介绍
哺乳动物的中枢神经系统由数十亿神经元之间难以置信的复杂连接组成，这些神经元高度专门用于快速处理和传输细胞信号。神经元之间的通讯，每个神经元都包含数千个突触，是正常大脑功能所必需的所有基本和高阶信息处理的基础。神经回路增强或减弱其连接性的能力构成了适应行为中经验依赖性变化的分子基础。
突触可塑性可以通过改变神经递质释放的功效在突触前侧进行调节，也可以通过改变神经元递质受体的密度、类型和性质在突触后侧进行调节。AMPA受体（AMPAR）是哺乳动物脑内调节快速兴奋性突触传递的主要离子型谷氨酸受体。AMPAR是由四个不同基因GluA1-4编码的高度同源亚基的四聚体组装体。AMPAR进出突触是高度动态的，受亚单位特异性AMPAR相互作用蛋白以及其细胞质羧基末端（C末端）结构域上发生的各种翻译后修饰的调节。AMPAR的调节运输是活动诱导突触传递变化的主要机制。一般来说，突触AMPAR功能的增加导致突触强度的长期增强（LTP），而突触AMPA的去除导致长期抑制（LTD）[1]. 这篇综述的重点是最近的进展，为直接与GluA1和GluA2的细胞内结构域相互作用的蛋白质对AMPAR运输的分子控制提供了新的见解。
AMPAR结构与亚基组成
所有AMPAR亚单位都由高度同源的细胞外和跨膜区域组成，但其细胞内C末端结构域不同。GluA1、GluA4和选择性拼接形式的GluA2（GluA2L）包含长的C-末端结构域，而GluA2、GluA3和选择性剪接形式的Glu A4（GluA4S）具有较短的C-端结构域(). 这些亚基的表达受到发育调控，并且是区域特异性的。AMPAR亚单位的C末端包含多种调节元件，这些调节元件受到各种翻译后修饰，包括蛋白质磷酸化、棕榈酰化和泛素化。它们还与结合信号分子和细胞骨架蛋白的支架蛋白相互作用。因此，这些亚单位的C末端结构域对AMPAR功能的调节至关重要，包括通道门控、运输和突触稳定[1,2].
AMPAR及其直接相互作用蛋白的结构。AMPAR是由两个不同亚单位的二聚体组装而成的四聚体通道，例如GluA1/GluA2和GluA2/GluA3。每个单独的亚单位由一个大的细胞外配体结合域和一个由四个跨膜域连接的短的细胞内羧基末端组成。GluA1 C-末端结构域包含I型PDZ配体并直接与SAP97相互作用，而GluA2 C-末端区域包含II型PDZ配基并直接与PICK1和GRIP1相互作用。此外，GluA1还通过C末端的膜旁区域与蛋白质4.1N相互作用，而GluA2通过其C末端以非PDZ依赖的方式与AP-2、NSF和BRAG-2相互作用。AMPAR和这些相互作用蛋白的直接结合调节AMPAR贩运的各种步骤。
AMPAR组装为两个相同的异二聚体，GluA1/2是海马锥体神经元中最主要的AMPAR亚型，其次是GluA2/3异聚体[三]. GluA2亚基的存在对AMPAR异聚物的生物物理性质有着深刻的影响，因此含有GluA2的AMPAR是钙2+-GluA2标记受体为Ca时，线性电流-电压关系不透水2+-具有内部整流电流-电压关系。AMPAR的亚单位组成也控制着AMPAR贩运的规则。长尾AMPAR对于在突触增强（如LTP）过程中AMPAR活性依赖性地插入突触很重要，而短尾AMPARs在缺乏活性的情况下似乎在突触内和突触外构成性循环，而两种形式的AMPAR的内化发生在活动依赖性突触减弱期间，如LTD[4].
AMPA受体贩运
突触上AMPAR的数量取决于突触后膜上胞吐和胞内吞的相对速率。在突触增强过程中，受体的胞吐和再循环增强，而内吞率的增加导致LTD[1,4]. AMPAR向突触的传递需要含AMPAR的囊泡（或内体）的动力蛋白或运动蛋白依赖性运输以及SNARE介导的质膜融合事件。最近的研究已确定肌球蛋白Va和Vb为Ca2+-传递含有AMPAR的囊泡的敏感运动蛋白[5,6]以及SNAP-23和syntaxin-4分别作为突触后v-和t-SNARE[7,8]. AMPAR插入突触外部位胞体或树突的质膜中，并通过横向扩散到达树突棘[9-11]. 然而，LTP期间AMPAR胞吐的确切位置仍存在争议。一些研究报告称，AMPAR最初只出现在树突中，随后被整合到突触中[12,13]，而一些已经显示AMPAR直接插入脊椎和树突[6,8,14].
