB（PDGF-BB）和肝素结合表皮生长因子（HB-EGF在体外和体内因此，异型内皮细胞与嗜酸细胞的相互作用在血管基底膜基质沉积中起着重要作用，这是一种关键的导管成熟事件，在糖尿病和癌症等关键疾病状态下发生改变。

关键词：血管基底膜组件、内皮细胞、周细胞、整合素、细胞外基质、血管导向隧道、层粘连蛋白、IV型胶原、纤维连接蛋白

介绍

在胚胎发育和创伤修复等后天生活过程中，在三维（3D）细胞外基质（ECM）环境中形成新的内皮细胞（EC）内衬管至关重要(Adams&Alitalo，2007年;Arroyo&Iruela-Arispe，2010年;Davis&Senger，2005年;Davis&Senger，2008年;Davis等人，2011年;Hynes，2007年;Hynes，2009年;Iruela-Arispe&Davis，2009年;Sacharidou等人，2011年;Senger&Davis，2011年). 这些管子是通过血管生成产生的从头开始新血管的形成由单个前体细胞聚集而成，和/或新生血管生成，其中新血管的萌芽发生于已有的母血管(Adams&Alitalo，2007年;Carmeliet，2005年;德雷克，2003;Risau和Flamme，1995年). 在这些EC管网络形成后，支持细胞（如周细胞和血管平滑肌细胞）沿着管壁表面招募(Bergers&Song，2005年;Betsholtz等人，2005年;Davis等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 后一步代表了控制进一步管重塑、成熟和稳定的关键事件(Benjamin等人，1999年;Benjamin等人，1998年;Bergers等人，2003年;Davis&Senger，2008年;Davis等人，2011年;Gaengel等人，2009年;Hanahan，1997年;Hellstrom等人，2001年;休斯，2008年;贾恩，2003年;桑德斯等人，2006年;斯特拉曼等人，2009年a). 在血管形态发生的早期事件中，血管系统的模式是非常动态的，并且容易随着血流的开始以及胚胎的生长而重塑(Benjamin等人，1998年;Hellstrom等人，2001年;Jain，2003年). 随着血管发育过程中持续的血流以及剪切应力和血压的增加，需要更大的血管稳定性(Iruela-Arispe&Davis，2009年;Wagensel&Mecham，2009年). 这种血管稳定性是通过内皮细胞与壁细胞的相互作用和伴随的内皮细胞重塑实现的，包括内皮细胞成分（即基底膜、间质基质和富含弹性蛋白的基质）在血管壁不同位置的沉积和交联，这取决于血管类型（即具有独特的细胞成分）(Cheng等人，1997年;Davis&Senger，2005年;Davis等人，2011年;李等，2002;Miner&Yurcenco，2004年;Senger&Davis，2011年;斯特拉曼等人，2009年a;Wagensel&Mecham，2009年;Yurcenco等人，2004年;尤尔琴科和巴顿，2009年). 促进EC管稳定的关键ECM部件之一是基底膜基质，该基底膜基质在其腔外表面上与EC层直接接触，并提供控制该层稳定性的重要信号。尽管有大量关于基底膜成分对不同细胞类型的信号传递特性的信息，但关于这些成分如何影响胚胎和出生后生命中血管形态发生和稳定的不同阶段的EC行为，仍有许多待研究。

血管基底膜基质{Davis，2005年;Senger，2011年}主要由结构成分层粘连蛋白（尤其是层粘连素411、421、511和521）组成(Cheng等人，1997年;Miner等人，1998年;Miner&Yurcenco，2004年;Scheele等人，2007年;Thypoll等人，2002年;Yurcenco等人，2004年)，IV型胶原蛋白(鲍尔森，1992;Poschl等人，2004年;施密特等人，1992年)和纤维连接蛋白(Astrof等人，2007年;Astrof&Hynes，2009年;克拉克等人，1982年;弗朗西斯等人，2002年;Hynes，2007年;Risau&Lemmon，1988年). 其他蛋白质提供桥接功能，如巢蛋白1和2(Ho等人，2008年;鲍尔森，1992;斯特拉曼等人，2009年a;Timpl等人，1983年;Timpl等人，1984年)和硫酸乙酰肝素蛋白多糖(Handler等人，1997年;鲍尔森，1992;斯特拉曼等人，2009年a;Timpl，1994年;Yurcenco等人，2004年)这有助于基膜组件的联合组装。长期以来，人们都知道内皮细胞有能力合成大部分（如果不是全部）这些蛋白质，因此通常认为基底膜组装仅通过内皮细胞进行。然而，在多种组织中，尤其是皮肤中，很明显，基底膜组装需要的不仅仅是角质形成细胞，而且角质形成层下面的胶原基质中的成纤维细胞会强烈刺激基底膜组装(Smola等人，1998年). 因此，与这些发现相类比，血管基膜组装可能需要异质性细胞-细胞接触，这是Davis和Senger最初提出的(Davis&Senger，2005年). 我们实验室最近的一组论文表明，周细胞向EC内衬管的募集在体外和体内是刺激血管基底膜基质组装所必需的{斯特拉曼，2009年;斯特拉特曼，2010年;Senger，2011年}是血管成熟和稳定的关键步骤。在这篇综述中，我们将回顾与内皮细胞和周细胞如何协同控制内皮细胞小管生成和成熟事件相关的当前概念，特别是讨论动态内皮细胞-周细胞管协同组装如何导致血管基底膜基质沉积和三维基质中管稳定的最新见解{斯特拉曼，2009年;斯特拉曼，2010年;Davis，2011年;Senger，2011年}.

三维矩阵中新型EC-ericyte管联合组装模型的开发

研究内皮细胞与脂肪细胞相互作用的分子后果的主要限制因素之一是缺乏3D矩阵模型，在该模型中，可以直接评估每个细胞对血管管形态发生和稳定的贡献。例如，多年来人们已经知道，EC-derived PDGF-BB部分有助于周细胞对内皮细胞壁的适当投资，因为PDGF-BB基因敲除小鼠的微血管周围周细胞减少了约50%(Abramsson等人，2003年;Betsholtz等人，2005年;Bjarnegard等人，2004年;Hirschi等人，1998年;Leveen等人，1994年;Lindahl等人，1997年;Lindblom等人，2003年). 然而，理解这种分子对周细胞的直接作用变得更加困难，因为这种结果可能是增殖减少、生存受损或招募减少（可能不止一种）的影响。此外，小鼠微血管中的PDGF-BB信号并没有完全损害EC管周围周细胞的存在，这一事实表明该分子可能与其他生长因子/趋化因子协同作用来控制这些事件(Iivanainen等人，2009年;Iivanainen等人，2003年;Stratman等人，2010年).

