磷酸甘油变位酶1协调糖酵解和生物合成，促进肿瘤生长

PGAM1敲除导致3-PG水平升高，3-PG通过与底物6-磷酸葡萄糖酸（6-PG）竞争结合并抑制6PGD

接下来，我们探索了PGAM1调节PPP的分子机制。我们的数据表明，PGAM1敲除细胞中异常高水平的3-PG可能是由于氧化PPP流量的抑制(图1). 为了验证这一假设，我们检测了3-PG对葡萄糖-6-磷酸脱氢酶（G6PD）的影响，葡萄糖-6-磷酸脱氢酶是氧化PPP中第一个也是最重要的酶，产生NADPH，6-磷酸葡萄糖酸脱氢酶（6PGD）也是一种酶，在NADP存在下将6-磷酸葡萄糖转化为5-磷酸核酮糖时也会产生NADPH⁺。我们表演了在体外在3-PG浓度增加的情况下进行6PGD和G6PD分析。据报告，人类细胞中3-PG的生理浓度约为50–80μM(Feig等人，1971年;Minakama等人，1964年;Mulquiney和Kuchel，1999年). 如所示表S3我们确定，在H1299、MDA-MB231和Molm14细胞中，对照载体细胞中的3-PG水平约为60–80μM，PGAM1敲除细胞中的3-PG水平为200–300μM，而在212LN对照细胞和PGAM1击倒细胞中，3-PG浓度分别约为160μM和310μM。因此，我们接下来根据上述肿瘤细胞中的生理3-PG水平，研究了增加3-PG浓度对G6PD和6PGD酶活性的影响。

我们发现，使用类似于PGAM1击倒H1299细胞（~250μM）中的3-PG浓度处理会导致6PGD的酶活性降低(图2A)在H1299细胞裂解物或重组6PGD（r6PGD）中(图2B)然而，在两个实验中，对照H1299细胞（~60μM）中测定的生理3-PG浓度并没有显著影响6PGD酶的活性。在对照实验中，增加3-PG浓度的处理对H1299细胞裂解液中的G6PD活性或rG6PD的活性没有显著影响(图S2A). 此外，2-PG不影响H1299细胞裂解液中6PGD酶的活性或r6PGD的活性(图S2B). 这些结果表明，异常高水平的3-PG，如在PGAM1敲除细胞中，可能选择性地直接抑制6PGD，但不抑制G6PD。

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图2

PGAM1的减少导致细胞内3-PG水平增加，3-PG通过与底物6-PG竞争结合并抑制6PGD

（A–B）在增加3-PG浓度的情况下，测定H1299细胞裂解液（A）或重组6PGD（r6PGD）（B）中6PGD的酶活性。相对6PGD活性归一化为未经3-PG处理的对照样品。空白载体和PGAM1敲除的对照H1299细胞中的3-PG水平分别为62.5±10.8μM和256±41.9μM。误差条表示每个样本三个重复的平均值+/-SD（**：0.01<p<0.01；***：p<0.001）。

（C） 6PGD和3PG的热位移熔化曲线。采用热位移法检测蛋白质（6PGD）和“配体”（3PG）的相互作用。在100μM至25 mM的浓度下，熔融温度（Tm）的变化呈剂量依赖性，表明3-PG直接与蛋白质结合。6PGD-3-PG相互作用的Kd测定为460±40μM。

（D） Dixon图显示3-PG抑制6PGD，并测定了解离常数（Ki）。

（E） Lineweaver-Burk图显示3-PG作为6PGD的竞争抑制剂发挥作用。

（F） 6PGD和6PG的热位移熔化曲线。进行热位移分析以检测蛋白质（6PGD）和配体（6PG）的相互作用。在浓度为5μM至5 mM时，熔化温度（Tm）的变化呈剂量依赖性，表明6-PG直接与蛋白质结合。6PGD-6PG相互作用的Kd被确定为37±3μM。

另请参见图S2.

