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心血管研究。2013年1月1日；97(1): 153–160.
2012年9月20日在线发布。 数字对象标识：10.1093/cvr/cvs297
预防性维修识别码：项目经理3584959
PMID：22997157

孤束核巨噬细胞迁移抑制因子降低SHR患者血压

安德烈·恩里克·弗雷里亚·奥利维拉,1,2 格拉齐拉·托雷斯布兰奇,1,2 李洪伟,三 爱德华多·科隆巴里,2 德博拉·西蒙斯·阿尔梅达·科伦巴里,2和科林·萨默斯1,*
作者信息 文章注释 版权和许可信息 PMC免责声明

摘要

目的

巨噬细胞移动抑制因子（MIF）是血管紧张素II对血压的中枢神经系统作用的细胞内抑制剂。考虑到血管紧张素II在自发性高血压大鼠（SHR）孤束核的作用对维持高血压很重要，我们测试了SHR孤束核中MIF表达的增加是否会改变这些大鼠的基线血压。

方法和结果

将载体AAV2-CBA-MIF微量注射到8周龄SHR或血压正常大鼠的孤束核内，导致MIF主要在神经元中表达。大鼠还接受了平均动脉血压（MAP）和心率（通过植入腹主动脉的遥测设备）、心脏和压力反射功能的记录。与接受相同对照载体AAV2-CBA-eGFP微量注射的年龄匹配的SHR相比，向SHR孤束核内注射AAV2-CBA-MIF可显著降低MAP，范围为10至20 mmHg。在31天的实验结束时，SHR中MAP的降低一直持续到实验结束，并且与压力反射功能改善到正常血压大鼠的值相关。与SHR相比，正常血压大鼠孤束核中MIF表达的增加对基线MAP和压力反射功能没有影响。

结论

这些结果表明，自发性高血压大鼠孤束神经元细胞核内MIF表达的增加降低了血压并恢复了压力反射功能。

关键词：基因转移、孤束核、血压、活性氧、谷氨酸、巨噬细胞迁移抑制因子

1.简介

位于脑干背侧的孤束核（NTS）是中枢神经系统（CNS）中心血管传入纤维的第一个突触中继站。1–三事实上，NTS不仅仅是心血管传入的突触中继，因为它在调节自发性高血压大鼠（SHR）的高血压和交感神经兴奋中发挥了作用。4–6GABA注射或电解液损伤NTS尾部连合区（commNTS）能够降低SHR的血压或降低交感神经活性，但在血压正常（NT）大鼠中未能改变这些参数。

SHR的中枢和外周组织中肾素-血管紧张素系统（RAS）的活性也增加。7关于中枢神经系统RAS，据报道，与NT对照大鼠相比，SHR的下丘脑和脑干中血管紧张素II（ANGII）1型（AT1）受体mRNA的水平更高。8,9SHR表现出交感神经系统过度活跃，压力反射功能受损。10总之，这些发现表明NTS过度活动、中枢RAS活性增加（包括脑干）、交感神经张力增加和压力反射功能丧失可能参与SHR高血压的发生和/或维持。

在我们努力了解ANG II在大脑中的作用通常是如何被抵消的过程中，我们证明巨噬细胞迁移抑制因子（MIF）是一种细胞内的AT1受体的负调控因子介导该肽的作用。11此外，我们证明，大鼠侧脑室内ANG II的升压和降血脂作用减弱，MIF在下丘脑室旁核（PVN）的表达增加，12一个对控制交感神经流出、下丘脑-垂体轴和液-电平衡至关重要的大脑区域。13,14很明显，MIF通过其固有的硫醇蛋白氧化还原酶（TPOR）活性引发这些抑制作用，15随后清除活性氧物种（ROS），这是中枢神经系统AT1受体偶联细胞内信号的关键元素。16病毒介导的短暂MIF转导进入PVN也被证明可以减少高渗引起的交感神经兴奋，17依赖于PVN AT1受体的作用，17,18还可以降低SHR患者的血压升高。19事实上，在SHR中，与NT大鼠相比，PVN神经元中的MIF表达减少，这可以解释MIF对中央ANG II升压效应的反调节作用减少。19