由于这些问题，我们旨在在体外在3D I型胶原基质中，内皮细胞进行管腔形成、分支和小管生成，周细胞募集，以引起长期的管稳定和基底膜沉积，从而形成内皮细胞-脂肪细胞联合模型(图1和​和2）2) (Bayless&Davis，2002年;Bayless等人，2000年;贝尔等人，2001年;Davis&Camarillo，1996年;Davis等人，2007年;Davis等人，2011年;Koh等人，2008年a;Koh等人，2009年;Koh等人，2008b;Sacharidou等人，2010年;Saunders等人，2006年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2009年b). 在我们的第一个模型中，我们使用了一个系统，该系统使用了佛波酯的添加，这是在无血清的特定条件下提高3D胶原基质中EC活力所必需的(Koh等人，2008b). 在这项研究中，我们证明周细胞能够通过阻止基质金属蛋白酶（MMP）-1-和MMP-10依赖性管退化来稳定EC衬里管(桑德斯等人，2005年)通过产生MMP抑制剂、TIMP-2（主要由内皮细胞制造）和TIMP-3（主要由周细胞制造）(桑德斯等人，2006年). 重要的是，我们开发了一种系统，使EC管不稳定且易受MMP依赖性管退化的影响，周细胞的存在阻止了EC管退化，因为周细胞对TIMP-2和TIMP-3的产生和MMP抑制活性产生影响，两者共同促进管稳定(桑德斯等人，2006年).

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f1.jpg
三维基质中控制EC小管生成、周细胞募集和管稳定的分子机制

（A） 该示意图描述了MT1-MMP蛋白水解、EC管腔信号复合体和信号转导级联在促进早期EC形态发生事件（包括管腔形成和血管导向通道形成）中的作用。周细胞通过EC衍生的PDGF-BB和HB-EGF在这些发育中的试管中募集，导致血管基底膜沉积，影响试管的成熟和稳定。内皮细胞与脂肪细胞的相互作用选择性地导致基底膜蛋白合成增加、沉积和整合素上调，整合素识别这种新沉积的内皮细胞。这张图像是一张电子显微照片，显示了内皮细胞管的聚集和血管基底膜的发育，血管基底膜沉积在3D矩阵中的两种细胞类型之间（箭头所示）。巴等于0.5μm。（B） 将内皮细胞和周细胞接种在I型胶原基质中，并允许其在5天内聚集。所示图像描述了组装过程中的不同步骤：（左）血管导向隧道的生成和存在（红色：I型胶原基质，绿色：GFP-周细胞）；（中央）周细胞向EC衬里管的募集（红色：CD31，绿色：GFP周细胞）；（右）血管基底膜的沉积（红色：层粘连蛋白，绿色：GFP周细胞）。Bar等于25μm。

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f2.jpg
在特定无血清条件下体外培养内皮细胞小管生成和内皮细胞-卵母细胞管聚集模型的建立

（A） 在I型胶原基质中建立了内皮细胞聚集模型，周细胞在三到五天的时间内招募到发育中的内皮细胞管。这两个细胞作为单个细胞随机接种，随着时间的推移，内皮细胞空泡化、腔化并连接成血管网络；周细胞随后补充到这些血管中，以促进成熟和长期稳定事件。图像显示了这种组装过程，内皮细胞用红色的抗CD31抗体进行免疫标记，周细胞稳定表达GFP。Bar等于10μm。（B/C）使用一系列三种造血细胞因子（SCF、SDF-1α和IL-3）进行3D分析系统，以促进小管生成。显示培养第3天观察到的形态发生表型的图像和量化。Bar等于25μm。

我们的实验室最近在无血清的规定条件下开发了第二个系统，该系统不需要添加佛波酯(Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a). 在这个新系统中，造血干细胞细胞因子、干细胞因子（SCF）、白细胞介素-3（IL-3）和基质衍生因子1-α（SDF-1α）被联合添加，以支持在3D胶原基质中周细胞缺失或存在的情况下管的形成(图1B,2B、C) (Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a). 周细胞在几天内显著地募集到发育中的管中，一旦它们到达管表面，我们就证明它们沿着管表面迁移(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 当周细胞存在时，由于血管基膜组装在EC管的表面上，血管管径会变窄。此外，EC管在这些条件下广泛形成并稳定培养数周。令人感兴趣的是，通过用血管内皮生长因子（VEGF-A）和成纤维细胞生长因子（FGF-2）启动内皮细胞，SCF、IL-3和SDF-1α支持血管管形态发生的功效显著增强(Stratman等人，2011年). VEGF和FGF-2启动步骤是通过上调c-Kit、IL-3受体α和CXCR4来实现的，这些受体分别代表SCF、IL-3和SDF-1α的受体(Stratman等人，2011年). 通过在该模型中进行一系列操作，如使用化学抑制剂、阻断抗体和siRNA技术，我们能够快速评估内皮细胞和周细胞在血管组装过程中各自的作用(Koh等人，2008b;桑德斯等人，2006年;Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 此外，可以进行实时视频分析，以确定不同分子和处理在管子组装过程的任何给定阶段的影响(Koh等人，2008b).在这项工作中，我们使用了两种来源的周细胞，它们都来自神经组织，或者来自牛视网膜(桑德斯等人，2006年;斯特拉曼等人，2009年a)或人脑{斯特拉曼，2010年 }. 在每种情况下，细胞看起来完全一致，并表达已知的周细胞标记物，如NG2蛋白聚糖和PDGFRβ。我们还使用慢病毒基因转移，用绿色荧光蛋白（GFP）标记牛和人周细胞，以促进我们在形态发生过程中成像的能力{斯特拉曼，2009年 斯特拉曼，2010年 }. 许多研究报告称，来自不同来源的成纤维细胞似乎分化为周细胞样细胞{Hirschi，1998年 }此外，据报道，它们支持血管形态发生和成熟事件{礼来，2009#100；}。我们实验室未发表的研究表明，在我们定义的无血清条件下，人类皮肤成纤维细胞几乎不支持EC管的形成和成熟，也不支持周细胞。此外，人类血管平滑肌细胞（主动脉和冠状动脉）也不支持导管的形成和成熟。因此，使用我们的实验范式，周细胞在这种能力方面具有非常独特的特征。

使用这些实验策略，我们旨在解决三个主要问题：；1） 内皮细胞与嗜酸细胞相互作用对试管稳定性的分子影响(桑德斯等人，2006年;Stratman等人，2009a;Stratman等人，2010年); 2） 内皮管周细胞募集是如何调节的(Stratman等人，2010年); 以及3）当周细胞募集到发育中的EC管被阻止时，会发生什么分子变化(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 在这篇综述中，我们通过证明内皮细胞和周细胞在内皮细胞衬里管和血管基底膜基质的形成和维持中的作用来解决这些问题。

