胃肠病学。作者手稿；PMC 2013年11月1日提供。
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刺猬通过调节代谢控制肝星状细胞命运
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陈玉平
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史蒂夫·S·崔
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通讯作者：Anna Mae Diehl，医学博士，杜克大学医学中心消化科，595 LaSalle Street，Snyderman Building，Suite 1073，Durham，NC 27710，919-684-4173，400lheid处的ude.ekud.cm 介绍
其中许多MF是通过转分化样过程从静止（Q）肝星状细胞（HSC）衍生而来，细胞从静止脂肪生成状态转变为增殖和纤维生成状态。1研究人员已经确定了一些促进HSC转分化和MF生长的损伤相关因素。相反，当损伤治愈后，MF人群逐渐退化，纤维化倾向于退化。2有证据表明，在活动性肝损伤期间限制MF积聚的定向努力已经失败，进一步支持了微环境在决定HSC命运方面的全球力量。这些观察结果表明，多余的损伤引发机制激活了最终控制HSC命运的分子，并证明了识别这些主要调控因子的工作是正确的。
越来越多的证据表明，发展监管大师Hedgehog，三,4在成人伤口愈合期间重新激活。5当Hh配体与Hh反应细胞表面的受体Patched（PTCH）结合时，Hh通路被激活。这减轻了PTCH对Smoothened（SMO）的抑制作用，SMO是具有信号活性的Hh共同受体。然后SMO转移到纤毛，在纤毛中促进控制Hh靶基因表达的转录因子GLI1、GLI2和GLI3的核定位。Hh途径的大多数生物效应被认为是由GLI靶基因的转录调控引起的，GLI-靶基因的产物影响干细胞更新和谱系决定，以及细胞周期进展和细胞迁移。6-8尽管Hh在成人组织修复中的确切作用仍有些模糊，但该途径似乎控制着健康组织重建所需的关键细胞命运决定，因为当Hh信号被解除时，通常会导致癌症和纤维化。6,9,10抑制Hh信号也会阻止脂肪生成，11提示Hh途径在代谢中的作用。然而，尚不清楚Hh的代谢效应是否影响其其他作用，或反之亦然.
与参与肝脏修复的几个关键细胞类型一样，HSC具有Hh反应性。6,12Hh通路激活促进静止（Q）-HSC向MF-HSC的转变，而通路抑制则促使MF-HSC恢复到静止表型。13我们假设Hh信号可能通过调节HSC的代谢来指导HSC的命运，因为Q-HSC是脂肪细胞样的2而脂质损失是Q-HSC向MF转变的标志。1,14,15
材料和方法（完整方法见在线补遗)
主要HSC研究
从成年大鼠、野生型C57BL6小鼠、，平滑（Smo）tm2Amc公司/J（SMO-LoxP）小鼠16或mtGFP转基因小鼠17以及在含有4500或1000mg/L葡萄糖的DMEM中激活培养7天。18,19用糖酵解抑制剂（2-脱氧葡萄糖，Sigma-Aldrich）、乳酸脱氢酶（FX11）、，20平滑（GDC-0449，Selleck Chemicals），21或HIF1α（吖啶（ACF），Sigma-Aldrich）22并在第7天进行分析。在SMO-LoxP小鼠的HSC中，使用Cre-relubise腺病毒载体删除漂浮的平滑等位基因。将结果与用GFP腺病毒载体处理的HSC进行比较。
动物研究
