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神经瘤杂志。作者手稿；PMC 2013年5月10日提供。
以最终编辑形式发布为：
神经瘤杂志。2012年3月；107(1): 197–205.
2011年10月21日在线发布。 数字对象标识：10.1007/s11060-011-0737-8
PMCID公司：项目经理3650613
NIHMSID公司：NIHMS449142号
PMID：22015945

非侵入性检测2-羟基戊二酸和其他代谢物印尼盾1突变型胶质瘤患者的磁共振波谱研究

惠特尼·B·波普,罗伯特·普林斯,阿尔伯特·托马斯,拉贾库马尔·纳加拉扬,凯瑟琳·甄子丹,马克·毕廷格,诺里科·萨拉蒙,亚瑟·P·周,威廉·H·勇,霍拉西奥·索托,尼尔·威尔逊,爱德华·德里格斯,Hyun G.Jang先生,新山M.苏,大卫·申金,黎广德,蒂莫西·F·克劳西,哈雷·I·科恩布卢姆,洪武,瓦莱丽亚·范廷，以及琳达·M·刘通讯作者
作者信息 版权和许可信息 PMC免责声明

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补充资料

摘要

异柠檬酸脱氢酶1和2基因突变(印尼盾1和IDH2公司)常见于原发性脑癌。我们之前报道过，这些突变的一种新的酶活性导致产生假定的肿瘤代谢物R（–）-2-羟基戊二酸（2-HG）。在这里，我们研究了磁共振波谱（MRS）检测2-HG生成的能力，以非侵入性地识别患有印尼盾1变异性脑肿瘤。内源性胶质脑肿瘤患者(n个=27）在手术前接受了结构和光谱核磁共振成像。利用LC-Model软件对MRS数据中的2-HG水平进行量化，该软件基于从添加到现有先验知识数据库的GAMMA库中获得的模拟光谱。然后分析切除的肿瘤印尼盾1基因组DNA测序显示突变状态，免疫组织化学显示Ki-67增殖指数，液相色谱-质谱（LC-MS）显示2-HG和其他代谢物浓度。MRS检测到脑胶质瘤中2-HG水平升高印尼盾1与野生型相比的突变印尼盾1(P（P）= 0.003). MRS活体测定的2-HG水平与LC-MS活体外测定的相应肿瘤样本的2-HG水平显著相关(第页2= 0.56;P（P）= 0.0001). 与野生型肿瘤相比印尼盾1突变导致胆碱升高(P（P）=0.01）和减少的谷胱甘肽(P（P）=0.03）在印尼盾1突变的胶质瘤，2-HG定量值与肿瘤的Ki-67增殖指数相关(第页2= 0.59;P（P）= 0.026). 总之，水抑制了质子(1H） MRS提供了胶质瘤中2-HG的非侵入性测量，并可能作为脑胶质瘤患者的潜在生物标志物印尼盾1变异性脑肿瘤。除2-HG外，MRS测定的其他几种代谢物的变化与印尼盾1突变状态。

关键词：2-羟基戊二酸（2-HG）、胶质瘤、磁共振波谱、脑肿瘤、异柠檬酸脱氢酶、LC-Model

介绍

异柠檬酸脱氢酶1和2基因的体细胞突变(印尼盾1和IDH2公司)最近发现与胶质瘤发生有关，在世界卫生组织（WHO）约80%的人类II–III级胶质瘤和继发性胶质母细胞瘤（WHO IV级）中发现[1–5]. 绝大多数IDH1突变、高级别胶质瘤是从低级病变演变而来的[1,4–6]. 最近发现IDH1突变与独特的基因表达谱有关（尤其是胶质母细胞瘤的“神经前”亚群）[7,8]并被认为是这些患者的独立预后指标[7,9,10]. 当分析与脑肿瘤相关的其他基因时，汇编的证据表明印尼盾1通常是在原发性脑癌的肿瘤转化中发现的早期突变[6].