血管导向隧道为内皮细胞导管的组装提供了基质模板

最近，通过一系列论文证明，内皮细胞需要细胞表面锚定蛋白酶（特别是MT1-MMP或MMP14）在3D内皮细胞环境中进行管腔形成和小管生成(图1A、B) (Chun等人，2004年;Davis等人，2007年;Davis等人，2011年;Lafleur等人，2002年;Sacharidou等人，2010年;桑德斯等人，2006年;Stratman等人，2009年b). 这种蛋白酶允许EC以局部方式消化周围的胶原蛋白，在基质中形成一系列物理空位，我们称之为血管引导通道(Stratman等人，2009年b). 很明显，EC管腔和导管的形成形成了血管导向通道，当管腔没有形成时，通道空间就没有形成(Sacharidou等人，2010年;Stratman等人，2009年b). 通过使用siRNAs抑制MT1-MMP的表达，导致阻断EC管腔和导管的形成以及血管导向隧道的形成，而MT1-MMP的表达增加（使用病毒载体）导致EC管腔及血管导向隧道形成增加(Sacharidou等人，2010年;桑德斯等人，2006年;Stratman等人，2009年b). 有趣的是，在血管形成和重塑过程中，内皮细胞在任何给定时刻所产生的血管导向隧道数量似乎是其所占数量的两倍(Stratman等人，2009年b). 实时视频分析显示，这些空间在基质中保持开放，允许EC运动和管重塑，以及管塌陷后管再生(Stratman等人，2009年b). 虽然血管导向隧道的形成需要MT1-MMP，但一旦隧道形成，隧道空间内的EC和管网络能够以MMP依赖的方式在3D矩阵中移动(Stratman等人，2009年b). 因此，血管导向隧道在3D矩阵中代表了一系列ECM导管，这些导管控制着在血管形态发生事件期间在整个矩阵中生成的小管生成和血管模式(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2009年b).

重要的是，血管管成熟较晚的事件取决于血管引导通道。使用我们的新型内皮细胞-嗜酸细胞共培养系统，我们已经证明周细胞在血管引导隧道内沿着其胚芽表面被招募到内皮细胞-内衬管中(Stratman等人，2009a). 因此，周细胞与排列在管壁上的内皮细胞直接并列，两个细胞之间没有初始基质，但这两个细胞都存在于血管导向通道空间内(图1B) (斯特拉曼等人，2009年a). 因此，内皮细胞和周细胞聚集在一起，使它们在这些空间内直接接触，从而允许通过相互作用的对应物对每个细胞进行直接和间接的调节。对这些事件的实时视频分析揭示了两种细胞类型在肾小管生成和成熟过程中的高度活动性(Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 沿EC管基底表面观察到的周细胞运动发生在预先定义的血管引导通道空间内。如上所述，内皮细胞一旦周细胞进入隧道，它们也能够以MMP无关的方式在这些空间内迁移(斯特拉曼等人，2009年a). 此外，周细胞沿着血管壁聚集时，会被诱导产生TIMP-3，这是一种内源性MMP抑制剂，通过抑制MT1-MMP来抑制EC管的进一步形态发生和萌发事件(桑德斯等人，2006年). 此外，pericyte-derived TIMP-3保护EC试管免受MMP-1和MMP-10依赖性试管退化反应的影响(桑德斯等人，2006年). 有趣的是，这项工作还确定了EC衍生TIMP-2在这一过程中的作用(桑德斯等人，2006年). 因此，EC-周细胞相互作用导致TIMP-2和TIMP-3参与控制血管管稳定(桑德斯等人，2006年). 有趣的是，其他研究揭示了TIMP-2以不依赖于其抑制MMPs能力的方式抑制血管生成的能力。相反，TIMP-2与α3β1整合素结合，导致促血管生成受体酪氨酸激酶（如VEGFR2）的Shp-1活化和去磷酸化。如下文所述，由于α3β1整合素能够结合基底膜中的血管层粘连蛋白亚型，因此在内皮细胞-胚泡管联合组装期间，它变得非常重要，并且非常有趣的是，TIMP-2在这些事件中也与该整合素相互作用。总的来说，这些研究侧重于控制周细胞募集如何导致试管稳定的新机制，而这一过程以前还不太清楚。

周细胞募集诱导血管基底膜在三维基质中发育的内皮细胞管周围组装

我们进一步确定了周细胞和内皮细胞-周细胞相互作用的新功能，以控制血管基底膜基质组装的关键过程(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 这些研究表明，在三维细胞外基质中，内皮细胞和周细胞在血管管的形态发生、成熟和稳定过程中需要共同组装和维持血管基底膜基质(图3) (斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 这项工作集中于以下关键的基底膜结构和交联蛋白：层粘连蛋白、纤维粘连蛋白，IV型胶原，造巢原1/2和珍珠糖。通过使用无洗涤剂免疫染色方案，仅检测细胞外ECM中沉积的蛋白质，结果表明，在仅EC或仅周细胞培养物中，这些基底膜蛋白质几乎没有沉积(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 我们进一步证明，这两种细胞类型都是血管基底膜基质沉积的重要共同贡献者。相反，当内皮细胞和周细胞共同培养时，这些相同分子在内皮细胞管的胚泡表面的胞外沉积显著增加(图3) (斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 同样的现象也是如此体内此外，鹌鹑血管基底膜的出现与发育中的微血管管周围周细胞的到来直接相关(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 在所有情况下，基底膜的沉积会导致血管直径和图案化的限制，而基底膜组装、适当的EC-周细胞相互作用或细胞-基质通讯（通过阻断整合素）的破坏会导致血管生长不受调节和图案化错误，包括血管宽度增加(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年).

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f3.jpg
内皮细胞与脂肪细胞的相互作用通过血管基底膜的沉积促进管重塑、成熟和稳定

在3D胶原基质中建立5天的EC与EC-白桦细胞共培养。使用无洗涤剂染色方案进行免疫染色分析，仅识别EC和EC-胞外细胞共培养物的细胞外蛋白。血管基底膜基质组装显示，只有在共培养条件下，指示的基底膜蛋白才会在细胞外沉积。周细胞被GFP标记，而所示的各种基底膜蛋白被免疫标记为红色。Bar等于25μm。