使用来自Jackson Laboratories（ME Bar Harbor）的C57BL/6小鼠建立肝损伤模型。根据美国国立卫生研究院出版的《实验动物护理和使用指南》的规定，所有研究均由杜克大学动物护理与使用委员会批准。
急性肝损伤模型
CCl公司4野生型雄性小鼠腹腔注射橄榄油（n=2）或CCl4（CCl4橄榄油=1:20，n=6），并在第2天、第4天或第7天献祭。肝部分切除术（PH）成年雄性小鼠接受PH和环胺治疗。23在PH时（n=6）或48小时后（n=5）收获肝脏。
慢性肝损伤模型
巴西存托凭证野生型雄性小鼠接受胆管结扎（BDL；n=5）或假手术（n=4），14天后处死。SMO-LoxP小鼠16（Jackson Laboratories）与αSMA-Cre-ERT2转基因小鼠杂交，生成双转基因小鼠（DTG），其中三苯氧胺治疗可诱导αSMA（+）细胞SMO的条件性缺失。成年（8-12周）小鼠接受BDL或假手术（n=8只/组）；BDL后第4、6、8和10天用溶媒或三苯氧胺治疗；并在BDL后14天牺牲。蛋氨酸及胆碱缺乏饲料野生型雄性小鼠被喂食对照组（n=2）或蛋氨酸胆碱缺乏饮食（MCD；MP Biomedicals，Solon，OH；n=3）8周。MDR2型-/-老鼠.老化（52-62周龄）MDR2-/-小鼠用溶媒（n=10）或GDC-0449（n=10.）治疗9天。24
人体研究
根据机构审查委员会批准的协议，对匿名健康和患病的人类肝脏进行糖酵解标记物表达检测。
统计分析
结果表示为平均值±标准误差平均值（SEM）。使用Student的t吨-测试。P（P）<0.05被认为是显著的。
结果
HSC转分化期间代谢被重新编程
我们使用微阵列筛选HSC的代谢转换相关变化。为了捕捉转分化过程中的早期和晚期事件，比较新分离的原代HSC和培养7天后的HSC中的基因表达。这种方法与早期研究不同，这些研究检查了培养1天或更长时间的HSC。25我们发现，Q-HSC和MF-HSC中差异表达的大量基因参与代谢(补充表1、2). 这一点以前没有被强调过，这表明HSC代谢在转分化过程中发生迅速变化。MF-HSC的基因表达谱也与高增殖细胞相似。26因为增殖细胞通常是糖酵解的，26,27我们比较了Q-HSC和MF-HSC中的糖酵解活性。MF-HSC显示糖酵解酶的表达显著增加(,补充图1A)葡萄糖和乳酸转运体()，与糖异生相关基因的协同下调(). 值得注意的是，许多这些转录本中最显著的差异发生在培养的最初48小时内。因此，如果只在以后的时间点评估基因表达，代谢变化就会被忽略。例如，葡萄糖转运蛋白、谷氨酸1和两种关键糖酵解酶己糖激酶（Hk）2和丙酮酸激酶（Pk）m2的mRNA水平，28培养6-24小时内增加6-25倍(补充图2)并在培养第7天保持升高(). Western blot和免疫细胞化学证实，当培养Q-HSC时，这些糖酵解酶的表达迅速启动，然后保持在较高水平(). 相反，磷酸烯醇丙酮酸羧激酶（Pck）1和果糖双磷酸酶（Fbp）1的转录物，这两种关键的糖异生酶，26在培养的最初48小时内下降了90%，并在培养第7天保持极低水平().
HSC转分化期间代谢被重新编程原代HSC培养7天。与文化相关的变化A类)mRNA和B、 C类)糖酵解酶、己糖激酶（HK2）、磷酸果糖激酶（PFKP）和丙酮酸激酶M2（PKM2）的蛋白表达。中的相关更改B类)MF标记（αSMA），D类)葡萄糖转运蛋白（GLUT1）、乳酸转运蛋白（MCT4）、，E类)糖异生相关基因、磷酸烯醇丙酮酸羧激酶（PCK1）和果糖双磷酸酶（FBP1），以及F类)细胞内乳酸盐*P（P）<.05; **P（P）<.01; ***P（P）与第0天相比，<0.001。