另一方面，在NMDA治疗后，甲氰菊酯和动力素介导的AMPARs内吞主要发生在体细胞质膜以及毗邻突触后密度（PSD）的内吞区（EZ）[15,16]. 根据刺激的类型，内化的AMPAR经历复杂的内涵体分选过程，引导受体再循环回质膜或被溶酶体途径降解[17,18]. EZ的局部内吞和再循环可能提供一个可移动的AMPAR池，以在LTP期间维持突触强度[19,20].
AMPA受体相互作用蛋白
如上所述，AMPAR的亚单位组成决定了AMPAR转运的途径，例如，在活性依赖的AMPAR胞吐过程中，GluA1比GluA2占优势，而GluA2是胞内吞和胞内吞后内膜分选的主要决定因素[1]. 这种差异调节主要是由于GluA亚基的细胞内C末端结构域与PSD的各种组分及其相关蛋白的相互作用，这些组分在受体内化和胞吐过程中发挥作用。
突触相关蛋白97 kDa（SAP97）
SAP97属于PSD95类膜相关鸟苷酸激酶（PSD-MAGUK）蛋白家族，包括PSD93、PSD95和SAP102。尽管SAP97是第一个与GluA1 C末端结构域直接结合的蛋白质，但其确切功能仍不明确[21]. SAP97还与PKA锚定分子AKAP79相互作用[22]，可以增强Ser-845处的GluA1磷酸化，从而调节LTP[23]. 然而，SAP97也被证明在分泌途径的早期起作用，促进AMPAR的成熟[24]. 虽然一些研究表明SAP97的过度表达增加了突触的AMPAR功能[25,26]，一些人提出了其他建议[27,28]. 尽管如此，SAP97的表达能够挽救因PSD95和PSD93功能丧失而减少的AMPAR传输，这表明PSD-MAGUK成员之间存在功能冗余[27,29].
长期以来，人们一直假设LTP激活CaMKII，进而磷酸化GluA1和其他可能与GluA1的PDZ基序相互作用的蛋白质[1]. SAP97被认为在AMPAR贩运和LTP中发挥关键作用，因为它与GluA1的PDZ基序相互作用，并在CaMKII磷酸化时靶向棘[30]. 然而，缺乏GluA1 PDZ基序的敲除小鼠表现出正常的GluA1突触定位和海马LTP[31]. 最近的一项研究进一步证实了这一结果，该研究表明SAP97条件敲除小鼠的LTP正常[29]. 需要进一步研究以确定SAP97在AMPAR转运和突触可塑性中的确切功能。
蛋白质4.1N
肌动蛋白细胞骨架固定突触上的谷氨酸受体，并在基础突触传递和突触可塑性中发挥关键作用[32]. 蛋白质4.1N包含一个光谱蛋白/肌动蛋白结合域，直接结合到GluA1 C末端结构域的膜近端区域并调节GluA1的表面表达[33]. Ser-816和Ser-818上GluA1的PKC磷酸化增强了GluA1和4.1N的相互作用，但Cys-811上的GluA1棕榈酰化负调控[10,34]. 最近的一项研究表明，蛋白4.1N的急性敲除降低了GluA1质膜在突触外位点的插入频率，并损害了LTP的维持期[10]. 尽管另一项研究显示4.1N/4.1G双基因敲除小鼠的基底突触传递和LTP正常[35]最近的结果表明，4.1N/4.1G/4.1B三敲除小鼠（Nils-Brose，个人通信）的LTP维持受损，表明该蛋白家族中存在显著的功能冗余。
谷氨酸受体相互作用蛋白（GRIP）
GRIP1和GRIP2（也称为AMPAR结合蛋白/ABP）是两种同源蛋白质，包含七个PDZ结构域，并通过其第四和第五个PDZ域直接与GluA2/3 C末端结构域相互作用[36,37]. GRIP1和2与GluA2/3的相互作用调节AMPAR的膜转运和突触靶向性，对几种形式的突触可塑性至关重要。有趣的是，当Ser-880和Tyr-876上的GluA2磷酸化时，GluA2与GRIP1的结合被破坏[38,39]. 由于GluA2 Ser-880磷酸化对LTD在海马SC-CA1和小脑平行纤维Purkinje细胞突触中的表达至关重要，因此有人假设GRIP1在Ser-880磷酸化后的分离会增加AMPAR的内化率，从而导致LTD[40-42]. 重要的是，小脑LTD在GRIP1/2双基因敲除小鼠中完全缺失[43].