识别基质蛋白的主要细胞表面受体是整合素。整合素通过α和β受体亚单位的二聚化发挥作用，允许从细胞表面以外-内和内-外的方式传递信号级联(Davis&Senger，2005年;Hynes，2007年;Somanath等人，2009年). 在内皮细胞中，主要的α链整合素亚基包括与β1亚基配对的α1-6（由内皮细胞可变表达的α4除外）和与β1、β3或β5配对的αV(Davis&Senger，2005年;Hynes，2007年;斯特拉曼等人，2009年a;Stupack&Cheresh，2004年). 每个α/β整合素亚基配对对差异基质成分具有特异性，α1和α2主要是胶原受体，α5和αV是纤维连接蛋白受体，α3和α6（以及部分α1）是层粘连蛋白受体(Hynes，2007年). 植入I型胶原凝胶中的内皮细胞，例如在我们的3D分析中，依赖α2β1整合素进行小管生成(Davis&Camarillo，1996年;Sacharidou等人，2010年;斯特拉曼等人，2009年a). 然而，随着基底膜开始在管周围聚集（周细胞存在并向管内募集时），内皮细胞失去对α2（I型胶原受体）的依赖，转而依赖其他α链整合素，主要是α5、α3、α6和α1（识别基底膜成分），以维持管的稳定性，限制EC血管宽度并与新组装的基底膜基质相互作用(图1) (斯特拉曼等人，2009年a). 重要的是，这种新的整合素依赖性仅在内皮细胞和周细胞共同培养时发生，而在仅培养内皮细胞时不会发生(斯特拉曼等人，2009年a). 因此，我们证明周细胞需要与内皮细胞一起工作才能正确组装血管基底膜，并且在构建和重塑基底膜的同时，在血管形态发生和成熟的过程中，这两种细胞类型都识别并响应这种基质（如对识别这种新ECM的新整合素链的需求和对识别I型胶原的整合素需求的丧失所证明的那样(图1和​和3）三) (斯特拉曼等人，2009年a).

为了了解内皮细胞和周细胞组装基底膜的共同需求，进行了一系列额外的研究，以确定每个关键基底膜基质分子、IV型胶原链、层粘连蛋白亚型链、纤维连接蛋白、巢蛋白1/2和珍珠糖的调控模式，在单独的EC或周细胞中的mRNA水平，而在共同培养中的每个细胞单独。通过开展这些研究，三个主要结论显而易见：；1） 在没有共培养设置的情况下，大多数基底膜基因的mRNA转录水平在5天的时间过程中下降，以及它们相关的整合素链在仅EC和仅周细胞培养中的表达水平；2） 内皮细胞和周细胞都能够贡献基底膜的成分(斯特拉曼等人，2009年a); 和3）内皮细胞与脂肪细胞的相互作用显著增加了层粘连蛋白α5和β2链的表达，这是形成层粘连素511和521所必需的，层粘连蛋白质511和52可以自我组装到基底膜中(Miner&Yurcenco，2004年;Yurcenco等人，2004年)以及其他结构成分，如纤维连接蛋白和胶原IVα1链，以及架桥分子，如巢蛋白1和珍珠糖(斯特拉曼等人，2009年a). 基因表达的这些变化描述了在异型细胞与细胞相互作用下游观察到的分子后果，例如在血管管联合组装过程中，相互作用的内皮细胞和周细胞之间的分子结果，并开始阐明周细胞在支持管长期稳定中的作用。

我们还观察到，周细胞衍生的TIMP-3在稳定新沉积的血管基底膜方面发挥了关键作用。TIMP-3的siRNA抑制尤其导致IV型胶原组装和/或稳定性显著降低(斯特拉曼等人，2009年a). 有趣的是，当周细胞TIMP-3表达受到抑制时，EC管明显变宽(斯特拉曼等人，2009年a). 因此，内皮细胞与脂肪细胞的相互作用不仅控制基底膜成分的合成和沉积，而且通过抑制蛋白水解促进基质的稳定性。

PDGF-BB和HB-EGF调节周细胞向EC内衬管的募集，以诱导血管基底膜沉积和管稳定性

由于内皮细胞-嗜酸细胞异型相互作用的关键性质是基底膜沉积和管稳定所必需的，我们试图了解在3D矩阵中定义的无血清条件下控制周细胞定向募集到内皮细胞管的信号。如前所述，已经做了大量工作来了解PDGF-BB在血管壁细胞投资中的作用(Gaengel等人，2009年;Stratman等人，2010年). 通过使用基因敲除小鼠显示，EC-derived PDGF-BB的丢失导致微血管床周细胞覆盖率降低(Abramsson等人，2003年;Bjarnegard等人，2004年;Lindblom等人，2003年). 在最近的研究中，EGF家族成员似乎在影响周细胞对血管系统的投资方面起着类似的作用(Iivanainen等人，2009年;Iivanainen等人，2003年;Stratman等人，2010年;Weskamp等人，2010年). 需要对这些生长因子控制血管壁细胞投资的机制进行更详细的研究。

基于上述信息，我们旨在了解PDGF亚型和EGF家族分子，无论是单独还是联合，在血管发育、导管成熟和血管稳定过程中，在周细胞运动、增殖和募集的分子控制中的功能作用(Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a). 在这些事件中使用周细胞核追踪分析（在3D矩阵中实时评估核GFP标记周细胞的周细胞运动），我们确定周细胞本身无法在3D矩阵内迁移或增殖(Stratman等人，2010年). 与之形成鲜明对比的是，在有内皮细胞存在且与内皮细胞小管生成一致的情况下，周细胞运动和增殖明显(图4A) (Stratman等人，2010年). 我们还确定EC衍生的PDGF-BB和HB-EGF都是EC在这些事件中产生的主要生长因子，因此我们进行了实验以解决它们的特定作用(Stratman等人，2010年). 一种组合方法，利用对PDGF-BB或HB-EGF特异性的中和试剂（即阻断抗体和可溶性受体陷阱）和对周细胞中这些配体的关键受体（即PDGFRβ、EGFR和ErbB4）的siRNA抑制，被用来证明这些关键配体来源于内皮细胞并作用于周细胞，以引导其向发育中的输卵管募集(图4B) (Stratman等人，2010年). 在周细胞无法对这些配体作出反应的情况下（即同时对两种配体使用中和抗体/受体陷阱或siRNA抑制受体），其在3D基质中的运动能力会受到显著影响，表现为平均细胞速度降低，平均总移动距离和距原点的平均距离(图4B). 除了这种运动性降低外，周细胞增殖和周细胞向EC管的募集也显著减少(图4B) (Stratman等人，2010年). 从这些数据中获得在体外，PDGF-BB和HB-EGF协同工作以控制这些过程，因为单独抑制任一配体的治疗不会引起联合治疗的最大效果(Stratman等人，2010年).