如前所述，1在HSC培养早期，参与脂质合成、氧化和摄取的基因表达下降了50-90%，此后一直保持较低水平(补充图1C). 与代谢相关基因的早期剧烈变化不同，经典MF-HSC标记物的诱导，如α平滑肌肌动蛋白（αSMA）和胶原蛋白1α1，发生在培养第2天到第7天之间(补充图1D和2)，在此期间，细胞获得了典型的增殖性MF-HSC表型(补充图1E-F). 在高糖和低糖培养基中培养的HSC在上述所有参数中表现出类似的变化模式(,补充图3); 在这两种情况下，动力学表明HSC代谢的主要变化在过渡过程中很早就发生了，并且在细胞变成MF后保持不变。
有趣的是，我们发现抑制丙酮酸转化为乙酰辅酶A的Pdk3的mRNA水平，26MF-HSC增加(补充图1B)表明MF-HSC将一些糖酵解生成的丙酮酸转化为乳酸。事实上，HSC在培养后迅速积累乳酸()尽管编码乳酸输出泵MCT4的mRNA逐渐上调，但细胞内乳酸水平仍然升高(). 许多高度增殖的细胞，包括癌细胞，尽管保留了大量线粒体，但仍表现出较高的糖酵解活性并产生乳酸，从而具有氧化磷酸化能力（即有氧代谢）。矛盾的是，癌细胞的生长依赖于糖酵解，尽管糖酵分解在从葡萄糖生成ATP方面明显不如氧化磷酸化有效。这种现象被称为华伯格效应。26,28
我们使用电子显微镜来确定在有氧条件下转分化的糖酵解、产生乳酸的HSC是否保留线粒体。我们注意到新鲜分离的Q-HSC中很少有线粒体，而在7天培养激活的MF-HSC中线粒体丰富(补充图4A). 我们进一步研究了线粒体表达绿色荧光蛋白（GFP）的转基因mtGFP-tg报告小鼠的原代HSC。17在HSC培养的最初72小时内，GFP（+）病灶/细胞的数量和GFP（＋）细胞的百分比都显著增加(补充图4B)证实HSC在转分化为MF时保留线粒体，因此具有氧化磷酸化能力。因此，总体结果表明，HSC在变为肌纤维母细胞时迅速发生糖酵解，并经历Warburg样反应。
代谢重编程控制HSC命运
为了了解HSC代谢重编程的功能意义，我们在标准条件下或在2-脱氧葡萄糖（2DG）中培养MF-HSC，以抑制糖酵解，29并评估对增殖和基因表达的影响。如糖酵解癌细胞所示，292DG在MF-HSC中引起剂量依赖性细胞毒性（数据未显示）。然而，当在低浓度的2DG中培养时，大多数HSC仍能存活，增殖减少，MF基因表达受到抑制，脂肪生成基因重新表达，脂质重新积累(). 由于抑制糖酵解导致MF-HSC恢复到Q-HSC表型，我们询问代谢终产物本身是否可以控制HSC的命运。糖酵解生成丙酮酸，丙酮酸通过LDHA催化反应转化为乳酸。20,26我们的初步研究表明，HSC通过代谢重组积累了大量乳酸(). 为了评估乳酸对HSC转换的直接影响，我们用LDHA的药物抑制剂FX11治疗MF-HSC。20阻断MF-HSC中丙酮酸转化为乳酸会降低乳酸：丙酮酸比率，抑制增殖，抑制MF-genes的表达，并诱导脂质积累和脂肪生成基因(,补充图5). 关键的是，剂量反应研究表明，即使将FX11添加到对细胞生长没有明显影响的培养物中，FX11也会抑制MF标记的表达(补充图5). 因此，要成为肌纤维母细胞，HSC必须激活糖酵解以积累细胞内乳酸，表明代谢重编程控制HSC的命运。
代谢重编程控制HSC的命运在用2-脱氧葡萄糖（2DG，2.5mM）抑制糖酵解治疗三天后，对七天培养的原代HSC进行分析(A、 B类)或FX11（20μM，LDHA抑制剂）阻止乳酸生成(C、 D类). 免疫细胞化学用于比较2DG（A）或FX11（C）对增殖（BrdU掺入）、MF标记物表达（αSMA）和脂质含量（油红O）的影响。B、 D类)通过QRT-PCR评估基因表达的变化***P（P）<0.001与第0天；†††P（P）<0.001与第7天对照。