异柠檬酸脱氢酶1突变几乎总是发生在IDH1活性酶位点的一个氨基酸残基上，即精氨酸132。我们之前证明，当精氨酸132突变为组氨酸时，IDH1活性位点的残基发生转移，从而产生结构变化，导致酶具有新的能力来催化α-酮戊二酸依赖NADPH还原为R（-）-2-羟基戊二酸（2-HG）[11]. 对映体L2-HG的过度积累已被证明会导致先天性2-HG代谢错误患者患恶性脑瘤的风险增加[12]. 鉴于2-HG在体内积累，并被认为有助于胶质瘤的形成和恶性进展，因此无创性测量这种假定的肿瘤代谢物的能力可能具有潜在的临床用途。当未来针对IDH1突变的干预措施得到临床证实时，对患有IDH1突变体肿瘤的胶质瘤患者进行2-HG的无创检测，通过检测疾病复发和/或监测治疗效果，可能有助于这些患者的治疗。因此，我们开发了一种带有LC-Model后处理的磁共振波谱（MRS）协议，以评估2-HG在一系列胶质瘤患者中是否可测量。

方法

患者

2009年11月至2010年3月，我们前瞻性研究了连续27名成年颅内胶质瘤患者，这些患者在加州大学洛杉矶分校神经外科接受了脑肿瘤手术切除。该研究方案由加州大学洛杉矶分校机构审查委员会批准（加州大学洛杉矶学院IRB#09-09-094），所有受试者均出具书面知情同意书。所有患者在核磁共振成像（MRI）上都有可测量的疾病，因此需要手术切除。组织的临床分类和分级由董事会认证的神经病学家（WHY）进行。

磁共振波谱（MRS）研究

在手术前1周内，新诊断或复发的胶质瘤患者接受了术前MRI和MRS扫描。使用3T MRI/MRS扫描仪（Trio-Tim，Siemens Medical Systems，Erlangen，Germany）获取MR波谱数据。12通道头部MRI线圈用于接收信号，正交体MRI线圈用于传输射频（RF）脉冲。使用双回波PRESS序列获得了单轴定位MR光谱[13]. 体素定位于实体肿瘤的代表性区域，由董事会认证的神经放射学家（WBP或NS）确定。检查区域排除了可能出现坏死、出血或水肿的区域。对于大的病灶，光谱体素被放置在病灶中心，覆盖大多数实体肿瘤区域，不包括瘤周血管源性水肿的周围区域。作为对照，体素也被放置在大脑对侧（非肿瘤）的同一解剖位置，以获得控制光谱。MRS采集参数如下：2×2×2cm三，TR/TE＝2s/30ms，128个平均值和2048个复点用于频谱数据。通过T增强水1基于（WET）的水的全局预抑制是使用三个频率选择性RF脉冲实现的，每个RF脉冲之后是去相位B0-破碎机梯度脉冲[14]. 除四个平均值外，还使用与上述相同的参数采集了未抑制的水信号。对患者频谱进行伪影和信噪比（SNR）评估。基于这些客观标准，排除了NAA半峰全宽（FWHM）高于30Hz或水分抑制较差的光谱。

对于MRS的后处理，使用LC-Model算法处理原始数据文件[15]. 对于每个光谱，LC-Model都以完全相同的方式执行，在预处理或对控制文件的修改方面没有任何变化。分析了0.5至4.0 ppm范围内的水抑制光谱域数据。使用GAMMA库[16]假设pH值为7.0，则确定了2-HG的基准组。此外，使用了供应商提供的基准集，然后按比例调整至一致的变送器增益。假设水浓度为35 M（15），2-HG、谷氨酸（Glu）、谷氨酰胺（Gln）、胆碱（Cho）、肌酸（Cr）的绝对值，N个-乙酰天冬氨酸（NAA）、乳酸（Lac）和其他代谢物以mM/Kg湿组织报告，未校正T1和T2饱和。全基组中使用的所有代谢物列于补充表1。还根据总铬浓度计算了代谢物比率。使用LC-Model处理MRS数据可以计算代谢物与总铬的比率，以及使用已知组织水浓度计算绝对浓度[15]. 然而，在LC-Model分析中，随着半高宽的变化，波动的信噪比可能导致2-HG的系统性低或高浓度[17]. 因此，Cramer–Rao下限（CLRB）值提供了MRS拟合估计方差的下限。它代表了估计的精度，而不是准确性，并向我们报告了在类似实验条件下重复测量与当前测量的接近程度[18]. 根据残差和浓度偏导数的Fisher矩阵计算CRLB值。