为了检测3-PG是否与6PGD结合并抑制6PGD，我们进行了热熔解位移分析，以检测蛋白质（6PGD）和“配体”（3-PG）的相互作用。培养浓度增加的3-PG以剂量依赖的方式提高6PGD熔化温度（Tm），表明3-PG直接与蛋白质结合(图2C). 蛋白质-“配体”相互作用的Kd值计算为460±40μM。此外，我们对3-PG对6PGD的抑制进行了动力学研究图2DDixon图显示3-PG结合并抑制6PGD。测定的抑制常数（Ki）为489±13μM，与测定的Kd一致。

接下来，我们测定了H1299、MDA-MB231和212LN细胞中6-PG的细胞内浓度，分别为34.9±2.1μM、37.6±0.7μM和24.9±0.4μM。我们进行了额外的酶动力学分析，以测试在生理浓度为6-PG（~35μM）的情况下，3-PG的浓度是否与PGAM1击倒H1299细胞（~250μM）中的浓度类似，作为6PGD的竞争性或非竞争性抑制剂发挥作用。如所示图2ELineweaver-Burk图表明3-PG是6PGD的竞争抑制剂。由于蛋白质（6PGD）-配体（6-PG）相互作用的Kd值在热熔移分析中计算为37±3μM(图2F)这些数据共同表明，在生理浓度下，3-PG（~60–80μM）无法与6-PG（~35μM）有效竞争，以抑制癌细胞中的6PGD；然而，PGAM1减弱后，细胞3-PG水平升高（~250–300μM）导致6PGD酶活性降低。

为了进一步了解3-PG介导的6PGD抑制的结构特性，我们结晶了6PGD（1.39μl）的载脂蛋白形式，并用3-PG浸泡以获得6PGD的3-PG结合形式（1.53μl）(表S4). Fo-Fc密度分析表明，3-PG的电子密度位于3-PG结合6PGD结构的活性部位(图3A)但不在apo-6PGD结构中(图3B). 3-PG与6PGD活性部位的几个残基（Y191、T262、R287、R446）相互作用，这些残基对6PGD的底物结合和酶活性很重要(Li等人，2006年) (图3A). 与非形态6PGD结构相比，在3-PG结合6PGD的结构中观察到Arg 446和His 452的不同构象(图3C). 三种不同的6PGD结构与结合NADP、6-PG和3-PG的排列显示活性位点中3-PG和6-PG的重叠(图3D). 总之，这些结果表明，3-PG直接与6PGD结合，并通过与同源底物6-PG竞争抑制6PGD酶的活性，这代表了一种分子机制，解释了PGAM1作为糖酵解酶如何促进氧化PPP的调节，从而促进合成代谢生物合成。

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图3

3-PG介导的6PGD抑制的共结晶分析

（A） 3-PG附近3.0σ处的Fo-Fc电子密度图的立体图。Fo-Fc密度图显示为蓝色网格。6PGD残留物与3-PG相互作用如图所示。

（B）上部顶部：无偏Fo-Fc电子密度图的立体视图，在3PG周围以3.0σ绘制轮廓。Fo-Fc密度贴图显示为蓝色网格。残留物与3-PG相互作用如图所示。下部顶部：6PGD apo-form的2Fo-Fc电子密度图的立体图，在3-PG结合囊中以1.2σ的等高线以与图2A。2Fo-Fc密度图显示为蓝色网格。上部底部：6PGD-3-PG复合物的2Fo-Fc电子密度图的立体图，在3-PG结合囊处以1.2σ的等高线绘制，方向与图3A和3C相同。2Fo-Fc密度贴图显示为蓝色网格。下部底部：模拟退火省略图的立体视图，在3-PG周围以0.8σ等高线绘制。省略密度图显示为蓝色网格。

（C） 6PGD-apo形式（小麦）和6PGD-3-PG复合物（绿色）的结构比较。6PGD-3-PG复合物结构中的Arg 446和His 452表现出不同的构象。

（D） 6PGD基板结合袋的表面静电势。结合的3-PG（粉红色）与活性位点中的6-PG（蓝色）竞争，但不与NADP（黄色）竞争。通过对齐6PGD-NADP（PDB代码：2JKV）、6PGD-6-PG（PDB编码：3FWN）和6PGD-3PG的结构来建立模型。

另请参见表S4.

通过激活3-磷酸甘油酸脱氢酶（PHGDH），挽救PGAM1敲除细胞中降低的2-PG水平导致3-PG水平降低

为了检测降低的2-PG水平对癌细胞代谢的影响，我们用细胞渗透剂甲基-2-PG处理上述PGAM1击倒的癌细胞，甲基-2-PG在细胞内转化为2-PG。我们证实，在不同的PGAM1敲除癌细胞中，甲基-2-PG治疗导致2-PG细胞水平升高，与相应的对照载体细胞中的水平相当(图4A). 我们还观察到甲基-2-前列腺素治疗可挽救乳酸生成减少(图4B)但对细胞内ATP水平没有显著影响(图S3A)与对照载体细胞相比，PGAM1在H1299细胞中稳定敲除。这一结果表明，挽救细胞2-PG水平可逆转PGAM1敲除对糖酵解的抑制作用，并允许下游糖酵化反应恢复并最终生成乳酸。然而，这种被挽救的糖酵解活性并不影响ATP水平，这与我们之前的观察结果一致(图1I–1J).