刺猬信号控制代谢重编程以指导HSC命运决定
已知Hh信号传导抑制脂肪生成。11我们的研究结果表明，HSC脂质含量的变化仅次于糖酵解的激活和由此产生的乳酸积累。几乎没有关于Hh信号对碳水化合物代谢的影响的报道。因此，我们使用各种方法操纵新鲜分离的Q-HSC或培养激活的MF-HSC中的Hh信号，以确定这是否影响糖酵解活性。因为糖酵解是在HSC分离后数小时内诱导的(补充图2)，我们注射了SMO-LoxP小鼠16用重组酶腺病毒载体（或对照载体）有条件地删除Q-HSC中的专性Hh信号转导中间产物（平滑）体内两天后，分离Q-HSC并分析RNA。Cre处理小鼠的Q-HSC表达的SMO mRNA少于对照小鼠的类似细胞，而Q-HSC标记物PPARγ的mRNA水平显著增加，这与HSC需要Hh信号转导为MF的已发表证据一致。13Q-HSC中的平滑缺失也进一步降低了其glut1、Hk2和Pkm2的低基础mRNA表达(). 相反，当用SAG（Smoothened的直接药物激动剂）治疗野生型小鼠的Q-HSC时30分离后，glut1和糖酵解基因mRNA的诱导立即显著增强(). 为了确定抑制平滑是否也抑制MF-HSC中的糖酵解，用直接平滑拮抗剂GDC-0449处理4天培养激活的MF，31持续3天。抑制在培养的MF-HSC中被平滑引起糖酵解基因表达和MF标记物的剂量依赖性抑制(). 为了排除GDC-0449的潜在非靶向效应，第4天从SMO-LoxP小鼠培养HSC16用腺病毒Cre重组酶（Ad-Cre）处理以删除漂浮的平滑等位基因。
刺猬信号控制代谢重编程以指导HSC命运A类)分离前2天感染腺病毒GFP或Cre的SMO-LoxP小鼠新鲜分离的HSC和用SAG（Hh激动剂，0.3μM）处理24小时的新鲜分离大鼠原代HSC的QRT-PCR分析；B类)从培养第4-7天开始用GDC-0449（抑制SMO）处理的小鼠HSC的QRT-PCR分析和免疫染色，或在培养第7天用腺病毒Cre处理的SMO-LoxP HSC（破坏SMO基因）；C类)原代大鼠HSC和HSC HIF1αmRNA的QRT-PCR分析D类)2天前用等量的GLI1或GLI2表达构建体（或空载体）转染的8B细胞；E类)使用GLI2或IgG抗体从LX2细胞中免疫沉淀染色质并进行PCR分析。ChIP扩增子中的GLI共识序列用粗体和下划线表示。GFAP被用作特异性对照。F类)，QRT-PCR分析用阿哌拉嗪（ACF，HIF1α抑制剂）处理三天的培养第7天的HSC*P（P）<.05; **P（P）<.01; ***P（P）<.001与对照组。
MF-HSC中平滑的条件性缺失再现了GDC-0449的作用，导致糖酵解基因和MF基因显著下调(). 因此，典型的Hh信号通过重新编程代谢来指导HSC转分化。此外，我们的结果证明HSC必须维持Hh信号转导才能保持MF的糖酵解表型，这表明代谢对HSC可塑性具有动态影响。
我们接下来希望阐明Hh指导糖酵解重编程的机制。因为HIF1α是糖酵解酶表达和活性的关键调节器，32我们绘制了HSC转分化过程中HIF1α表达的变化，并评估了SMO活性的调节作用。正如其他人所证明的那样，33MF-HSC表达的HIF1αmRNA水平高于Q-HSC。HIF1αmRNA表达在HSC分离后数小时内显著增加，在培养第2天达到峰值，MF-HSC中的表达仍高于Q-HSC(). 抑制SMO、抑制糖酵解和肌纤维母细胞基因表达的遗传或药理学方法也抑制HIF1α的表达。相反，SAG治疗激活SMO可上调Hif1αmRNA的表达().
