美国国家科学院院刊。2012年4月24日；109(17): 6739–6744.
克鲁珀样因子15调节骨骼肌脂质流量和运动适应
,a、，b、，1 ,a、，b条 ,a、，b条 ,a、，b条 ,a、，b条 ,a、，b条 ,a、，b条 ,a、，b条 ,c（c） ,d日 ,e（电子） ,e（电子） ,e（电子） ,（f） ,克 ,克 ,小时 ,我 ,c（c） ,j个 ,d日 ,b、，e（电子）和a、，b条
萨普塔尔西·哈尔达尔
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
达尔文·杰亚拉吉
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
普里蒂·阿南德
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
韩珠
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
袁璐
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
多梅尼克·A·普罗斯多西莫
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
贝蒂·伊彭
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
Daiji Kawanami公司
一Harrington心脏血管研究所和
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
大久保三郎
c（c）弗吉尼亚大学医学院Robert M.Berne心血管研究中心骨骼肌研究中心，弗吉尼亚州夏洛茨维尔，22908；
莱蒂西娅·布拉托
d日密苏里大学堪萨斯城护理与医学院肌肉生物学研究小组，密苏里州堪萨斯市，64108；
藤冈久志
e（电子）凯斯西储大学医学院和大学医院药理学系线粒体疾病中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
Janos Kerner公司
e（电子）俄亥俄州克利夫兰凯斯西储大学医学院和大学医院凯斯医学中心药理学系线粒体疾病中心，44106；
玛丽亚娜·罗斯卡
e（电子）凯斯西储大学医学院和大学医院药理学系线粒体疾病中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
欧文·麦吉尼斯
（f）田纳西州纳什维尔范德比尔特大学医学中心分子生理学和生物物理系，37232；
罗德·斯诺
克澳大利亚维多利亚州伯伍德迪肯大学运动与营养科学学院体育活动与营养中心，邮编3125；
亚伦·P·拉塞尔
克澳大利亚维多利亚州伯伍德迪肯大学运动与营养科学学院体育活动与营养中心，邮编3125；
安东尼·格伯
小时科罗拉多州丹佛市科罗拉多大学国家犹太卫生医学系，邮编80206；和
甄艳
c（c）弗吉尼亚州夏洛茨维尔弗吉尼亚大学医学院罗伯特·M·伯尔尼心血管研究中心骨骼肌肉研究中心，22908；
托马斯·诺塞克
j个凯斯西储大学医学院生理和生物物理系，俄亥俄州克利夫兰，44106
马可·布拉托
d日密苏里大学堪萨斯城护理与医学院肌肉生物学研究小组，密苏里州堪萨斯市，64108；
查尔斯·霍珀
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
e（电子）凯斯西储大学医学院和大学医院药理学系线粒体疾病中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
穆克什·K·贾恩
一Harrington心脏血管研究所和
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
一哈灵顿心脏和血管研究所
b条凯斯西储大学医学院医学系和大学医院凯斯医疗中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