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f4.jpg
内皮细胞衍生的PDGF-BB和HB-EGF需要在三维基质中的内皮细胞-球囊管组装期间诱导周细胞运动和增殖

（A） 将核GFP周细胞接种在有无内皮细胞的三维胶原基质中，并在3天内追踪其运动。周细胞的核追踪图像揭示了内皮细胞促进周细胞运动的需求。此外，PDGF-BB和HB-EGF的联合抑制导致3D基质中周细胞运动的显著抑制。（B） 在存在EC、不存在EC或PDGF-BB和HB-EGF被抑制的EC-脂肪细胞共培养物中，周细胞的核追踪定量表明，PDGF-BB和HB-EGF的组合需要刺激EC在3D胶原基质中的运动和增殖。

为了进一步支持这些数据体内利用鹌鹑血管发育模型，研究PDGF-BB和HB-EGF信号在这些过程中的联合影响。在周细胞募集的发育时间点，用EGFR（即Iressa）和PDGFRβ（即Imatinib）的化学抑制剂或PDGF-BB和HB-EGF的中和抗体治疗鹌鹑胚胎后，我们证明，与对照组或个别治疗条件相比，联合破坏这两种配体会导致与EC管相关的周细胞数量急剧减少(图5A、B) (Stratman等人，2010年). 与这些征募缺陷相关的是EC管宽度的增加、EC分支点数量的减少以及整个胚胎中存在的渗漏、出血血管，这高度暗示了血管重塑不当和不稳定(图5A、C) (Stratman等人，2010年). 重要的是，发现EC管宽度增加，周细胞向EC血管募集的减少体内与中获得的数据完全一致在体外模型。

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f5.jpg
鹌鹑血管形态发生过程中PDGF-BB和HB-EGF直接周细胞募集到内皮细胞管

（A） ECs（QH1-绿色）与相关周细胞区（PDGFRβ-红色）重叠的图像显示，在鹌鹑胚胎用PDGFR？（伊马替尼）和EGFR（艾瑞莎）的化学抑制剂处理的情况下，缺乏与EC管相关的周细胞。Bar等于15μm。（B） 对照组与PDGF-BB/HB-EGF双重抑制治疗条件（两种抗体均以50μg/ml添加）下非相关周细胞数量的量化。在发育第6天，与对照组相比，抑制周细胞PDGF-BB和HB-EGF活性的治疗导致非相关周细胞数量增加。（C） 对照组与治疗组胚胎的图像显示，周细胞募集受损的胚胎中颅内血管出血表型的发生率增加。

特别令人感兴趣的是是否阻断周细胞向EC管的募集体内（即使用PDGF-BB/HB-EGF中和抗体或对其受体的化学抑制剂）导致发育中的血管系统中的血管基底膜基质组装的缺陷。数据同时生成在体外和体内表明在缺乏直接的内皮细胞-脂肪细胞相互作用的情况下，基底膜蛋白沉积受到显著抑制(图6) (Stratman等人，2010年). 这些数据表明，这两种细胞类型之间的物理相互作用强烈地促进了基底膜的形成，而周围组织中周细胞的存在不足以控制这一过程(Stratman等人，2011年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 这些物理相互作用可能是ECM蛋白质（如纤维连接蛋白）组装所必需的，已知这需要对这些分子施加机械张力，以暴露促进基质组装反应所必需的纤维连连接蛋白-纤维连接蛋白相互作用的基质隐秘位点(沃格尔，2006年;钟等，1998). 此外，我们的数据表明，在缺乏纤维连接蛋白装配的情况下，IV型胶原装配会同时丢失，EC血管宽度会增加（这是EC细胞功能障碍的一致标志）(斯特拉曼等人，2009年a). 在这两种情况下都注意到EC血管宽度的增加在体外文化设置和体内鹌鹑血管系统和纤维连接蛋白基因敲除小鼠(Astrof等人，2007年;George等人，1997年;斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年).

保存图片、插图等的外部文件。对象名为nihms538942f6.jpg
体外和体内，内皮细胞与脂肪细胞的相互作用显著刺激3D基质中基底膜的沉积和组装

（A） 纤维连接蛋白免疫染色强度水平的量化显示，在EC-pericyte相互作用受到干扰的情况下（即伊马替尼/伊雷莎），在胚胎第6天，发育鹌鹑EC-lined管周围的纤维连接到蛋白沉积量显著减少。（B） 这一表型的图像显示在血管系统（QH1-绿色）与纤维结合蛋白沉积（红色）的叠加图像中，对照组与周细胞募集明显受到抑制的治疗条件下。Bar等于25μm。（C） 显示IV型胶原或纤维连接蛋白染色（红色）与GFP周细胞的图像显示，当周细胞募集受阻时，治疗条件下缺乏沉积。该表型的强度映射也包括显示对照组与治疗组EC管周围沉积的IV型胶原的定位增加。

功能失调的内皮细胞-内皮细胞相互作用在疾病发病机制中的作用

我们的新发现表明，基底膜组装需要细胞间的相互作用，这表明此过程中的异常导致血管完整性降低，可能是糖尿病和癌症等疾病的重要致病特征（在这些疾病中观察到细胞间的异常相互作用）(Baluk等人，2005年;Baluk等人，2003年;Bergers等人，2003年;Carmeliet，2005年;Hammes等人，2002年;Hammes等人，2004年;Hellstrom等人，2001年;Morikawa等人，2002年). 在糖尿病的情况下，非灌注EC血管异常增加，固有血管内周细胞急剧减少，新生血管在血管生成反应期间缺乏募集(哈姆斯，2005;Hammes等人，2002年;Hammes等人，2004年;Hellstrom等人，2001年). 在这些情况下，我们最近的数据表明，EC-周细胞相互作用是诱导基底膜蛋白沉积所必需的，这表明异常的血管基底膜（即基底膜破裂或减少）存在于这些血管中，导致潜在的血管通透性增加和EC管稳定性降低(斯特拉曼等人，2009年a;Stratman等人，2010年). 这些表型可能导致受影响区域的营养物质输送和灌注减少，以及潜在的长期组织损伤（组织修复能力降低），这是与糖尿病相关的常见缺陷。这些相同的概念也适用于肿瘤微环境中新形成的血管系统，它控制着恶性肿瘤的发展和进展。总的来说，已知这些血管的周细胞数量较少，并且沿着这些血管存在异常的异型细胞-细胞相互作用(Baluk等人，2005年;Bergers等人，2003年;Morikawa等人，2002年;Sennino等人，2007年). 由于已知这些血管渗漏，血管通透性显著增加，因此数据与肿瘤血管周围的血管基底膜高度异常的可能性一致。很明显，进一步了解血管基底膜如何形成和维持（在正常与疾病条件下）的功能作用和分子细节，以及这与EC管成熟和稳定事件的关系，是未来研究的一个重要问题。

结论

在这篇综述中，我们描述了新的发现，这些发现表明血管基底膜组装是由三维细胞外基质中EC-周细胞相互作用控制的。这一过程发生在EC小管发生后，导致血管导向隧道形成（通过MT1-MMP依赖性蛋白水解生成的3D基质中的无基质物理空间）以及PDGF-BB和HB-EGF的产生，它们是将周细胞导向EC管的胚泡表面和血管导向隧道空间的关键EC衍生因子在体外和体内周细胞沿管壁表面的运动刺激内皮细胞和周细胞沉积基底膜基质蛋白，以促进管成熟和稳定事件。内皮细胞管周细胞募集被证明是血管基底膜组装所必需的在体外和体内.内皮细胞与脂肪细胞的相互作用选择性地诱导基底膜成分以及整合素，如α5β1、α6β1、β3β1和α1β1，它们识别这个新沉积的基质。因此，异型EC和周细胞相互作用通过影响基底膜基质合成、重塑ECM的沉积、通过差异整合素表达识别ECM、，通过表达TIMP-2和TIMP-3保护基底膜基质，通过抑制MMPs阻止蛋白水解和进一步的管形态发生以及管退化机制。