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图4

挽救PGAM1击倒细胞中降低的2-PG水平会因PGAM1的衰减而逆转表型

（A） 在存在和不存在细胞通透性甲基-2-前列腺素的情况下，测定了稳定敲除PGAM1的各种癌细胞中的2-PG水平。

对PGAM1稳定敲除的（B–F）H1299细胞进行乳酸生成（B）、氧化PPP通量（C）、RNA（D）和脂质（E）的生物合成以及细胞增殖测试

（F） 在有无甲基-2-PG的情况下。

误差条表示每个样本三个重复的平均值+/-SD（*：0.01<p<0.05；**：0.01<p<0.01；***：p<0.001）。

另请参见图S3.

令人惊讶的是，我们还发现，与相应的对照载体细胞相比，甲基-2-前列腺素治疗可以挽救氧化PPP流量减少、RNA和脂质生物合成减少的情况，并部分恢复H1299 PGAM1击倒癌细胞中细胞增殖减少的情况(图4C–图4F). 使用MDA-MB231载体和PGAM1敲除细胞也获得了类似的结果(图S3B–S3E). 这些数据表明，PGAM1敲低细胞中2-PG水平的增加提供了一种反馈机制，以挽救PGAM1上游被废除的PPP和合成代谢生物合成。

我们通过检测挽救的2-PG水平对PGAM1敲除细胞中3-PG浓度的影响来验证这一假设。我们发现，甲基-2-前列腺素治疗可使不同PGAM1敲除细胞中的3-PG浓度降低至与相应对照载体细胞中的3-前列腺素浓度相当的水平(图5A). 这些结果进一步表明，PGAM1控制癌细胞中的2-PG水平，通过调节3-PG水平促进糖酵解和合成代谢生物合成的PGAM1依赖性协调。

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图5

由于PGAM1衰减导致2-PG水平降低的补救措施通过激活PHGDH导致3-PG水平下降

（A） 在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，测定了稳定敲除PGAM1的各种癌细胞中的3-PG水平。

（B–C）PGAM1击倒H1299中PHGDH的酶活性（B；左边)或212LN（B；正确的)在2-PG浓度增加的情况下测定细胞裂解物和重组PHGDH（rPHGDH）（C）。相对酶活性归一化为未经2-PG处理的对照样品。空白载体对照H1299细胞和PGAM1敲除细胞中的2-PG水平分别为46.2±10.2μM和15.0±14.1μM，而空白载体和稳定敲除PGAM1的212LN细胞中2-PG的水平分别为58.3±20.1μM和17.8±14.4μM。

（D） 通过测定稳定敲除PGAM1的H1299细胞的丝氨酸生物合成速率¹⁴C从¹⁴在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，C-葡萄糖。丝氨酸的相对生物合成被标准化，以控制含有空载体的细胞，而不进行甲基-2-PG处理。

（E） Western印迹结果显示，在存在或不存在甲基-2-PG处理的情况下，shRNA介导的H1299细胞中PHGDH的敲除具有PGAM1的稳定敲除。

（F） 2-PG型(左边)和3-PG(正确的)在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，测定PHGDH敲除后PGAM1敲除细胞中的水平。