最近的一项研究表明，在SHR中，在饮用水中应用氯沙坦（AT1受体拮抗剂）或tempol（超氧化物歧化酶模拟物）治疗2周后，NTS（中间和连合NTS亚区）中的ROS水平和血压均降低。20由于NTS对动脉血压控制很重要，并且在高血压中起作用，因此本研究的目的是研究SHR NTS神经元中MIF表达增加对血压、压力反射和心脏功能的影响。数据表明，NTS神经元中MIF表达增加可改善SHR的压力反射功能并降低血压。

2.方法

2.1. 动物

从Charles River Farms（美国马萨诸塞州威明顿）获得了8周龄雄性SHR和年龄匹配的NT Wistar Kyoto大鼠（～250 g）。大鼠在一个气候受控的房间里进行12小时的光-暗循环。提供了食物和水随意所有实验程序均由佛罗里达大学动物护理和使用委员会机构和圣保罗州立大学牙科学院动物护理与使用伦理委员会批准。此外，管理动物护理和治疗的原则，如实验动物护理和使用指南在本研究期间，始终遵循美国国家科学院出版的（2011年第八版）。

2.2. 麻醉和安乐死

这些研究中使用的麻醉取决于手术或实验方案，如下所示。对于植入遥测传感器或将病毒载体微注射到NTS的手术，使用100%氧气诱导麻醉2/4%异氟醚，并在整个手术过程中通过给药100%O维持2/2%异氟醚。在心脏功能实验中，用氯胺酮/噻嗪/乙酰丙嗪混合物（30 mg/6 mg/1 mg/kg，im）麻醉大鼠，在压力反射研究中植入动脉和静脉导管时，大鼠通过ip注射氯胺酮[80 mg/kg体重（bw）]和噻嗪（7 mg/kg bw）进行麻醉。在这些手术/程序中，通过检查眨眼反射和爪子捏的反应来监测麻醉水平，并在必要时进行调整。存活手术（遥测传感器、NTS微注射和导管植入）后立即给大鼠注射丁丙诺啡（0.05 mg/kg，sc）。

将所有大鼠置于100%氧气的深度麻醉下进行安乐死2/5%异氟烷，然后斩首或用含4%甲醛的0.9%生理盐水经心灌注，具体取决于方案。

2.3. 实验协议

在以下实验方案中使用大鼠。

2.3.1. 实验1

（i） 如上所述，将14周龄NT大鼠和SHR置于深度麻醉下，斩首安乐死，取出大脑，用于PVN中MIF mRNA的分析。（ii）将14周龄的NT大鼠和SHR置于深度麻醉下，用甲醛经心灌注，取出大脑并进行免疫染色，以确定NTS内内源性免疫反应性MIF的细胞定位（神经元或星形胶质细胞）。这些实验中使用的大鼠的年龄（14周）与实验2和实验3中大鼠在实验结束时达到的大致年龄相匹配。

2.3.2. 实验2

将遥测传感器植入8周龄NT大鼠和SHR的腹主动脉，10天后将AAV2-CBA-eGFP或AAV2-CBA-MIF微量注射到NTS。在载体注射前3天、注射当天、注射后3、6、10、14、18、21、25、28和31天记录平均动脉压（MAP）和心率（HR）。这些天中的每一天都连续24小时记录MAP和HR。在第31天记录后，对大鼠进行麻醉并评估其心脏功能。在该程序完成后，立即对大鼠实施安乐死，并用于分析心肌肥厚或NTS内GFP或免疫反应性MIF的定位。

2.3.3。实验3

将AAV2-CBA-eGFP或AAV2-CBA-MIF微量注射到8周龄NT大鼠和SHR的NTS中。30天后，对大鼠进行麻醉并植入两个导管：一个导管通过股动脉进入腹主动脉直接记录MAP和HR，另一个导管进入股静脉进行给药。第二天，在清醒大鼠中记录MAP和HR，然后分析压力反射功能。在这些试验之后，对大鼠进行深度麻醉，经心灌注甲醛，并切除大脑以确认GFP或免疫反应性MIF在NTS内的定位。