激活平滑促进GLI的核定位和激活，以控制Hh调节基因的转录。我们在MF-HSC中短暂过度表达GLI，以观察GLI是否调节HIF1α。如所示与转染空载体的MF-HSC相比，转染GLI1或GLI2的MF-HSCHIF1α和HIF1α靶基因的表达均增加。HIF1α启动子的后续分析揭示了潜在的GLI结合位点，染色质免疫沉淀分析（ChIP）表明内源性GLI蛋白在MF-HSC中直接与HIF1α的启动子相互作用(). 这些结果证明HIF1α激活是Hh信号传导的下游结果，并表明该过程涉及GLI介导的HIF1α转录诱导。
为了确保HIF1α是促进HSC命运中糖酵解依赖性改变的Hh启动信号的近端效应器，我们随后用直接抑制HIF1α的吖啶（ACF）治疗MF-HSC。22正如预期的那样，用ACF处理MF-HSC显著降低了HIF1α调节的糖酵解基因的表达，以及Hh敏感性细胞周期基因和MF标记物的表达，同时将脂肪生成基因的表达恢复到静止水平(). 因此，总体结果首次证明Hh刺激的HIF1α表达指导HSC命运。
HSC的代谢重编程是对肝损伤的保守反应
接下来，我们研究了不同的肝损伤和纤维化动物模型，以及人类肝活检，以确定当肝修复期间HSC被驱动成为MF时，HSC的代谢重编程是否也发生体内为了评估急性肝损伤的影响，我们给小鼠注射了一剂四氯化碳（CCl4)然后在2天、4天或7天之后将它们处死。CCl杀死肝末静脉周围的肝细胞4在2-3天内，触发有效的伤口愈合，导致死亡肝细胞在暴露后7天内被替换。34,35我们希望确定在急性伤口愈合反应过程中，糖酵解相关酶的表达是否发生了变化。我们发现，CCl后2-4天，肝内糖酵解酶、PDK3和GLUT1的表达显著增加4损伤是肝细胞最大死亡期，但在第7天，当肝脏修复接近完成时，下降到接近基础水平。相反，糖异生基因FBP1的表达最初下降，但在肝细胞再生完成后恢复到基线水平(). 为了定位急性肝修复期间的糖酵解活性，我们对糖酵化细胞的公认标记物PKM2进行了免疫组化。27,36,37PKM2（+）细胞在健康肝脏中稀少，但在CCl的窦腔中短暂积累4-受伤的肝脏。在第4天的肝脏中，这种细胞在终末肝小静脉周围明显聚集()与肝细胞死亡高峰相吻合。相反，当这些受损区域再生后的第7天，PKM2表达细胞不再明显(). Western blot分析证实，糖酵解基质细胞流入与MF标记物αSMA表达增加同时发生(). 全肝mRNA的QRT-PCR分析证实，αSMA蛋白的变化与αSMA mRNA水平的变化相匹配，并伴有其他MF标记物（胶原蛋白1α1和波形蛋白）的变化(补充图6A). 双重免疫抑制显示PKM2与Desmin共定位，Desmin是MF-HSC表达的蛋白(补充图7A). 因此，正如体外模型系统()在伤口愈合过程中，糖酵解酶和糖异生酶的相互变化伴随MF-HSC的生长体内因此，总的结果与HSC在急性肝修复期间经历快速代谢重编程的概念一致。
HSC的代谢重编程是对肝损伤的保守反应小鼠注射一次CCl4(A、 B类)，喂食蛋氨酸-胆碱缺乏（MCD）饮食8周(C、 D类)或进行胆管结扎（BDL，E、 F类)持续2周造成肝脏损伤。通过QRT-PCR评估糖酵解相关基因/蛋白表达的变化(A、 C、E)、免疫印迹和免疫组织化学(B、 D、F)与MF标记表达的变化相关(B、 D、F和补充图3)*P（P）<.05; **P（P）<.01; ***P（P）<.001与对照组。
为了确定类似的代谢重编程是否也发生在慢性肝脏修复过程中，我们接下来检查了两种持续性肝损伤和纤维化的小鼠模型：蛋氨酸胆碱缺乏（MCD）饮食的给药38,39()和胆管结扎术40,41（BDL，). 当我们在肝损伤发生数周后检查每个模型的肝组织时，我们发现糖酵解酶和GLUT1的表达显著增加，而FBP1的表达受到抑制(). Western blot和QRT-PCR分析表明，代谢基因表达的这些变化与MF标记的诱导一致(,补充图6B-C). PKM2的表达也通过免疫组织化学进行了定位。结果证实，类似急性肝脏修复()修复任一胆管的慢性损伤()或肝细胞()导致PKM2（+）基质细胞积聚，这些PKM2基质细胞共同表达Desmin(补充图7).