基因组肿瘤DNA的临床标本和测序

术前MRS扫描与解剖T1加权MRI融合，并注册到BrainLAB™术中导航系统。在肿瘤切除时，与术前MRS定位的体素相对应的脑肿瘤样本进行立体定位、活检/切除，并立即用干冰冷却的异戊烷进行snap冷冻，并储存在−80°C下。立体定向术中导航与术前MRS融合用于确定MRS调查的区域也是为检测IDH1突变而收集的组织。为了确定突变状态，从冷冻肿瘤组织中分离基因组DNA并用PCR扩增。第4外显子印尼盾1如前所述，对体细胞突变进行测序和分析[11].

代谢物提取和分析

通过向脑肿瘤组织（约100 mg）中添加10倍体积（m/v比）的−80°C甲醇：水混合物（80:20%），然后在4°C下均匀化30 s，完成临床标本中代谢物的提取。为了进行分析，向清除的组织上清液中添加2倍体积的三丁胺（10 mM）、pH 5.5的乙酸（10 mM），并通过LC-MS进行分析，如下所示。将样品提取物注入反相高效液相色谱（HPLC）柱（Synergi 150×2 mm，Phenomenex Inc.），并使用线性梯度LC-MS级甲醇洗脱。使用三重四极杆质谱仪检测洗脱的代谢物离子，根据八种已知中心代谢物（包括上文所述的2-HG）的分子量和裂解模式设置多反应监测模式转换，以负模式检测。使用Analyst Software（Applied Biosystems，Inc.）处理数据，并通过标准峰积分方法获得代谢物信号强度。

免疫组织化学

将颅内肿瘤标本的石蜡切片切成5μm厚，并用抗Ki-67的抗人抗体（1:100，克隆MIB-1，DAKO，Carpintia，CA）染色。使用Ventana medical Systems BenchMark®XT（亚利桑那州图森市）自动免疫染色剂对Ki-67进行免疫染色，方法是依次在一级抗体中培养30–60分钟，然后在小鼠抗兔二级免疫球蛋白（DAKO Corp.）中培养30分钟。使用二氨基联苯胺和过氧化氢作为过氧化物酶的底物。对于阴性对照，使用小鼠同种或兔免疫球蛋白（DAKO公司）代替初级抗体。放大200倍后，Ki-67的百分比+在标记最高的区域对细胞进行定量计数。该Ki-67标记指数由神经病理学家（WHY）以无偏见的方式确定，事先不知道印尼盾1突变状态或代谢分析数据。

统计分析

定量数据的变化表示为平均值的标准误差。使用非参数Mann-Whitney检验计算代谢物浓度的显著差异。生成P（P）-值是双尾的，并且P（P）<0.05被认为具有统计学意义。为了进行数据比较，显示了最佳线性回归线，通过该模型的Goodness-of-fit（SStot）进行计算，并表示为第页2.P（P）-线性回归值由F类测试。所有统计分析和图表均使用Graph Pad软件构建。