尽管GRIP1和2对可塑性很重要，但GRIP1/2如何调节AMPAR贩运是一个活跃的研究领域。早期研究表明，GRIP1与驱动蛋白重链的相互作用[44]和脂蛋白-α，与另一个驱动蛋白家族成员KIF1A结合[45,46]，对于AMPAR向树突传递和突触靶向非常重要。然而，一些研究表明，GRIP1可能在细胞内保留AMPAR[47,48]. 最近，一些研究报告了GRIP1在调节AMPAR内体再循环中的作用。GRIP1与富含神经的内胚体蛋白21kDa（NEEP21）的结合促进内化AMPAR通过再循环途径再循环回质膜[49,50]. GRIP1和NEEP21相互作用的破坏导致AMPAR在早期内体和溶酶体中异常积累，降低GluA2表面表达，从而消除LTP的维持[49,51]. 当使用不能与GRIP1相互作用的GluA2突变体进行测量时，活细胞成像分析还揭示了NMDA诱导的内吞作用后AMPAR循环的延迟速率[52]. 更重要的是，GRIP1/2双敲除神经元的AMPAR循环也较慢[53]. GRIP1和Sec8之间的相互作用可以解释GRIP1/2敲除神经元中循环率不足的原因，Sec8是胞外复合体的核心成分，与AMPAR靶向和插入质膜有关[53,54].
GRIP1还直接与GRIP-associated protein 1（GRASP-1）相互作用，GRAP-1是Rab4的一种神经元特异性效应器，调节AMPAR内体运输的方向性[55,56]. GRASP-1促进Rab4从早期内吞体中分离，并通过与内吞体SNARE syntaxin 13的相互作用协调与再循环内吞体的耦合[56]. 敲除GRASP-1减少海马脑片中AMPAR的活性依赖性再循环和晚期LTP的维持[56]. GRASP-1介导的内体偶联是否需要GRIP1仍然是一个悬而未决的问题。此外，一种新发现的AAA-ATP酶Thorase直接与GRIP1相互作用，并以活性依赖的方式促进GRIP1-AMPAR复合物的分解[57]. Thorase基因缺失导致AMPAR内化减少、LTD受损以及学习记忆缺陷[57].
最近，一项基因研究发现了一些罕见的错义突变把手1自闭症患者PDZ4-6基因编码[58]. 它们失去了功能把手1变异，因为它们加快了AMPAR循环的速度并增加了神经元中GluA2的表面表达[58]. GRIP1/2基因消融阻断小脑LTD的表达[43]但更重要的是，这些小鼠表现出更强的社交能力和受损的脉冲前抑制[58]. 总之，这些研究表明GRIP1/2在控制AMPAR贩运、突触可塑性和社会行为方面发挥着关键作用。
与C激酶1（PICK1）相互作用的蛋白质
PICK1是一种含有BAR结构域的蛋白质，通过其PDZ结构域与GluA2/3 C末端结构域直接相互作用[59]. 众所周知，海马和小脑LTD都需要PICK1-GluA2相互作用[40,60-63]. 这导致了一个模型，即PICK1驱动含GluA2的AMPAR的突触清除[64]. 细胞内[Ca水平升高2+]LTD诱导后PKC活性增加导致GRIP1和N个-来自GluA2的乙基马来酰亚胺敏感因子（NSF）和增强PICK1与GluA2和囊泡融合蛋白β-SAP的结合，以促进AMPAR的内化[65-67]. GluA2的结合被认为诱导PICK1的构象变化成为一种“开放”的确认，从而增强其与Arp2/3复合物和肌动蛋白丝的相互作用[68]. 这种相互作用可能会抑制肌动蛋白聚合，降低质膜上的张力，从而使膜在氯氰菊酯涂层凹坑形成过程中发生弯曲，这可能是由PICK1本身的BAR域引起的。
然而，最近的研究表明，PICK1在细胞内保留内化AMPAR的替代功能[52,63,69,70]. 研究表明，PICK1基因敲除可加快NMDA刺激后GluA2的再循环速度，并减少细胞内AMPAR的积累[69,70]. PICK1基因敲除小鼠的AMPAR回收率也增加[52]. 与这些观察结果一致，PICK1被发现定位于早期和再循环内体，在NMDA刺激后，其与早期内体标记Rab5的共定位迅速增强[71,72]. 由于活性Arp2/3复合物是内胚体成熟和分裂所必需的，PICK1向早期内胚体的补充可以延迟这一过程并延长细胞内AMPAR的保留[73,74].