（G–H）PGAM1稳定敲除细胞经或不经靶向PHGDH的shRNA处理后，检测PPP通量（G）以及丝氨酸、脂类和RNA的生物合成（H；左，中和正确的分别）。

误差条表示每个样本三个重复的平均值+/-SD（*：0.01<p<0.05；**：0.01<p<0.01；***：p<0.001；n.s.：不显著）。

接下来，我们确定了细胞内3-PG水平的2-PG依赖性反馈调节的分子机制。除了在糖酵解中由PGAM1催化转化为2-PG外，3-PG还可作为丝氨酸合成的前体，并可通过PHGDH转化为3-磷酸羟基丙酮酸（pPYR）。由于PGAM1敲除细胞中的PGAM1活性减弱，甲基-2-PG处理挽救的细胞2-PG水平可能通过激活PHGDH降低3-PG水平。我们通过检测2-PG对PHGDH活性的影响来验证这一假设，我们使用PGAM1敲除细胞来排除PHGDH酶活性反应中内源性PGAM1对3-PG和2-PG的影响。事实上，我们发现，2-PG浓度与对照H1299细胞（约45μM）或甲基-2-PG处理的PGAM1敲除细胞（约60μM）中测定的浓度相等，这导致H1299 PGAM1击倒细胞裂解物中PHGDH酶活性较高(图5B;左边). 随着2-PG浓度的增加，处理212LN PGAM1敲除细胞裂解物也获得了类似的结果(图5B;正确的). 此外，随着2-PG浓度的增加，重组PHGDH（rPHGDH）的酶活性增加(图5C). 相反，与PGAM1敲除细胞（~15μM）中测定的浓度相对应的2-PG浓度对PHGDH活性没有显著影响。总之，这些研究揭示了细胞2-PG水平通过调节PHGDH有助于控制细胞3-PG水平的反馈机制。

此外，我们发现PGAM1的稳定敲除导致丝氨酸生物合成显著降低，而甲基-2-前列腺素治疗可挽救表型(图5D). 此外，shRNA介导的PHGDH基因敲除(图5E)经甲基-2-PG处理后，不会影响PGAM1敲除细胞中挽救的2-PG水平，而PHGDH敲除可消除H1299 PGAM1击落细胞中升高的3-PG水平的甲基-2-PG依赖性降低(图5F,左边和正确的）。这些数据支持我们的假设，即PGAM1控制2-PG水平以调节PHGDH，PHGDH通过转移丝氨酸生物合成中的3-PG来调节3-PG水平。此外，在PGAM1稳定敲除细胞中敲除PHGDH可逆转甲基-2-PG对氧化PPP流量的依赖性拯救以及丝氨酸、脂质和RNA的生物合成(图5G–5H）。这些数据共同表明，2-PG除了是糖酵解代谢产物外，还可能通过PHGDH发出信号，以调节PPP流量和合成代谢生物合成，至少部分是通过调节3-PG水平。

PGAM1酶活性在3-PG和2-PG水平之间达到平衡，协调糖酵解和生物合成以促进癌细胞增殖

为了研究PGAM1酶活性在肿瘤代谢和肿瘤发展中的作用，我们筛选并开发了一种PGAM1小分子抑制剂。目前唯一报道的PGAM1抑制剂是MJE3，它可能通过特定修饰靶向PGAM1的活性部位，专门在完整细胞中抑制PGAM1活性体内(Evans等人，2007年;Evans等人，2005年). 我们设计了一种使用耦合PGAM1和烯醇化酶分析的筛选策略，并从FDA批准的2000种小分子化合物库中鉴定出三种铅小分子化合物，包括茜素，作为PGAM1抑制剂(图6A;图S4A–S4B). 我们重点研究了1,2-二羟基蒽醌即茜素（C₁₄H（H）₈O（运行）₄) (图6B;顶部)它是一种有机化合物，在历史上具有重要的地位，是一种重要的染料，最初来源于茜草属.茜素治疗导致人类白血病KG1a细胞增殖减少，呈剂量依赖性(图S4C–S4D).

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图6

小分子PGAM1抑制剂PGMI-004A的鉴定与表征

（A） 一级和二级筛选策略的示意图，用于识别作为PGAM1抑制剂的先导化合物。

（B） 茜素及其衍生物茜素红S和PG公司A类M i公司抑制剂（PGMI）-004A。

（C） PGMI-004A通过IC抑制PGAM1₅₀13.1μM，这是通过培养纯化的人类PGAM1蛋白和增加的PGMI-004A浓度来确定的。误差条表示每个样品三次重复的平均值+/−SD。

（D） 通过培养纯化的人PGAM1蛋白和增加的PGMI-004A浓度，确定Kd值为7.2±0.7μM。测定色氨酸的荧光强度（Ex:280nm，Em:350nm）(Schauerte和Gafni，1989年).