结果

患者

在本研究的27名患者中，根据“方法”部分中定义的客观标准，发现24名（89%）患者具有高质量的MRS数据。值得注意的是，排除的三个病例均为治疗后复发肿瘤，这可能是确定2-HG MRS对哪些病例有用时需要考虑的一个因素。使用LC-MS对从所有24例可评估病例中收集的肿瘤组织进行全面、定量的代谢组学分析。然后将这些患者分为野生型和突变型印尼盾1基因型，基于肿瘤DNA的基因组序列分析。其中9名患者印尼盾1突变肿瘤，15例为野生型印尼盾1。属于印尼盾1突变病例(n个=9），共有4名女性和5名男性，平均年龄为43岁（范围为22-67岁）。患者中印尼盾1野生型肿瘤(n个=15），其中8人为女性，7人为男性，平均年龄为59岁（40-87岁）。患者特征和发现总结于表1两组之间的年龄差异反映了这样一个事实，即IDH1突变倾向于在低度恶性胶质瘤（WHO II级和III级）和继发性胶质母细胞瘤中发现，这通常在年轻患者中被诊断。由于这是一系列连续的患者，我们没有根据组织学选择亚组，这是本研究的局限性。

表1

患者特征和发现

案例#性别年龄诊断临床
地位*		印尼盾1
地位		[2小时]
（ng/ml）-液相色谱-质谱		2HG/铬
比率-MRS
2117女性22间变性星形细胞瘤，WHO III级ND（无损检测）r132立方厘米487001.044
2128男性61间变性少星形细胞瘤，WHO III级记录。132小时1660001.424
2140女性67间变性少突胶质瘤，WHO III级ND（无损检测）132H兰特587001.494
2147男性30间变性星形细胞瘤，WHO III级记录。132H兰特643500.358
2153男性38少星形细胞瘤，WHO II级记录。132H兰特135000.146
2155男性66间变性星形细胞瘤，WHO III级记录。132H兰特58400不适用
2160男性55间变性少突胶质瘤，WHO III级ND（无损检测）132H兰特1485001.368
2166女性36间变性少星形细胞瘤，WHO III级记录。132C兰特1790000.810
2169男性41间变性少突胶质瘤WHO III级ND（无损检测）132H兰特1175000.882
2199女性41少星形细胞瘤（WHO III级）记录。132H兰特502000.330
2132男性62胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量23300.089
2133男性66胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量990.50
2139男性40胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量38600
2145男性85胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量2880不适用
2146男性57间变性星形细胞瘤，WHO III级ND（无损检测）重量4600
2149女性87胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量739.50
2163男性76胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量2630不适用
2164女性63胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量175.50
2165女性44胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量11350
2172女性65胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量7890.793
2173女性55胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量15400.047
2179女性60胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量3400.509
2182女性66胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量6310.412
2183女性45胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量7870.030
2191男性56胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量8530
2195男性59胶质母细胞瘤，WHO IV级ND（无损检测）重量4030.424
2201男性63胶质母细胞瘤，WHO IV级记录。重量45000
*ND（无损检测）新诊断；可采收水平.经常性

MRI和MRS研究

对于肿瘤病理学和分级相同的患者，术前结构MRI成像特征在印尼盾1突变型和野生型肿瘤，如图1A、B分别是。与较小的肿瘤相比，无论大小，较大的肿瘤都有更多的周围水肿和肿块效应印尼盾1突变状态。然而，肿瘤区域的局部磁共振波谱显示印尼盾1突变型和野生型胶质瘤。肿瘤的MRS印尼盾1突变显示显著的额外峰值在约2.25ppm处共振(图1C)与野生型胶质瘤相比(图1D). 如所示图1在IDH1突变患者中，峰下面积在2.25 ppm左右更大。这归因于基于LC-Model和体模测量的2-HG(补充图1)在大多数野生型肿瘤中（11/15，73%）未发现。值得注意的是，患者对侧（非肿瘤）半球的MR波谱是在印尼盾1突变肿瘤，未显示2-HG峰值升高(补充图2)表明这一代谢发现是肿瘤区域自身特有的。