c（c）弗吉尼亚大学医学院Robert M.Berne心血管研究中心骨骼肌研究中心，弗吉尼亚州夏洛茨维尔，22908；
d日密苏里大学堪萨斯城护理与医学院肌肉生物学研究小组，密苏里州堪萨斯市，64108；
e（电子）凯斯西储大学医学院和大学医院药理学系线粒体疾病中心，俄亥俄州克利夫兰，44106；
（f）田纳西州纳什维尔范德比尔特大学医学中心分子生理学和生物物理系，37232；
克澳大利亚维多利亚州伯伍德迪肯大学运动与营养科学学院体育活动与营养中心，邮编3125；
小时科罗拉多州丹佛市科罗拉多大学国家犹太卫生医学系，邮编80206；和
我RNA分子生物学和
j个俄亥俄州克利夫兰凯斯西储大学医学院生理学和生物物理学系，44106
埃里克·N·奥尔森编辑，德克萨斯州达拉斯德克萨斯大学西南医学中心，2012年3月9日批准（2011年12月20日收到供审查）
作者贡献：S.M.H.、O.P.M.、R.J.S.、A.P.R.、A.N.G.、X.B.、Z.Y.、T.M.N.、M.B.、C.L.H.和M.K.J.设计的研究；S.M.H.、D.J.、P.A.、H.Z.、Y.L.、D.A.P.、B.E.、D.K.、M.O.、L.B.、H.F.、J.K.、MM.R.、O.P.M.、R.J.S.、A.P.R.、X.B.、M.B.和C.L.H.进行了研究；R.J.S.和A.P.R.贡献了新的试剂/分析工具；S.M.H.、P.A.、H.Z.、Y.L..、D.A.P.、B.E.、D.K.、M.O.、L.B.、H.F.、J.K.、M.G.R.、O.P.M.、R.J.S.、A.P.R、A.N.G.、X.B.、Z.Y.、T.M.N.、M.B.、C.L.H.和M.K.J.分析数据；S.M.H.、A.N.G.和M.K.J.撰写了这篇论文。
- 补充资料
支持信息
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摘要
骨骼肌在运动中增强脂质利用的能力是一种对生存至关重要的代谢可塑性。相反，肌肉的代谢不灵活会导致器官功能障碍和疾病。尽管转录因子克鲁珀样因子15（KLF15）是葡萄糖和氨基酸代谢的重要调节因子，但其在脂质稳态和肌肉生理学中的内源性作用尚不清楚。在这里，我们证明KLF15对骨骼肌脂质利用和生理性能至关重要。KLF15直接调节一个广泛的转录程序，该程序跨越肌肉中脂流途径的所有主要片段。因此，Klf15型-缺乏营养的小鼠脂质和能量流动异常，过度依赖碳水化合物燃料，过度肌肉疲劳，耐力运动能力受损。对KLF15这一迄今未被认识的作用的解释表明，该因子是转录回路的核心成分，协调所有三种基本细胞营养素（葡萄糖、氨基酸和脂质）的生理流量。
关键词：脂肪、线粒体、肌细胞、锌指
骨骼肌有强大的能力重塑其代谢机制，并能动态适应广泛的生理环境(1——4). 在耐力训练中，骨骼肌增加了其脂质利用能力，以满足肌肉收缩的高能量需求，同时为大脑和红细胞（主要依赖葡萄糖的组织）保留葡萄糖(1,5,6). 由于动物在摄入有限热量的情况下必须经常保持运动功能（例如，在寻找食物、迁徙或逃离捕食者时），这种形式的代谢可塑性对生存至关重要。相反，不能适应能量需求或营养供应的变化会导致器官功能障碍和疾病(1,7). 鉴于运动对健康的多效性益处，对骨骼肌中调节代谢适应和底物流动的分子途径的描述在治疗上是富有成效的(2,8,9)。
肌肉对脂质的有效利用需要多种酶步骤的协调活动，包括肌膜脂肪酸（FA）分配、酰基辅酶A输送至线粒体基质、FA氧化和氧化磷酸化(10). 该途径的主要成分受到强有力的转录控制，作为将基因表达与代谢需求和营养物质可用性紧密耦合的手段。此外，这些信号通路的失调与代谢性和肌病的发病机制密切相关(1,7,11——14). 尽管取得了这些重要进展，但对控制肌肉代谢可塑性的基因调控网络的详细了解仍然不完整。