（E） 在PGAM1底物3-PG浓度增加的情况下，PGMI-004A与重组PGAM1蛋白的竞争性结合试验。增加的游离PGAM1通过增加荧光强度来确定。

（F） 在不同浓度的PGMI-004A和3-PG存在下对PGAM1酶测定进行Dixon图分析。反应速度（v）由NADH氧化导致荧光（ex:340nm，em:460nm）降低的速率确定。Ki测定为3.91±2.50μM。

（G） PGAM1和PGMI-004A的热位移熔化曲线。进行热位移分析以检查蛋白质（PGAM1）和“配体”（抑制剂PGMI-004A）的相互作用。在浓度为2.5μM至80μM时，熔化温度（Tm）的变化呈剂量依赖性，表明PGMI-004A直接与蛋白质结合。PGAM1-PGMI-004A相互作用的Kd测定为9.4±2.0μM。

另请参见图S4.

接下来我们确定了茜素红S(图6B;中间的)作为一组茜素衍生物中更有效的PGAM1抑制剂(图S4E–S4F). 我们通过磺酰胺键添加疏水基团，设计了一组茜素红S衍生物(图S5A). 在这些化合物中，我们重点研究了PGAM1抑制剂004A（PGMI-004A）(图6B;底部)，虽然不如红色S在体外，显示出与亲代化合物相比，在白血病KG1a细胞中抑制PGAM1的效力增强(图S5B–S5C). 这可能是因为PGMI-004A比茜素和茜素红S更疏水，从而使细胞具有更好的渗透性。

PGMI-004A通过IC抑制PGAM1₅₀约13.1μM(图6C)根据荧光结合分析，PGMI-004A-PGAM1相互作用的Kd值为7.2±0.7μM(图6D). 在竞争性结合试验中，PGMI-004A与重组PGAM1蛋白在不同浓度的PGAM1底物3-PG存在下孵育，我们发现，在不同浓度的PGMI-004A存在的情况下，3-PG浓度的增加导致PGMI-004-A-未结合形式PGAM1的荧光强度增加，但在不存在PGMI-004的情况下不会增加(图6E). 这表明PGMI-004A可能变构调节PGAM1的酶活性。使用Dixon图分析确定Ki值为3.91±2.50μM(图6F). 此外，我们还进行了热熔体位移分析，以检查蛋白质（PGAM1）和配体（PGMI-004A）的相互作用。培养浓度增加的PGMI-004A以剂量依赖的方式提高PGAM1的熔化温度（Tm），表明PGMI-004A直接与蛋白质结合(图6G). 蛋白质与蛋白质相互作用的Kd值计算为9.4±2.0μM。总之，这些结果表明PGMI-004A直接与PGAM1结合并抑制其酶活性。

我们发现，PGMI-004A处理对PGAM1活性的抑制导致H1299细胞中的2-PG水平降低，3-PG水平升高，这可以通过甲基-2-PG处理来挽救(图7A). 此外，PGMI-004A治疗可显著降低乳酸生成，而甲基-2-PG治疗可挽救乳酸生成(图7B)，但对细胞内ATP水平没有显著影响(图7C). 与这些观察结果一致，在PGMI-004A处理的细胞中，当烯醇化酶被击倒或被特定抑制剂NaF抑制时，甲基-2-PG处理所挽救的乳酸生成被取消(图S5D). 这些结果还表明，从甲基-2-PG中提取的2-PG被细胞代谢，以恢复因PGAM1抑制癌细胞而降低的糖酵解。我们还发现，PGMI-004A处理导致氧化PPP通量降低(图7D)和NADPH/NADP⁺比率(图7E)以及脂质和RNA的生物合成减少(图7F–7G）和细胞增殖(图7H)在H1299细胞中。这些表型与在PGAM1敲除细胞中观察到的表型相似，通过甲基-2-PG治疗可以显著挽救PGAM1，表明PGMI-004A靶向PGAM1以抑制癌细胞代谢和增殖。

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图7

PGMI-004A对PGAM1的抑制表明，PGAM1酶活性对调节3-PG和2-PG水平以及协调糖酵解和生物合成以促进癌细胞增殖至关重要

（A） 2-PG型(左边)和3-PG(正确的)在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，测定用或不使用PGMI-004A处理的H1299细胞中的水平。

在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，测定用或不用PGMI-004A处理的H1299细胞的（B–C）乳酸生成量（B）和细胞内ATP水平（C）。

用或不用PGMI-004A处理的（D–E）H1299细胞检测氧化PPP通量（D）和NADPH/NADP⁺比率（E）。

用或不用PGMI-004A处理的（F–H）H1299细胞，在存在和不存在甲基-2-前列腺素的情况下，测试脂质（F）和RNA（G）的生物合成以及细胞增殖（H）。

（I–K）在PGMI-004A浓度增加的情况下，H1299细胞（I）、不同的人类白血病细胞（J）和对照人类真皮成纤维细胞（HDF）细胞（K）的细胞活力。通过台盼蓝排除法测定细胞活力。

误差条表示每个样本三个重复的平均值+/-SD（*：0.01<p<0.05；***：p<0.001；n.s.：不显著）。

另请参见图S5.