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磁共振成像和MRS顶板(A类和B类)：两例间变性星形细胞瘤（WHO III级）的轴向MRI扫描显示与肿瘤区域相对应的局部液体衰减反转恢复（FLAIR）高强度区域。除了与肿瘤大小相关的周围水肿外，术前结构MRI成像特征在以下两种情况下通常无法区分印尼盾1突变体(A类)和野生型(B类)同级别胶质瘤和组织病理学检查。两名神经放射科医生对MR波谱分析感兴趣的体素进行了定位。光谱体素位于实体肿瘤区域的中心，不包括可能坏死或血管源性水肿的区域。代表性MR光谱的比较印尼盾1突变型胶质瘤(C类)与野生型光谱(D类). 注意Glu/Gln/2-HG区域的额外峰值（中心为2.25 ppm）在印尼盾1突变肿瘤与野生型MR谱的比较

在使用LC-Model分析的15个野生型肿瘤中，11名患者的2-HG水平非常低，甚至无法检测到。其他四个样本中的高CRLB值强烈表明，LC-Model为这些样本生成的2-HG测量值不确定，并且可能存在假阳性计算。这9个突变肿瘤的MRS均检测到2-HG水平，CRLB值较低，表明2-HG的测量是准确的。此外，仅由于肿瘤组织学或分级的差异，观察到的光谱没有明显差异，LC-MS证实了这一点。

2-HG和其他代谢物的定量测量

肿瘤衍生2-HG的液相色谱-质谱定量显示2-HG在印尼盾1体外突变肿瘤组织与野生型肿瘤组织的比较(P（P）< 0.0001) (图2A)，验证我们以前的结果[11]. 此外，来自相同肿瘤的体内MRS数据也表明，2-HG在胶质瘤中升高印尼盾1与野生型肿瘤相比的突变(P（P）= 0.003) (图2B). 全部印尼盾1突变型胶质瘤的MRS检测到2-HG水平（100%），而15个野生型肿瘤中只有4个（26%）。这四个病例的肿瘤组织通过LC–MS显示2-HG水平较低。结合较高的CRLB值，汇编的证据表明LC-Model算法在这四种野生型肿瘤中检测到了假阳性2-HG。由于2-HG的化学结构与Glu和Gln的化学结构只有轻微的偏差，因此2-HG中的多重数看起来非常接近Glu和Gln的多重数(补充图1)这可能是野生型肿瘤中2-HG MRS检测假阳性的原因。值得注意的是，这四例假阳性病例的Glu/Gln水平相对高于其他野生型肿瘤（数据未显示），其中两例MRS的Lac水平非常高(图4D). 总的来说，使用MRS在体内测量的胶质瘤患者的2-HG水平与使用LC-MS在体外切除的肿瘤组织样本中测量的2-HG水平之间存在统计上显著的相关性（相关系数第页2= 0.56;P（P）< 0.0001) (图2C).

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2-羟基戊二酸、Glu和Gln水平印尼盾1野生型与印尼盾1突变型胶质瘤。使用LC-MS在体外计算定量2-HG水平(A类)体内使用MRS(B类). 同一患者体内MRS和体外LC-MS肿瘤样本的2-HG水平之间存在良好的相关性(P（P）< 0.0001) (C类).印尼盾1突变体病例在红色. ***P（P）< 0.0001; **P（P）= 0.003

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代谢产物水平印尼盾1野生型与。印尼盾1突变型胶质瘤。的级别A类 N个-乙酰天冬氨酸（NAA），B类胆碱(赵),C类谷胱甘肽(谷胱甘肽)、和D类通过MRS测定乳酸（Lac），并使用LC-Model软件进行量化。代谢物比率代表Cr的总浓度*P（P）=0.01（对于Cho和P（P）=0.03（对于GSH）。红色圆点代表野生型样本，在MRS上人工检测到2-HG和高乳酸水平，显示了“假阳性”病例的代谢特征

为了进一步验证2-HG峰光谱区域的增加印尼盾1突变肿瘤是由于2-HG增加所致，我们通过LC-MS测量了所有肿瘤组织样本中Glu和Gln的浓度。如所示图2A，Glu或Gln的浓度在印尼盾1突变型和野生型肿瘤组织，这强烈表明MRS检测到的Glu/Gln/2-HG峰面积的增加可归因于2-HG。