如上所述，最近已经取得了相当大的进展，阐明了内皮细胞与嗜酸细胞的相互作用是如何导致试管成熟和稳定的，但显然需要更多的工作来进一步了解这些过程。在未来的工作中需要强调的一个领域是生长因子和细胞因子介导的信号传递如何与血管基底膜介导的信息传递相结合。生长因子和ECM受体之间的协同作用是这些事件的一个关键方面，但需要更详细地研究这些信号所必需的特定分子相互作用。有趣的是，特定的生长因子对不同的基底膜成分具有选择性亲和力，因此这可能是一个需要进一步探索的关键领域。此外，这种共信号如何影响管成熟所需的其他关键EC事件，如EC-EC连接形成和稳定性以及EC流反应性，对于我们理解这些过程至关重要。最后，本综述中讨论的进展对我们理解疾病状态的潜在发病机制具有重要意义，已知在疾病状态下会发生EC-脂肪细胞相互作用异常（例如糖尿病和癌症）。此外，这些见解可能会带来新的治疗可能性。

致谢

这项工作得到了NIH向GED拨款HL59373、HL79460、HL87308和HL105606的支持。

工具书类

  • Abramsson A、Lindblom P、Betsholtz C.PDGF-B的内皮和非内皮来源调节周细胞募集并影响肿瘤中血管模式的形成。临床投资杂志。2003;112(8):1142–51. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Adams RH，Alitalo K。血管生成和淋巴管生成的分子调控。Nat Rev Mol细胞生物学。2007;8(6):464–78.[公共医学][谷歌学者]
  • Arroyo AG，Iruela-Arispe ML。细胞外基质、炎症和血管生成反应。心血管研究。2010;86（2） ：226–35。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Astrof S、Crowley D、Hynes RO。纤维连接蛋白交替拼接片段缺失导致的多发性心血管缺陷。开发生物学。2007;311(1):11–24. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Astrof S，Hynes RO。血管形态发生中的纤维连接蛋白。血管生成。2009;12(2):165–75. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Baluk P，Hashizume H，McDonald DM。血管细胞异常是癌症的靶点。当前操作基因开发。2005;15(1):102–11.[公共医学][谷歌学者]
  • Baluk P、Morikawa S、Haskell A、Mancuso M、McDonald DM。血管基底膜异常和肿瘤中的内皮芽。《美国病理学杂志》。2003;163(5):1801–15. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Bayless KJ，Davis GE。Cdc42和Rac1 GTPases是三维细胞外基质中毛细血管管腔形成所必需的。细胞科学杂志。2002;115（第6部分）：1123–36。[公共医学][谷歌学者]
  • Bayless KJ，Salazar R，Davis GE。三维纤维蛋白基质中内皮细胞形态发生期间观察到的RGD依赖性空泡化和管腔形成涉及α（v）β（3）和α（5）β（1）整合素。《美国病理学杂志》。2000;156(5):1673–83. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Bell SE、Mavila A、Salazar R、Bayless KJ、Kanagala S、Maxwell SA、Davis GE。三维胶原基质中毛细血管形态发生期间的差异基因表达：参与基底膜基质组装、细胞周期进展、细胞分化和G蛋白信号传导的基因的调控表达。细胞科学杂志。2001;114（第15部分）：2755–73。[公共医学][谷歌学者]
  • Benjamin LE，Golijanin D，Itin A，Pode D，Keshet E。血管内皮生长因子退出后，对已确诊人类肿瘤中未成熟血管的选择性消融。临床投资杂志。1999;103（2） ：159–65。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Benjamin LE，Hemo I，Keshet E.血管重塑的可塑性窗口由预制内皮网络的周细胞覆盖率定义，并由PDGF-B和VEGF调节。发展。1998;125(9):1591–8.[公共医学][谷歌学者]
  • Bergers G，Song S.周细胞在血管形成和维持中的作用。神经肿瘤学。2005;7(4):452–64. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Bergers G，Song S，Meyer-Morse N，Bergsland E，Hanahan D.使用激酶抑制剂靶向肿瘤血管周细胞和内皮细胞的益处。临床投资杂志。2003;111(9):1287–95. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Betsholtz C，Lindblom P，Gerhardt H。周细胞在血管形态发生中的作用。示例。2005;94:115–25.[公共医学][谷歌学者]
  • Bjarnegard M、Enge M、Norlin J、Gustafsdottir S、Fredriksson S、Abramsson A、Takemoto M、Gustaffson E、Fassler R、Betsholtz C。PDGFB的内皮特异性消融导致周细胞丢失以及肾小球、心脏和胎盘异常。发展。2004;131(8):1847–57.[公共医学][谷歌学者]
  • Carmeliet P.生命、疾病和医学中的血管生成。自然。2005;438(7070):932–6.[公共医学][谷歌学者]
  • Cheng YS、Champoud MF、Burgeson RE、Marinkovich MP、Yurcenco PD。层粘连蛋白亚型的自组装。生物化学杂志。1997;272(50):31525–32.[公共医学][谷歌学者]
  • Chun TH、Sabeh F、Ota I、Murphy H、McDonagh KT、Holmbeck K、Birkedal-Hansen H、Allen ED、Weiss SJ。三维细胞外基质范围内MT1-MMP依赖性新生血管的形成。细胞生物学杂志。2004;167(4):757–67. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Clark RA、DellaPelle P、Manseau E、Lanigan JM、Dvorak HF、Colvin RB。在伤口愈合过程中，血管纤维连接蛋白随着内皮细胞增殖和毛细血管内长增加而增加。《皮肤病学杂志》。1982;79(5):269–76.[公共医学][谷歌学者]
  • Davis GE，卡马里洛CW。α2β1整合素依赖的松果体机制涉及细胞内空泡形成和合并，调节三维胶原基质中毛细血管管腔和管的形成。实验细胞研究。1996;224(1):39–51.[公共医学][谷歌学者]
  • Davis GE，Koh W，Stratman AN。三维细胞外基质中控制人内皮管腔形成和管组装的机制。今天的出生缺陷研究C胚胎。2007;81(4):270–85.[公共医学][谷歌学者]
  • Davis GE，Senger DR。内皮细胞外基质：血管形态发生和新生血管稳定期间的生物合成、重塑和功能。圆形Res。2005;97(11):1093–107.[公共医学][谷歌学者]
  • Davis GE，Senger DR。细胞外基质介导血管形态发生和退化之间的分子平衡。当前操作血液。2008;15(3):197–203.[公共医学][谷歌学者]
  • Davis GE，Stratman AN，Sacharidou A，Koh W.血管生成和血管生成发芽期间内皮管腔形成和小管生成的分子基础。Int-Rev细胞分子生物学。2011;288:101–65. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • 德雷克·希杰。胚胎和成人血管生成。今天的出生缺陷研究C胚胎。2003;69（1） ：73–82。[公共医学][谷歌学者]
  • Francis SE、Goh KL、Hodivala-Dilke K、Bader BL、Stark M、Davidson D、Hynes RO。α5beta1整合素和纤维连接蛋白在小鼠胚胎和类胚体血管发育中的中心作用。动脉硬化血栓血管生物学。2002;22(6):927–33.[公共医学][谷歌学者]