此外，我们观察到，PGMI-004A治疗会降低多种人类癌症和白血病细胞的细胞增殖(图7I–7J;S5E–S5H系列)但不控制人皮肤成纤维细胞（HDF）、人包皮成纤维细胞、人HaCaT角质形成细胞和人黑素细胞PIG1细胞(图7K和S5I系列)表明PGMI-004A对正常增殖的人类细胞的非特异性毒性最小。

蛋白质结晶、数据收集和结构测定

对于蛋白质结晶，采用悬挂滴气相扩散法结晶6PGD。为了浸泡在3-PG中，向混合物中添加0.2μL 5 mM 3-磷酸甘油酸，并培养2小时。然后用相同的冷冻保护剂溶液在液氮中对晶体进行闪速冷冻。由于3-PG的高浓度会导致晶体开裂，因此最终3-PG浓度为833μM，精炼后的占有率为50%。为了收集数据，分别在阿贡国家实验室先进光子源的生命科学束线GM/CA-CAT（23-ID-F）和NE-CAT（24-ID-E）的大分子晶体学中收集了6PGD apo-form和6PGD-3-PG复合物的晶体衍射数据。数据用HKL2000进行处理，缩放数据用于分子替换。为了进行阶段划分、模型构建和精细化，使用CCP4套件中的Molrep进行分子替换，以6PGD-6-PG结构解析后的蛋白质部分作为搜索模型（pdb代码：3FWN）来确定6PGD apo-form的结构(Chen等人，2010年). 然后使用Phenix对结构进行改进(Haddadian等人，2011年). 使用基于电子密度解释的分子图形程序COOT对模型进行手动重建。如果水分子在Fo-Fc密度图中产生超过3σ的峰值，则将其纳入模型。6PGD-3-PG复合物的结构也通过Molrep的分子置换确定，以6PGD脱辅基的解析结构为搜索模型，然后使用Phenix进行精细化。使用分子图形程序COOT手动重建模型。利用PyMol软件对apoform和6PGD-3-PG复合物的最终结构进行了可视化。

异种移植研究

埃默里大学动物护理和使用委员会批准使用小鼠和设计实验。裸鼠（Athymic Nude-Foxn1nu，6-8周龄雌性，Harlan）皮下注射10×10⁶H1299细胞在左侧有空载体，在右侧有内源性hPGAM1稳定敲除的细胞。在实验终点采集肿瘤并称重，比较每只小鼠两侧有无内源性hPGAM1稳定敲除的细胞产生的肿瘤质量（g）。通过对比对照组与双尾配对Student’st吨测试。为了使用异种移植小鼠对PGMI-004A进行药物评估，在每只小鼠右侧皮下注射H1299细胞后的6天内，每天通过腹腔注射给药，剂量为100 mg/kg。通过使用公式4π/3×（宽度/2）在3周的过程中测量肿瘤的两个垂直直径来记录肿瘤生长²×（长度/2）。在实验终点采集肿瘤并称重。比较用载体对照（DMSO:PEG400:PBS，比例为4:3:3）和PGMI-004A治疗的肿瘤质量（g），并用双尾Student’st吨测试。

我们感谢埃默里Winship癌症研究所血液科组织库的Susan Sunay提供白血病患者的原始组织样本，感谢Sagar Lonial博士和Lawrence Boise博士提供健康献血者的外周血样本，感谢Yoke Wah Kow博士提供人类HaCaT和PIG1细胞系。这项工作得到了NIH拨款CA120272（J.C.）、CA140515（J.C.”、GM071440（C.H.）和药理学培训拨款T32 GM008602（S.E.）的部分支持。J.X.和T.-L.G.是Cell Signaling Technology，Inc.的员工。T.H.是美国血液学会的研究员学者。S.E.是NIH的博士前研究员和ARCS基金会学者。G.Z.C.、D.M.S.、F.R.K.、S.K.和J.C.是乔治亚癌症联盟杰出癌症学者。S.K.是罗宾斯学者。S.K.和J.C.是美国癌症学会基础研究学者。J.C.是白血病和淋巴瘤学会的学者。