此外，为了校正肿瘤分级的影响，考虑到在我们的连续系列中，除一个外，所有IDH1野生型肿瘤都是胶质母细胞瘤，而没有一个IDH1突变肿瘤是胶质母细胞瘤，我们通过LC–MS检测了另外一组43个不同分级的IDH1突变胶质瘤中的2-HG水平。如所示图3，单纯基于肿瘤分级的2-HG定量值无显著差异。

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IDH1突变型胶质瘤的肿瘤分级与2-HG浓度无关。在确诊的IDH1突变胶质瘤病例中，通过LC-MS检测手术切除的胶质瘤组织中的2-HG浓度。由于组织学差异，2-HG定量水平没有发现显著差异（方差分析检验p<0.05）

磁共振波谱显示突变型与野生型的总NAA水平没有统计差异印尼盾1胶质瘤(图4A)，但在印尼盾1突变体(P（P）= 0.01) (图4B). 另一方面，野生型肿瘤患者的谷胱甘肽（GSH）水平高于印尼盾1突变(P（P）= 0.03) (图4C). 这些发现与最近一份详述野生型和突变型肿瘤之间代谢差异的报告一致[19]. 虽然在一些野生型肿瘤中有较高的Lac水平的趋势，但两组之间的Lac比率差异不显著(图4D). 野生型肿瘤的MR波谱也显示了一个非常显著的脂质/Lac峰，约为1.3 ppm（未显示）。然而，由于脂质、Lac、丙氨酸（Ala）和大分子（MM）导致的MR光谱峰重叠，因此这些单独的化合物在统计学上没有显著差异印尼盾1MRS LC-Model算法的突变型和野生型肿瘤。

有趣的是，在印尼盾1突变肿瘤，肿瘤组织的Ki-67增殖指数与体内MRS测定的定量2-HG水平之间也存在显著相关性(图5). 当MRS检测到的Cho水平与这些肿瘤中的增殖相比较时，有一种趋势，即随着Ki-67增殖指数的升高，Cho增加，尽管这种相关性在统计学上并不显著。这很可能是由于样本量较小（数据未显示）。

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Ki-67增殖指数与2-HG浓度的关系。对于变种人印尼盾1肿瘤(n个=9），通过免疫组织化学测定每个肿瘤样本的Ki-67指数，并与通过MRS分析计算的2-HG浓度进行比较。计算了相关系数，并用绘制线性回归线(P（P）= 0.026)

讨论

高通量测序之前显示代谢酶，印尼盾1和IDH2公司，在大多数类型的恶性胶质瘤中经常发生突变[4,5]. 随后，我们发现人类恶性胶质瘤中含有R132印尼盾1最近其他研究小组证实，突变导致2-HG水平升高[19,20]. 所有突变体印尼盾1我们迄今为止检查过的肿瘤，包括本研究中报告的肿瘤，每克肿瘤组织中2-HG的含量在5至35微摩尔之间，而野生型胶质瘤印尼盾12-HG减少了100多倍[11]. 在此，我们发现MRS可以在体内敏感地检测患者肿瘤中的2-HG，这与通过LC-MS进行的2-HG体外定量可重复相关。一种新的假定肿瘤代谢产物（2-HG）的非侵入性检测，该代谢产物与印尼盾1突变可能提供了一种与胶质瘤这一主要亚群相关的独特且临床适用的成像生物标记物。

所有的印尼盾1我们测试的突变型胶质瘤通过MRS可测量到2-HG水平，这表明使用此MRS算法检测2-HG具有较高的灵敏度（100%）。然而，检测2-HG的特异性可能具有挑战性，因为2-HG的结构与Glu和Gln相似，导致产生的多重态重叠。对于野生型病例队列，2-HG检测的假阳性率为26%（4/15），可能是由于2-HG峰值与一维（1D）MR谱中Glu和Gln峰值重叠所致(补充图1). 然而，Cramer-Rao下限计算支持在检测2-HG时印尼盾1突变型和野生型肿瘤。总的来说，体内MRS测量的2-HG与体外定量相比具有良好的相关性。一种可能降低系统噪声的方法是进行二维（2D）MRS，这可能有助于将2-HG从相邻峰值中分离出来，从而提高其量化的准确性。尽管有进一步的改进，我们的报告证明了非侵入性跟踪与突变相关的代谢变化的可行性印尼盾1酶在临床实践中的应用。