这些方案中使用的实验程序（手术、注射等）的详细信息如下。

2.4. MAP和HR的遥测记录

如上所述用异氟醚诱导麻醉，并将遥测传感器（DSI，St Paul，MN，USA）植入腹主动脉，如前所述。12基因转导到NTS后，持续31天（24小时记录，每周两次）进行MAP和HR的慢性测量。

2.5.体内NTS中的基因转移

在植入遥测传感器的手术后10天，用上述异氟醚对大鼠进行麻醉，并将其置于立体定向框架内（美国加利福尼亚州图荣加市David Kopf Instuments）。如前所述构建AAV2-CBA-eGFP或AAV2-CBA-MIF，这些载体主要在所有不同表型的神经元中诱导基因转导。19在NTS沿线的五个不同位置微量注射每种载体[150 nL/位点；1×109基因组拷贝（gc）/注射]如下：在草菖蒲嘴侧0.5mm，尾侧0.4mm；延髓中线外侧0.2–0.5 mm，延髓背表面腹侧0.4 mm。每次注射持续1分钟。用于这些微量注射的手术程序如前所述。19

2.6. 心脏功能和肥大

如上所述，用氯胺酮/甲苯噻嗪/乙酰丙嗪混合物对大鼠进行麻醉，将其置于仰卧位，并使用加热垫将体温维持在37°C。左心室功能用一根22号针头测量，针头内注入肝素化生理盐水（20 IU/mL），插入左心室室。使用液体压力传感器稳定示踪后记录数据，该传感器连接到PowerLab（美国科罗拉多州科罗拉多斯普林斯市ADI仪器公司）信号转导装置。使用PowerLab系统提供的Chart程序分析数据。左心室压力最大正、负上升率（±LVdP（P）/天t吨最大值)进行了分析。在实验结束时，如上所述对大鼠实施安乐死，并通过测定心脏重量（HW）/胫骨长度（TL）比率来评估心脏肥大，如前所述。21

2.7. 气压反射功能

在压力反射功能评估的前一天，如上所述通过ip注射氯胺酮和甲苯噻嗪对大鼠进行麻醉，并通过股动脉将聚乙烯管（PE-10连接到PE-50）插入腹主动脉。将另一根PE-50导管植入股静脉。将动脉和静脉导管插入皮下，暴露在大鼠背部，以便接触自由活动的动物。手术后第二天，对清醒大鼠的压力反射功能进行评估。动脉导管连接至Statham Gould（P23 Db）（美国加利福尼亚州El Segundo）压力传感器，压力传感器耦合至前置放大器（美国伊利诺伊州芝加哥ETH-200 Bridge Bio amplifier型号），前置放大器又连接至Powerlab计算机数据采集系统（美国科罗拉多州科罗拉多州斯普林斯市Powerlab 16SP ADI仪器型号）。在心血管记录的基线期后，大鼠接受静脉注射苯肾上腺素（5µg/kg，bw）或硝普钠（SNP；30µg/kg，bw。我们分析了MAP中10 mmHg增量变化的1秒平均HR值，最大变化为30 mmHg。绘制数值，对每只动物进行线性回归，并使用每个线性回归的斜率计算组间差异。