  • Gaengel K，Genove G，Armulik A，Betsholtz C.血管发育和血管生成中的内皮细胞信号传导。动脉硬化血栓血管生物学。2009;29(5):630–8.[公共医学][谷歌学者]
  • George EL、Baldwin HS、Hynes RO。纤维连接蛋白对于心脏和血管形态发生至关重要，但对于前体细胞的初始规范来说是不可或缺的。鲜血。1997;90(8):3073–81.[公共医学][谷歌学者]
  • 哈姆斯·惠普。周细胞与糖尿病视网膜病变的发病机制。Horm Metab研究。2005;37（补充1）：39–43。[公共医学][谷歌学者]
  • Hammes HP，Lin J，Renner O，Shani M，Lundqvist A，Betsholtz C，Brownlee M，Deutsch U.周细胞与糖尿病视网膜病变的发病机制。糖尿病。2002;51(10):3107–12.[公共医学][谷歌学者]
  • Hammes HP、Lin J、Wagner P、Feng Y、Vom Hagen F、Krzizok T、Renner O、Breier G、Brownlee M、Deutsch U。血管生成素-2导致正常视网膜周细胞脱落：参与糖尿病视网膜病变的证据。糖尿病。2004;53(4):1104–10.[公共医学][谷歌学者]
  • Hanahan D.血管形态发生和维持的信号。科学。1997;277(5322):48–50.[公共医学][谷歌学者]
  • Handler M，Yurcenco PD，Iozzo RV公司。小鼠胚胎发生期间珍珠糖的发育表达。开发动态。1997;210（2） ：130–45。[公共医学][谷歌学者]
  • Hellstrom M、Gerhardt H、Kalen M、Li X、Eriksson U、Wolburg H、Betsholtz C。周细胞缺乏会导致内皮细胞增生和异常血管形态发生。细胞生物学杂志。2001;153(3):543–53. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Hirschi KK、Rohovsky SAD、Amore PA。PDGF、TGF-β和异型细胞-细胞相互作用介导内皮细胞诱导的10T1/2细胞的募集及其向平滑肌命运的分化。细胞生物学杂志。1998;141(3):805–14. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Ho MS、Bose K、Mokkapati S、Nischt R、Smyth N.Nidogens-细胞外基质连接分子。Microsc Res技术。2008;71(5):387–95.[公共医学][谷歌学者]
  • Hughes CC。血管生成中的内皮-基质相互作用。当前操作血液。2008;15(3):204–9. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Hynes RO。血管发育中的细胞基质粘附。血栓止血杂志。2007;5（补充1）：32–40。[公共医学][谷歌学者]
  • Hynes RO.细胞外基质：不仅仅是漂亮的纤维。科学。2009;326(5957):1216–9. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Iivanainen E、Lauttia S、Zhang N、Tvorogov D、Kulmala J、Grenman R、Salven P、Elenius K。表皮生长因子受体抑制剂吉非替尼抑制周细胞和骨髓源性血管周细胞向肿瘤血管的募集。微血管研究。2009;78(3):278–85.[公共医学][谷歌学者]
  • Iivanainen E、Nelimarkka L、Elenius V、Heikkinen SM、Junttila TT、Sihombing L、Sundavall M、Maatta JA、Laine VJ、Yla-Herttuala S、Higashiyama S、Alitalo K、Elenios K。血管生成素通过内皮衍生肝素结合EGF-like生长因子调节血管平滑肌细胞的募集。法赛布·J。2003;17(12):1609–21.[公共医学][谷歌学者]
  • Iruela-Arispe ML，Davis GE。血管管腔形成的细胞和分子机制。开发单元。2009;16(2):222–31. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Jain RK。血管成熟的分子调控。自然医学。2003;9(6):685–93.[公共医学][谷歌学者]
  • Koh W、Mahan RD、Davis GE。Cdc42和Rac1介导的内皮管腔形成需要Pak2、Pak4和Par3以及PKC依赖性信号。细胞科学杂志。2008年a；121（第7部分）：989–1001。[公共医学][谷歌学者]
  • Koh W、Sachidanandam K、Stratman AN、Sacharidou A、Mayo AM、Murphy EA、Cheresh DA、Davis GE。内皮管腔的形成需要协调的PKC{ε}-Cdc42激活下游的Src、Pak和Raf-kinase依赖性信号级联。细胞科学杂志。2009;122（第11部分）：1812–22。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Koh W，Stratman AN，Sacharidou A，Davis GE。血管生成和血管生成过程中内皮管腔形成的体外三维胶原基质模型。方法酶制剂。2008年b；443:83–101.[公共医学][谷歌学者]
  • Lafleur MA、Handsley MM、Knauper V、Murphy G、Edwards DR。纤维蛋白凝胶内的内皮小管生成特别需要膜型基质金属蛋白酶（MT-MMP）的活性细胞科学杂志。2002;115（第17部分）：3427–38。[公共医学][谷歌学者]
  • Leveen P、Pekny M、Gebre-Medhin S、Swolin B、Larsson E、Betsholtz C。缺乏PDGF B的小鼠表现出肾脏、心血管和血液学异常。基因发育。1994;8(16):1875–87.[公共医学][谷歌学者]
  • Li S，Harrison D，Carbonetto S，Fassler R，Smyth N，Edgar D，Yurcenco PD。层粘连蛋白及其受体在胚胎干细胞分化中的基质组装、调节和生存功能。细胞生物学杂志。2002;157(7):1279–90. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Lindahl P、Johansson BR、Leveen P、Betsholtz C.PDGF-B缺乏小鼠的周细胞丢失和微动脉瘤形成。科学。1997;277(5323):242–5.[公共医学][谷歌学者]
  • Lindblom P、Gerhardt H、Liebner S、Abramsson A、Enge M、Hellstrom M、Backstrom G、Fredriksson S、Landegren U、Nystrom HC、Bergstrom G，Dejana E、Ostman A、Lindahl P、Betsholtz C。内皮PDGF-B的保留是微血管壁周细胞适当投资所必需的。基因发育。2003;17(15):1835–40. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Miner JH，Cunningham J，Sanes JR。层粘连蛋白在胚胎发生中的作用：缺乏层粘连素α5链的小鼠的出脑、并指和胎盘病。细胞生物学杂志。1998;143（6） ：1713–23。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Miner JH，Yurcenco PD。层粘连蛋白在组织形态发生中的作用。年收入细胞开发生物。2004;20：255–84。[公共医学][谷歌学者]
  • Morikawa S、Baluk P、Kaidoh T、Haskell A、Jain RK、McDonald DM。血管周细胞异常和肿瘤内皮芽。《美国病理学杂志》。2002;160(3):985–1000. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Paulsson M.基底膜蛋白：结构、组装和细胞相互作用。生物化学与分子生物学评论。1992;27(1–2):93–127.[公共医学][谷歌学者]