PICK1最近被证明与KIBRA相互作用，KIBRA是一种由人类记忆相关基因编码的蛋白质[75]. KIBRA功能缺失现象复制了PICK1基因敲除动物AMPAR转运、突触可塑性和行为表型中的许多缺陷[75]，表明KIBRA和PICK1在调节AMPAR贩运的相同途径中发挥作用。有趣的是，与GRIP1类似的PICK1和KIBRA也与外囊复合体的Sec8相互作用。这表明PICK1-KIBRA-Sec8复合物可能干扰含有AMPAR的囊泡从再循环内体向质膜的传递。然而，PICK1在调节AMPAR内体转运中的确切分子作用尚不清楚。
PICK1在调节含有GluA2和缺乏GluA2的Ca的膜运输中也起着不同的作用2+-可渗透AMPAR（CP-AMPAR）。在培养的神经元中，PICK1的过表达降低了GluA2的表面表达，并促进了CP AMPAR的表达[76]. 相反，PICK1敲除神经元中CP-AMPAR的表面表达降低，而表面GluA2/3受体水平升高[69,77]. 有趣的是，在PICK1基因敲除的动物中，动态调节突触CP-AMPAR差异表达的特定形式的突触可塑性被破坏[77-79]. PICK1如何调节CP-AMPAR表达的确切机制尚不清楚。据推测，PICK1可能在AMPAR内体运输过程中选择性地保留GluA2的细胞内池，从而调节CP AMPAR突触靶向的动态变化。在AMPAR的生物合成过程中，PICK1还可能延迟内质网和高尔基体内GluA2受体的成熟[69,80].
在海马LTP诱导的早期观察到突触CP-AMPAR的瞬时掺入，并报道了PICK1功能的丧失以阻止海马LTP的表达[62,81]. 然而，在LTP期间招募CP-AMPAR是有争议的[82,83]PICK1在LTP中的作用似乎很复杂[61,70]. 一项对PICK1基因敲除小鼠的系统研究表明，在诱导方案中，海马LTP中PICK1具有选择性需求，并且具有年龄依赖性[61]. PICK1的缺失对幼年小鼠的突触可塑性没有显著影响，但对成年小鼠的某些形式的LTP有损害。为了支持这一观察，海马依赖性抑制性回避学习仅在成年敲除小鼠中受损。
N-乙基马来酰亚胺敏感因子（NSF）
NSF是SNARE介导的融合机制的重要组成部分，直接与GluA2的羧基末端相邻膜区结合[84-86]. 这种相互作用是GluA2直接插入质膜以及在突触处快速结合和稳定所必需的[87,88]. 与这些观察结果一致，GluA2-NSF相互作用的中断导致AMPAR介导的突触电流下降[84,85,89,90]. 同样，polo-like kinase-2与NSF的结合足以中断GluA2-NSF的相互作用并诱导表面GluA2的去除[91]. 此外，输注中断GluA2-NSF相互作用的肽抑制PKMζ诱导的突触增强[92]外侧杏仁核恐惧记忆的形成[93].
NSF似乎参与AMPAR内体前向转运，部分是通过调节Ca中GluA2和PICK1之间的相互作用2+-依赖方式[66,67]. 基础低[Ca2+]在这种情况下，NSF与GluA2的相互作用可能通过PICK1减少GluA2在细胞内的滞留，从而维持GluA2组成性循环并稳定突触部位的AMPAR。缺乏NSF结合的GluA2突变体在NMDA刺激下的再循环率大大降低，并被错误地导入NEEP21阴性内体和晚期内体[18,52,87]. 另一方面，升高[Ca2+]LTD期间，NSF-GluA2相互作用减少，进而促进GluA2-PICK1相互作用，延长内化GluA2在胞内小室的滞留时间。相反，通过以下途径增强GluA2-NSF相互作用S公司-NSF对甘氨酸刺激的亚硝化反应增加GluA2的表面表达[94].
AP-2和BRAG-2
AMPAR内化由依赖于动力学的网格蛋白介导的内吞作用介导[1]. AP-2适配器的μ2亚单位直接与与NSF结合位点重叠的GluA2 C末端相互作用[89,95]. 这种相互作用特别涉及NMDA诱导的AMPAR和NMDA依赖性海马LTD的内化[89]. 最近，BRAG2作为涂层募集GTPase Arf6的鸟嘌呤交换因子，也被证明与GluA2 C末端结构域相互作用[96]. 这种相互作用由Tyr-876上的GluA2磷酸化调节，对于mGluR诱导的AMPAR和mGluR-依赖性LTD的内化很重要[96]. 有趣的是，Arf6的激活触发了磷脂酰肌醇（4,5）-二磷酸的局部增加，这调节了AP-2的补充和在质膜上形成网格蛋白包被的囊泡[97]. 然而，BRAG2和AP-2在调节AMPAR内部化和LTD方面的合作作用尚待确定。