2.8. 免疫组织化学

如上所述，用异氟醚对动物进行深度麻醉，并用含4%甲醛的0.9%生理盐水经心灌注大脑。在低温恒温器（Leica，CM1800）上取下、冷冻并切割30μm冠状切片中的脑干。大鼠脑干切片在由10%（v/v）正常山羊血清（NGS，Sigma，St Louis，MO，USA）和0.3%（v/v）Triton X-100（Sigma）组成的封闭溶液中预先孵育15分钟，然后在PBS中冲洗（3×10分钟）。然后用多克隆兔抗MIF一级抗体（完整动物为1:300，MIF过表达动物为1:500，美国德克萨斯州休斯顿Torrey Pines Biolabs公司）和小鼠抗HuC/HuD抗体（1:5000，人类神经特异性蛋白，Invitrogen，加利福尼亚州卡尔斯巴德）孵育切片或小鼠抗GFAP（1:500，Chemicon International，Temecula，CA，USA），在含有1%（v/v）NGS和0.3%Triton X-100的PBS中，在4°C下24小时。接下来，在Alexa Fluor 488山羊抗兔和Alexa Fluor 594山羊抗鼠（1:500，Molecular Probes）中孵育1小时之前，在PBS中清洗切片（3×10分钟）。在PBS中进行进一步冲洗（3×5分钟）后，将切片安装在0.5%明胶中的载玻片上，晾干10–15分钟，然后使用防褪色荧光安装液盖住玻片（VectorShield，Vector Laboratories，Burlingame，CA，USA）。使用奥林巴斯BX-41荧光显微镜和适当的滤光片，在不同组的具有代表性的匹配切片中对切片进行可视化。在孵育过程中忽略主要抗体（MIF、HuC/HuD或GFAP）时，未观察到特异性免疫染色。

2.9. qRT–PCR分析

如上所述，用异氟醚对大鼠进行深度麻醉，斩首，摘除大脑，并在手术显微镜的帮助下，以obex作为参考点，通过微穿孔去除NTS。如我们之前详述的，通过qRT-PCR分析NTS内MIF mRNA水平，19并使用ΔΔC表示吨方法标准化为18S mRNA水平。

2.10. 数据分析

数据表示为平均值±SEM。根据实验设计，采用不同的统计检验进行组间比较。学生的t吨-试验用于比较mRNA水平和心功能数据。压力反射功能和心肌肥厚数据采用单向方差分析，血压和心率测量采用双向方差分析，以比较治疗随时间的变化。在单因素方差分析和双向方差分析后，Bonferroni事后（post-hoc）测试以比较各个平均值。在所有测试中，差异被认为在P（P）< 0.05.

3.结果

3.1. 完整动物NTS内源性MIF mRNA水平和定位

方法中实验1A所述的qRT-PCR分析显示，SHR和NT大鼠NTS中MIF mRNA的水平无显著差异（SHR中为0.47±0.1，NT大鼠为0.62±0.13；数值以任意单位表示，来自8只大鼠/组）。然而，正如方法中实验1B所述，我们的免疫染色实验表明，SHR和NT大鼠的NTS中内源性MIF的细胞分布不同。高功率代表性荧光显微照片如所示图1根据与HuC/HuD（神经元标记物）和GFAP（星形胶质细胞标记物）的共同定位，提示在NT大鼠中，免疫反应性MIF定位于神经元内，在较小程度上定位于NTS中的星形胶质细胞。然而图1也表明在SHR中，内源性免疫反应性MIF定位于星形胶质细胞，但不定位于神经元。根据我们对NTS的这一区域（距前角-14.2mm）以及该核的所有其他区域的切片的可视化，免疫反应性MIF与SHR脑中的神经元没有关联。因此，从定性视角，SHR和NT大鼠NTS内免疫反应性MIF的细胞分布存在差异。

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内源性MIF表达进入NTS。在NT大鼠和SHR中，脑干冠状切片（距脑干角-14.2 mm）的代表性荧光显微照片显示内源性免疫反应MIF（绿色荧光）。免疫反应性MIF与HuC/HuD或GFAP（均为红色荧光）共定位，分别是神经元和星形胶质细胞的标记物。实心箭头表示MIF与NT大鼠NTS中的神经元和星形胶质细胞共定位，以及MIF与SHR NTS中星形胶质细胞的共定位。开放箭头表示MIF与SHR NTS中的神经元没有共同定位。