为了确保脂肪肝损伤和胆汁淤积性肝损伤动物模型中的结果可靠地反映出人类发生类似损伤的反应，我们比较了无已知肝病患者和慢性肝细胞或胆道损伤患者肝活检中糖酵解酶的表达。与健康受试者相比，肝病患者表现出较高的糖酵解酶mRNA水平，并表现出糖酵化基质细胞的相对积累(补充图4A-B). NASH患者组有足够的活检材料，以确定糖酵解活性是否与纤维化修复强度相关。重度肝纤维化患者PKM2的表达高于轻度肝纤维化患者(补充图4C)，支持代谢重编程驱动纤维化细胞生成的概念。因此，在啮齿动物和人类的不同类型和持续时间的肝损伤中，MF的修复相关生长与糖酵解活性的增加和糖异生活性的相对抑制紧密相关，支持了HSC的代谢重编程是肝脏修复的严格保守方面的概念。
Hh信号控制肝脏修复过程中的代谢重编程
最后，为了验证Hh信号控制HSC的代谢重编程体内，正如它所做的那样体外，我们操纵了不同类型肝损伤小鼠的Hh信号，并评估了表达糖酵解标记物PKM2的基质细胞在肝脏蓄积的影响。健康成年小鼠的肝脏中含有很少的PKM2（+）细胞(). 相反，当急性三分之二（部分）肝切除术（PH）引起肝脏修复时，在先前健康的小鼠中观察到PKM2表达细胞的显著正弦积聚()这是一种外科损伤，可触发短暂MF积聚和基质重塑。23,42-44在转基因多药耐药（MDR）2基因敲除小鼠中也观察到PKM2（+）细胞的广泛正弦积累()其慢性积累大量肝脏MF并由于编码磷脂翻转酶MDR2的基因的靶向破坏引起的持续性肝损伤而发展为进行性肝纤维化。45在两种模型中，PKM2定位于表达Desmin的基质细胞内(补充图7). 两种损伤模型中SMO的药理学抑制均显著降低PKM2（+）基质细胞。具体地说，在PH后的前两天服用环胺可以阻止PKM2（+）细胞的积累(). 为了排除环胺的非靶向效应和/或通常驱动急性修复反应的信号的未识别消散可能导致糖酵解活性降低的可能性，我们在一个永久性遗传性肝损伤模型中检测了不同的Hh途径抑制剂的作用。我们发现治疗老年MDR2-/-服用GDC-0449 9天疗程的小鼠24尽管基因刺激正在进行肝脏修复，但PKM2（+）细胞数量显著减少(). 因为总的来说体内数据重述了我们在培养的HSC中的发现，后者不能仅仅被视为细胞培养的产物。相反，这两个体外和体内结果表明，Hh途径活性对HSC代谢有重要调节作用。
刺猬信号控制肝损伤期间的代谢重编程体内免疫组织化学鉴定健康成年小鼠中表达PKM2 M2同工酶的细胞，PKM2是糖酵解活性的特异标记(A类)和不同的肝损伤模型(B-D公司). 环胺抑制PH-mi中的Hh信号(B类)，在老化MDR2中-/-GDC-0449小鼠(C类)或通过三苯氧胺治疗DTG-小鼠在MF中选择性废除(D类)，如图所示。
Hh信号传导的药理学抑制阻断了MF在PH和MDR2中的积聚并减少了肝纤维化-/-小鼠模型。23,24中的数据MF-HSC中MF积累和纤维生成修复与糖酵解诱导之间的联系。培养的MF-HSC中Smo基因的破坏使其恢复到静止的非纤维形成状态(). 因此，直接检测Hh信号对MF-HSC代谢的影响就地，我们通过将SMO-LoxP小鼠与αSMA-Cre-ERT2小鼠杂交，创建了双转基因（DTG）小鼠，后者携带αSMA调节元件，控制三苯氧胺依赖性Cre-ERT2-重组酶Cre的表达。