因为我们没有发现野生型和突变型之间Glu和Gln的浓度有任何显著差异印尼盾1肿瘤，我们的数据提供了大量证据，证明我们正在专门检测2-HG的差异。通过MRS检测2-HG可能提供一种方法，用于跟踪IDH1突变肿瘤患者的疾病进展和/或在临床上获得IDH1的特定分子抑制剂后监测治疗效果。在最近一项关于急性髓细胞白血病（AML）的大型研究中，印尼盾对130例患者的突变状态进行了系列分析，发现其与疾病缓解和复发相关[21]. 另外两项独立研究表明，AML样本中2-HG水平升高与印尼盾突变，表明2-HG水平与疾病状态相关[22,23]. 可以想象，脑肿瘤中2-HG的MRS可以用同样的方法追踪和监测胶质母细胞瘤患者。

此外，我们的数据表明胶质瘤印尼盾1除了2-HG水平升高外，突变还表现出额外的代谢变化。例如，我们发现MRS测量的Cho水平在印尼盾1-体内突变肿瘤与野生型胶质瘤的比较。在最近的一项研究中印尼盾在体外细胞代谢组中，在表达突变基因的人类少突胶质瘤（HOG）细胞中也发现了升高的Cho衍生物印尼盾1和IDH2公司[19]. 总Cho是膜转换的标志物，在多种病理条件下升高，包括脑瘤[24]. 对于胶质瘤，与非进展性肿瘤相比，恶性退化到更高级别的低级别肿瘤中的Cho浓度增加[25]Cho浓度与肿瘤细胞密度相关[26]. 因此，增加了Cho in印尼盾1突变体可以反映IDH1突变介导的细胞增殖导致的细胞密度增加。尽管先前的研究表明印尼盾1与野生型胶质瘤相比，突变可确定存活率提高的胶质瘤亚群印尼盾1[9,27–29]，这并不排除IDH1突变介导的2-HG产生导致细胞增殖增加的可能性，而患者的最终生存取决于其他致癌过程（即迁移、血管生成、坏死等）。自从印尼盾1已知发生于胶质瘤发生早期[5,6,27]体内2-HG的定量水平印尼盾1突变型肿瘤可能提供了一些关于印尼盾1胶质瘤形成和肿瘤进展的突变。

我们发现了印尼盾1与具有野生型等位基因的胶质瘤相比，突变肿瘤的GSH水平降低。由于IDH是一个重要的NADPH产生节点，该酶的体细胞突变可以改变细胞NADPH/NADP+比率。重要的是，NADPH对于还原GSH的再生和氧化还原稳态的维持至关重要。谷胱甘肽确实是一种主要的抗氧化剂，可以中和活性氧和自由基。此外，它有助于DNA合成和修复，介导外源代谢，并参与许多代谢反应[30,31]. 因此，细胞浓度的改变以及谷胱甘肽的还原型与氧化型的比率可能会导致恶性肿瘤。其他研究也显示突变体的谷胱甘肽水平较低印尼盾-胶质瘤细胞的体外表达[19]. 谷胱甘肽水平下降印尼盾1突变的胶质瘤可能为这种癌基因在人类脑癌发展中的作用提供了潜在线索。