3.2. 病毒介导GFP和MIF在NTS中的表达

考虑到上述发现，我们想确定SHR NTS神经元内MIF的恢复是否会引起任何心血管改变。我们使用AAV2-CBA-MIF和AAV2-CBA-eGFP，它们主要诱导中枢神经系统神经元内MIF（和控制蛋白GFP）的表达。19,22代表性的荧光显微照片图2如方法中实验2所述，在将AAV2-CBA-eGFP或AAV2-CBA-MIF微量注射到SHR的NTS后31天，（上面板）显示obex水平（距角-14.28 mm）的GFP（左）和MIF（右）。高功率荧光显微照片图2（下面板）来自AAV2-CBA-MIF微注射后31天的SHR NTS。这些显微照片表明，AAV2-CBA-MIF产生的MIF免疫反应(使用更稀释的MIF抗体进行染色，该抗体不检测内源性MIF)主要定位于神经元而非星形胶质细胞，分别基于Huc/HuD和GFAP免疫反应的共同定位。病毒注射到NT大鼠后，MIF和GFP过度表达的模式（在神经元中，而不是在星形胶质细胞中）类似。值得注意的是，在本研究中使用的病毒载体的滴度/体积方面，没有将载体转移到前脑（PVN）或其他后脑（RVLM）心血管控制中心，并且在这些区域也没有随后的蛋白表达（未显示）。

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病毒介导GFP和MIF向NTS的转导。如方法所述，在接受CBA-eGFP或CBA-MIF微注射到NTS的SHR脑干冠状切片（距脑角-14.28mm）上拍摄的代表性荧光显微照片。上部面板低倍图像显示NTS中GFP（左）和免疫反应性MIF（右）的表达。中间和下部面板高倍显微镜显示免疫反应性MIF（绿色）与神经元标记物HuC/HuD（红色）或星形胶质细胞特异性标记物GFAP（红色）共定位（黄色）。注意，这里使用的MIF抗体稀释液（1:500）没有检测到内源性MIF，因此显示的MIF染色主要来自病毒转导的MIF.

3.3. NTS中MIF表达增加与SHR中平均动脉压降低相关

如方法实验2所述，检查NTS中MIF表达增加对MAP和HR的影响。在NTS内病毒转导之前，所有SHR组在光明期（eGFP:132±2，CBA-MIF:134±3）和黑暗期（eGFP:135±2，CBA-MIF:133±3）的基线MAP（mmHg）相似；表1). 注射CBA-MIF的SHR组在基因转移后约25天的MAP显著降低[133±4（CBA-MIF-大鼠）vs.142±3 mmHg（eGFP大鼠）(F类(1,176) = 16.91); 黑暗期CBA-MIF组134±4 mmHg，eGFP组142±3 mmHg(F类(1,176) = 92.45);图三]. 在NT大鼠中基因转移在光照期间不改变基线MAP[eGFP:95±8和CBA-MIFF:91±3(F类（1,84）=0.8996）]或黑暗期[eGFP:94±7和CBA-MIF:93±4 mmHg(F类=（1.84）=1.172）](图三).

表1

向NTS注射eGFP或CBA-MIF前SHR和NT大鼠的基线MAP和HR值

 基线电子绿色荧光蛋白(n个= 8)
CBA-MIF公司(n个= 10)
MAP（毫米汞柱）人力资源（下午2点）MAP（毫米汞柱）人力资源（下午2点）
SHR公司灯光132 ± 2*337 ± 6*134 ± 3*326 ± 8*
深色135 ± 2*361 ± 9*133 ± 3*348 ± 6*
电子GFP(n个= 5)CBA-MIF公司(n个= 5)
NT公司灯光94 ± 2351 ± 10**99 ± 5389 ± 23
深色100 ± 3412 ± 1099 ± 3425 ± 16

数值为平均值±SEM；n个=大鼠数量/组。

*P（P）与NT对应的NT组相比，<0.05。

**P（P）<0.05 vs.NT+eGFP深色。

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NTS中MIF表达的增加降低了SHR的MAP。此处显示的是SHR或血压正常（NT）大鼠在向NTS注射载体前后记录的MAP（mmHg）值（eGFP-open符号；MIF-filled符号）。MAP记录是在夜间进行的(A类和C类)和黑暗时期(B类和D类)，并在第0天进行载体注射（箭头所示）。结果显示为平均值±SEM；n个eGFP组和MIF组分别为8和10 SHR；n个eGFP组和MIF组分别为5只和5只NT大鼠*P（P）与eGFP相比<0.05。