  • Poschl E、Schlotzer-Schrehardt U、Brachvogel B、Saito K、Ninomiya Y、Mayer U。胶原蛋白IV对基底膜稳定性至关重要，但在早期发育过程中对其组装的启动是不可或缺的。发展。2004;131(7):1619–28.[公共医学][谷歌学者]
  • Risau W，Flamme I.血管生成。年收入细胞开发生物。1995;11:73–91.[公共医学][谷歌学者]
  • Risau W，Lemmon V.胚胎血管生成和血管生成期间血管细胞外基质的变化。开发生物学。1988;125(2):441–50.[公共医学][谷歌学者]
  • Sacharidou A、Koh W、Stratman AN、Mayo AM、Fisher KE、Davis GE。内皮管腔信号复合物通过相互依赖的Cdc42-和MT1-MMP介导事件控制3D基质特异性小管生成。鲜血。2010;115(25):5259–69. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Sacharidou A，Stratman AN，Davis GE。三维细胞外基质中控制血管管腔形成的分子机制。细胞组织器官。2011新闻界。[PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Saunders WB，Bayless KJ，Davis GE。丝氨酸蛋白酶和MMP-10激活的MMP-1在3D胶原基质中诱导人类毛细血管管状网络崩溃和退化。细胞科学杂志。2005;118（第10部分）：2325–40。[公共医学][谷歌学者]
  • Saunders WB、Bohnsack BL、Faske JB、Anthis NJ、Bayless KJ、Hirschi KK、Davis GE。内皮细胞TIMP-2和周细胞TIMP-3对血管稳定的调节。细胞生物学杂志。2006;175(1):179–91. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Scheele S、Nystrom A、Durbeej M、Talts JF、Ekblom M、Ekbolm P.层粘连蛋白亚型在发育和疾病中的作用。摩尔医学杂志（Berl）2007;85(8):825–36.[公共医学][谷歌学者]
  • Schmidt C，Pollner R，Poschl E，Kuhn K。人类IV型胶原基因的表达受转录和转录后机制的调节。FEBS信函。1992;312(2–3):174–8.[公共医学][谷歌学者]
  • Senger DR，Davis GE，《血管生成》。冷泉Harb Perspect生物。2011新闻界。[PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Sennino B、Falcon BL、McCauley D、Le T、McCaley T、Kurz JC、Haskell A、Epstein DM、McDonald DM。选择性适配体AX102抑制血小板衍生生长因子B后，肿瘤血管周细胞和内皮细胞相继丢失。癌症研究。2007;67(15):7358–67. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Smola H、Stark HJ、Thiekotter G、Mirancea N、Krieg T、Fusenig NE。器官型皮肤培养中角质形成细胞与成纤维细胞相互作用形成基底膜的动力学。实验细胞研究。1998;239(2):399–410.[公共医学][谷歌学者]
  • Somanath PR、Ciocea A、Byzova TV。整合素和生长因子受体联盟在血管生成中的作用。细胞生物化学与生物物理学。2009;53(2):53–64. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Stratman AN、Davis MJ和Davis GE。VEGF和FGF在造血干细胞细胞因子的指导下启动血管管的形态发生和萌发。鲜血。2011;117（14） ：3709–19。 [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Stratman AN、Malotte KM、Mahan RD、Davis MJ和Davis GE。血管生成管组装期间周细胞的募集刺激内皮基底膜基质的形成。鲜血。2009年a；114(24):5091–101. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Stratman AN、Saunders WB、Sacharidou A、Koh W、Fisher KE、Zawieja DC、Davis MJ、Davis GE。内皮细胞管腔和血管引导隧道的形成需要在三维胶原基质中进行MT1 MMP依赖性蛋白水解。鲜血。2009年b月；114(2):237–47. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Stratman AN、Schwindt AE、Malotte KM、Davis GE。内皮衍生PDGF-BB和HB-EGF在血管生成管组装和稳定期间协调调节周细胞募集。鲜血。2010;116(22):4720–30. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Stupack DG，Cheresh DA。整合素与血管生成。当前最高开发生物。2004;64:207–38.[公共医学][谷歌学者]
  • Thypoll J、Kortesmaa J、Cao R、Soininen R、Wang L、Iivanainen A、Sorokin L、Risling M、Cao Y、Tryggvason K。层粘连蛋白α4链的缺失导致微血管成熟受损。分子细胞生物学。2002;22(4):1194–202. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Timpl R.基底膜蛋白聚糖。示例。1994;70:123–44.[公共医学][谷歌学者]
  • Timpl R、Dziadek M、Fujiwara S、Nowack H、Wick G.Nidogen：一种新的自聚集基膜蛋白。欧洲生物化学杂志。1983;137（3） ：455–65。[公共医学][谷歌学者]
  • Timpl R、Fujiwara S、Dziadek M、Aumailley M、Weber S、Engel J.层粘连蛋白、蛋白聚糖、巢蛋白和IV型胶原：结构模型和分子相互作用。汽巴发现交响乐团。1984;108:25–43.[公共医学][谷歌学者]
  • Vogel V.涉及多模态蛋白质的机械传递：将力转换为生化信号。生物物理生物分子结构年鉴。2006;35:459–88.[公共医学][谷歌学者]
  • Wagenseil JE，Mecham RP。血管细胞外基质和动脉力学。生理学评论。2009;89(3):957–89. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Weskamp G、Mendelson K、Swendeman S、Le Gall S、Ma Y、Lyman S、Hinoki A、Eguchi S、Guaiquil V、Horiuchi K、Blobel CP。内皮细胞中的ADAM17失活可减少病理性新生血管生成，但周细胞中无此作用。圆形Res。2010;106(5):932–40. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Yurcenco PD、Amenta PS、Patton BL。通过发育透镜观察基底膜组装、稳定性和活性。基质生物。2004;22(7):521–38.[公共医学][谷歌学者]
  • Yurcenco PD，Patton BL.基膜组装的发育和致病机制。当前药物设计。2009;15(12):1277–94. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]
  • Zhong C，Chrzanowska-Wodnicka M，Brown J，Shaub A，Belkin AM，Burridge K.Rho介导的收缩性暴露了纤维连接蛋白中的一个隐蔽部位，并诱导纤维连接蛋白基质的组装。细胞生物学杂志。1998;141(2):539–51. [PMC免费文章][公共医学][谷歌学者]