未来的研究将有助于进一步确定印尼盾1突变型胶质瘤表现出更为全面和独特的代谢指纹，这将进一步揭示代谢改变与IDH1突变之间的潜在联系。最近的证据表明，2-HG在印尼盾1-和IDH2公司-突变肿瘤可能导致全基因组组蛋白和DNA甲基化改变[32]. 我们目前的研究建立了一种基于MRS的方法，在临床环境中无创监测胶质瘤中的2-HG水平。该方法的发展为研究这种假定的肿瘤代谢物与胶质瘤发生、全球代谢改变和原位疾病进展的关系提供了机会。除了诊断应用外，它还可以提供一种手段，一旦可用，就可以监测突变IDH1/IDH2酶抑制剂的活性。自印尼盾突变似乎是胶质瘤发病机制中的早期和关键事件，具有预后意义，并为未来的药物抑制提供有吸引力的靶点，这种非侵入性的临床评估方法可能具有潜在的价值和临床实用性。

补充材料

补充数字

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补充表1

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致谢

部分资金来源于国家癌症研究所（K01-CA111402和R01-CA123396，授予Prins博士；R01-CA112358和R01-CA 121131，授予Liau博士）以及Neidorf家庭基金会、Phillip R.Jonsson和Kenneth A.Jonsson基金会、Brad Kaminsky基金会和加速脑癌治疗基金会的研究资金。我们也感谢布莱恩·伯恩斯先生的科学支持。

脚注

电子辅助材料本文的在线版本（doi:10.1007/s11060-011-0737-8）包含对授权用户可用的补充材料。

参与者信息

惠特尼·B·波普，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院放射科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，美国加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095。

罗伯特·普林斯，加州大学洛杉矶分校戴维·格芬医学院神经外科，加利福尼亚大学洛杉矶分校，Gonda Building，Room 3357，695 Charles Young Drive，Los Angeles，CA 90095-1761，USAude.alcu.tendem@UAILL.

艾伯特·托马斯先生，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院放射科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，美国加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095。

拉贾库马尔·纳加拉扬，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院放射科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，美国加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095。

诺里科·萨拉蒙，美国加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院放射科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，加利福尼亚州90095。

亚瑟·P·周，加州大学洛杉矶分校David Geffen医学院神经外科，加州大学洛杉矶分校，Gonda Building，3357室，695 Charles Young Drive，Los Angeles，CA 90095-1761，USAude.alcu.tendem@UAILL.

William H.Yong，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院病理学与实验医学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，加利福尼亚州洛杉矶，邮编90095，美国。

霍拉西奥·索托，加州大学洛杉矶分校戴维·格芬医学院神经外科，加利福尼亚大学洛杉矶分校，Gonda Building，Room 3357，695 Charles Young Drive，Los Angeles，CA 90095-1761，USAude.alcu.tendem@UAILL.

尼尔·威尔逊，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院放射科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，美国加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095。

Hyun G.Jang，美国马萨诸塞州剑桥市西德尼街38号Agios Pharmaceuticals，邮编02139moc.soiga@us.leahcim.

Shinsan M.Su，美国马萨诸塞州剑桥市西德尼街38号Agios Pharmaceuticals，邮编02139moc.soiga@us.leahcim.

David P.Schenkein，美国马萨诸塞州剑桥市西德尼街38号Agios Pharmaceuticals，邮编02139moc.soiga@us.leahcim.

阿尔伯特·赖，加州大学洛杉矶分校加利福尼亚大学戴维·格芬医学院神经外科，Gonda Building，Room 3357，695 Charles Young Drive，Los Angeles，CA 90095-1761，USA。加州大学洛杉矶分校戴维·格芬医学院神经病学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095，美国。

蒂莫西·克鲁西，加州大学洛杉矶分校戴维·格芬医学院神经病学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，加利福尼亚州洛杉矶市，邮编90095，美国。

哈雷·I·科恩布卢姆，加州大学洛杉矶分校戴维·格芬医学院精神病与行为科学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，加利福尼亚州洛杉矶市，加利福尼亚州90095，美国。

洪武，加州大学洛杉矶分校大卫·格芬医学院分子与医学药理学系，加利福尼亚大学洛杉矶分校，美国加利福尼亚州洛杉矶90095。

工具书类

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