如所示图4在载体转导之前，NT-MIF组的基线HR值高于SHR和NT-eGFP组。载体转导四周后，与MIF过度表达前相比，仅NT-MIF组HR水平降低。

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NTS中MIF表达增加不会改变SHR的HR。此处显示的是SHR或血压正常（NT）大鼠在向NTS注射载体前后记录的HR（b.pm.）值（eGFP-open符号；MIF-filled符号）。这里显示的HR录音是在光照期间录制的。结果以平均值±SEM的形式显示，每组大鼠的数量如下：；SHR+eGFP，n个= 8; SHR+MIF，n个= 10; NT+eGFP和NT+MIF，n个= 5. *P（P）同一组内与基线相比<0.05#P（P）与SHR和NT+eGFP组相比，<0.05。

3.4. NTS中的MIF转导恢复SHR的压力反射功能

如方法实验3所述，检查NTS中MIF表达增加对压力反射功能的影响。如所示图5与NT动物相比，SHR的HR压力反射功能受损[SHR+eGFP斜率：-1.2±0.1 vs.NT+eGFP斜率：-2.7±0.1；F类(1,3) = 11.430,P（P）< 0.05]. 向SHR的NTS注射CBA-MIF使HR压力反射重设为NT大鼠的观察值（SHR+MIF斜率：-2.7±0.1）。相反，MIF在NT大鼠NTS中的表达增加并没有改变HR压力反射功能(图5).

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NTS中MIF表达增加可恢复SHR的压力反射功能。分组HR压力反射斜率对苯肾上腺素（升压药）或SNP（降压药）产生的MAP每10 mmHg变化的响应，如方法所述。结果以每组以下大鼠数量的平均值±SEM表示；SHR+eGFP，n个=7；SHR+MIF，n个= 8; NT+eGFP，n个= 5; 和NT+MIF，n个= 6. *P（P）与SHR+eGFP组相比，<0.05。

3.5. NTS中MIF转导对SHR心脏功能和肥厚无影响

如方法中实验2所述，检查NTS中MIF表达增加对心脏功能和肥大的影响。SHR中左心室压力最大峰值速率和最小峰值速率的值在各组之间相似，如图6A类在相同的动物中，各组之间的HW和TL比率没有差异（GFP:2.9±0.08；CBA-MIF:2.97±0.03 mg/mm）(P（P）= 0.394,图6B类). 与NT大鼠相比，这两个SHR组的HW/TL比值显著增加[2.3±0.1 mg/mm；F类(2,15) = 21.19,P（P）< 0.05;图6B类]。

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NTS中的MIF转导不会改变SHR的心脏功能或心肌肥厚。(A类)向NTS微量注射CBA-eGFP或CBA-MIF后31天SHR左心室压力的最大和最小峰值速率。数据以平均值±SEM表示，n个=每组5只大鼠。(B类)将eGFP或CBA-MIF微量注射到NTS后31天，NT大鼠和SHR的HW/TL。结果以平均值±SEM表示，n个=每组5只大鼠。

4.讨论

本研究的主要发现是：（i）SHR大鼠和NT大鼠NTS中MIF mRNA水平相似，但来自于一个定性观点不同菌株内源性免疫反应MIF蛋白在该细胞核的细胞分布不同。在NT大鼠中，MIF在神经元中丰富，在星形胶质细胞中较少出现。然而，在SHR中，MIF免疫反应在NTS的星形胶质细胞中存在，而在神经元中未观察到；（ii）NTS神经元内MIF的表达增加导致SHR的MAP显著降低，但NT大鼠的MAP无显著降低；（iii）SHR中MIF引起的MAP降低与压力反射功能的恢复有关；（iv）SHR NTS中MIF表达增加引起的MAP降低与这些动物的心脏功能变化无关。