在DTG小鼠中，使用三苯氧胺可以有条件地选择性地删除MF中漂浮的SMO等位基因（Michelotti等人，手稿正在审查中）当DTG小鼠接受BDL并用载体处理时，大量PKM2（+）基质细胞积聚(). 与遭受相同侮辱的野生型小鼠相似，DTG小鼠中的PKM2（+）基质细胞共同表达Desmin(补充图7). 相反，在BDL后用三苯氧胺治疗的DTG小鼠的肝脏中，PKM2（+）基质细胞很少(,补充图7). αSMA（MF-HSC的另一个公认标记物）的全肝mRNA水平，2也减少了85%以上，免疫细胞化学显示αSMA表达细胞的数量也有类似的减少。MF耗竭伴随着胶原蛋白基因表达和肝羟脯氨酸含量的显著降低（与车用DTG小鼠相比均p<0.05；Michelotti等人，手稿正在审查中). 因此，条件敲除小鼠中SMO对MF的靶向性缺失证明，抑制MF中的Hh信号可以阻止糖酵解、纤维生成MF-HSC的积累就地尽管持续刺激肝脏修复。
讨论
我们发现了一种新的机制，可以将Q-HSC重编程为MF，这种机制依赖于有氧糖酵解的诱导，类似于癌细胞中描述的Warburg状态。26,28此外，我们已经证明，这种代谢开关是由Hedgehog途径调节的。研究表明，刺猬信号可以直接优先诱导消耗葡萄糖的代谢过程（糖酵解），同时同时抑制糖异生和脂肪生成。由于这些代谢紊乱，HSC积累乳酸，后一种代谢产物重新对其基因表达进行全局重新编程，以激活MF典型的关键命运，包括高增殖和纤维生成活性(). 这种以代谢为中心的机制既动态又稳健，迅速影响HSC的显著表型变化，从而滴定肝脏修复过程中MF的积累。这些发现为古老的格言“吃什么就是什么”提供了新的证据。
刺猬通过调节新陈代谢控制HSC命运死亡肝细胞释放的Hh配体激活Q-HSC中的Hh信号。这在激活有氧糖酵解的同时抑制了脂肪生成和糖原生成（Warburg效应）。由此产生的糖酵解终产物将HSC重新编程为增殖性肌成纤维细胞。
刺猬是一种进化上保守的信号通路，指导器官发生并控制体型。Hh和其他关键发育信号级联（如Notch和Wnt）之间的相互作用已被充分记录，21,46,47表明这些途径相互协作，以确保形态发生与环境背景相匹配。在成年期，当重要组织受损需要再生以重建失去的组织特异性功能时，也有类似的需求。对受伤成人肝脏伤口愈合反应的研究表明，Hh配体作为损伤相关分子信号，触发受损肝上皮的修复。5濒死的肝细胞产生并释放Hh配体，这些配体激活邻近Hh反应性基质细胞中的Hh信号。48后者包括参与肝脏修复的所有常驻细胞类型，包括HSC、窦内皮细胞、免疫细胞和祖细胞。10目前的研究集中于HSC，已经证明HSC在Hh途径激活后会发生增殖和肌纤维母细胞增生。13,18,49我们发现Hh通过重新编程HSC代谢来影响这一戏剧性的表型转变，并表明Hh信号通过引导HIF1α的激活来协调重新编程，HIF1α是另一种已知的促进纤维化的应激相关转录调节物。50,51早期的研究表明，当各种纤维生长因子与其各自的受体相互作用时，典型Hh信号的激活就会产生。18,19因此，新的证据支持存在一种新的Hh-调节信号网络，当环境要求相对间充质细胞类型的扩张时，该网络被触发。根据这个模型，该网络通过改变基质细胞的新陈代谢来优化葡萄糖消耗，从而促进了高度增殖但相对原始的基质细胞的生长。同样的过程限制了更多分化和静止细胞类型的积累。这一概念具有广泛的生物学意义，并对由Hh信号失调引起的各种疾病（包括肝硬化和肝癌）具有潜在的治疗意义。