这些数据提出了许多关于MIF在中枢神经系统血压调节中的作用和贡献的问题。我们之前的研究使我们得出结论，PVN中的MIF是ANG II对NT大鼠交感神经活动和血压作用的重要负调节因子，SHR中这种MIF调节机制缺失或耗尽，导致高血压。目前的数据提供了新的证据，表明MIF对血压调节的负调节作用不仅限于PVN，还包括NTS内的作用。具体而言，在本研究中，我们证明了MIF在SHR的NTS神经元中的过度表达能够降低MAP，并将这些动物的压力反射功能提高到NT对照中观察到的水平。由于众所周知NTS中的ANG II依赖性机制是SHR中压力反射控制受损的原因，10,23并且SHR在大脑中表现出RAS的过度活性，7有理由认为，SHR NTS中MIF表达增加后观察到的压力反射功能改善可能是由于ANG II在这些大鼠中的增强作用受到抑制。此外，这些数据表明，MIF在NTS星形胶质细胞而非神经元中的表达可能与SHR中观察到的压力反射功能降低有关。

尽管MIF在SHR的NTS中的表达增加降低了MAP，但在这些大鼠中，心肌肥大或心功能改善并没有相关的减少。这与我们之前的研究相反，在之前的研究中，SHR PVN中MIF的增加表达降低了MAP并减少了心肌肥厚。19这种差异可能是由多个因素造成的。例如，在当前研究中，MIF产生的MAP减少量小于MIF在PVN中过度表达所产生的。此外，之前的研究是在更长的MIF表达时间（84天）内进行的，而本研究是在31天内进行的。长期暴露于NTS中MIF表达增加是否会导致MAP更大程度的降低，并恢复SHR的心功能，仍有待观察。尽管MIF可以恢复SHR的压力反射功能，但也知道NTS交感神经机制增强是高血压的一个原因。4–6NTS是交感神经抑制和交感神经兴奋的来源，取决于延髓腹侧区域的不同投射（在科伦巴里综述等.24). 因此，考虑到我们之前的观察，MIF作用于PVN以减少交感神经流出，17可能在NTS中MIF表达后SHR中BP的减少也包括交感神经兴奋的减少。

另一个问题涉及MIF降低SHR MAP的作用机制。基于我们之前的研究，我们预测MIF的这种作用是通过MIF的TPOR部分清除NTS神经元中的ROS来介导的。15NTS中ROS水平降低可能是SHR中MAP降低的原因，这一观点当然是合理的。例如，研究表明，卒中前SHR中Rac1衍生的ROS减少可以降低血压，表明NTS中ROS过度活跃能够维持这些大鼠的高血压水平。25此外，最近的一项研究表明，由于AT1受体的激活减弱和/或ROS降低和NO生成增加，在氯沙坦或坦波尔治疗后，SHR NTS（中间区和连合区）的MAP和ROS水平降低，这可以作为NTS的动脉压缓冲。20最近，有研究表明，在小鼠模型中，PVN中超氧化物的减少可以阻止肾血管性高血压的发展。26几项研究表明27–29和中央30抗氧化剂可以降低高血压大鼠的血压，这意味着在高血压模型中，氧化应激对维持高血压至关重要。因此，我们认为NTS中MIF的ROS清除作用可能有助于当前研究中观察到的MAP降低。此外，抗氧化剂蛋白，包括MIF，可能是一种潜在的治疗高血压的途径，而高血压是神经源性的。

总之，尽管仍存在一些问题，但我们的数据为MIF对NTS压力反射功能的调节作用提供了新的证据，并表明该蛋白在中枢神经系统对心血管功能的控制中具有重要作用。

利益冲突：没有声明。

基金

这项工作得到了圣保罗保护基金会（FAPESP；2010/09250-1;;2011/50770-1)，的国家环境保护委员会（CNPq）国家心脏肺与血液研究所（CAPES）(HL-076803型; 和HL-093186型).

工具书类

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文章来自心血管研究由以下人员提供牛津大学出版社