最近的研究表明，锌指转录调控因子KLF家族参与发育、分化和器官内稳态(15,16). 然而，KLF家族任何成员在骨骼肌适应和生理学中的作用仍然未知。我们和其他人已经确定KLF15是氨基酸分解代谢和空腹肝糖异生的重要调节因子(17,18)，促进代谢适应耐力运动的生化途径。然而，只有这些代谢过程才能支持持续的耐力训练，除非骨骼肌中的脂质利用发生相应的变化(1,5,6). 在这里，我们证明KLF15是骨骼肌脂质流量的重要生理调节器，是运动适应和正常肌肉性能所必需的。阐明了KLF15这种以前未被认识的作用，说明了动物在代谢应激期间将葡萄糖产生与脂质利用结合起来的基本机制。
结果
KLF15由运动诱发，需要肌肉耐力。
我们首先评估了生理条件下骨骼肌中KLF基因家族的表达模式。Klf15型通宵禁食后在小鼠骨骼肌中显著诱导()和剧烈的耐力训练(和图S1A类). 与我们的啮齿动物数据一致，吉隆坡15急性运动后在人体肌肉中也被诱导(19)(). 在C2C12和原始人类成肌细胞的肌源性分化过程中，我们发现Klf15型在早期分化时表达最低，但在肌管成熟后期强烈诱导(图S1B类和C类). 同样，Klf15型在新生儿肌肉中以极低的水平表达，但在体内出生后成熟过程中强烈诱导()表明该基因可能在成熟肌纤维的功能中发挥作用。在成年小鼠中，KLF15在骨骼肌床上广泛表达()比目鱼肌（慢速抽搐）比股外侧白肌（快速抽搐(). 这些表达谱表明，KLF15在与脂质利用增加相关的生理环境中增加，提示该因子可能调节运动适应和肌肉脂质代谢。的确，我们观察到Klf15型−/−老鼠(20)（以下简称KO）在跑步机运行期间耐力显著降低(). 同样，KO小鼠在被动钢丝悬挂（一种等长肌肉耐力测试）中疲劳的速度更快(三)(). 总之，这些数据表明，KLF15主要在成年骨骼肌中表达，由啮齿动物和人类的重要生理刺激诱导，并且是正常耐力训练所必需的。
KLF15由生理刺激诱导，是运动表现所必需的。(A类)隔夜禁食（18小时，n个= 6). 值规格化为亲环素B（也称为Ppib公司). *P（P）与喂食组相比<0.05(B类)急性平板运动后小鼠股四头肌KLF的表达（16 m/min×45 min，6 h时间点，n个= 4).第1a部分作为锻炼的积极控制。值规格化为亲环素B. *P（P）<0.05与久坐相比。(C类)吉隆坡15运动前后人股外侧肌的表达(n个= 9). 值规格化为36个B4（也称为RPLP0型). *P（P）与运动前相比<0.05。(D类)Klf15型小鼠出生后成熟过程中股四头肌的表达(n个= 3). 值规格化为36个B4（也称为卢比0). *P（P）与第1天相比<0.05。(E类)核定位小鼠肌肉的X-gal染色（含曙红复染）LacZ公司内源性基因外显子2中的暗盒Klf15型轨迹。箭头表示阳性核染色。（比例尺，30μm）(F类)Klf15型在小鼠白股（WV）和比目鱼肌中表达。值标准化为亲环素B. *P（P）与WV相比<0.05。(G公司)分级跑步机运动方案中的疲劳时间、完成的工作和产生的功率(n个= 12). *P（P）<0.05与WT(H（H）)被动持线测试中的跌落延迟(n个= 10). *P（P）<0.05与WT。数据表示为平均值±SEM。
KLF15调节肌肉性能和脂质流动。
为了证实这些异常是肌肉固有的，我们对WT和KO骨骼肌进行了体外收缩研究。与我们在耐力训练能力方面的缺陷一致()，我们发现孤立的KO比目鱼肌表现出极度疲劳和重复收缩(). 相反，我们观察到最大作用力的产生没有差异()或急性握力(图S2A类)在基因型之间，表明快速抽搐功能的生理相关性大体上是完整的。上述收缩缺陷与纤维类型分布的改变无关()，纤维横截面积(图S2B类)或肌肉重量(图S2C类). 由于脂类是缓慢转换肌肉和持续耐力训练的首选燃料来源(6,21)，我们推断这些骨骼肌异常可能是由于脂质利用缺陷所致。我们发现KO比目鱼鱼的一部分基因的表达显著降低，这些基因与脂质转运途径的多个环节密切相关，包括调节脂肪酸分配/转运、线粒体脂质氧化、过氧化物酶体功能和肌内脂质储存的基因(和图S2D类). 我们没有观察到与线粒体氧化磷酸化直接相关的基因的表达有任何差异(). 重要的是，这些基因表达的减少与调节骨骼肌脂质流量的其他关键转录因子水平的降低无关()(7,11,12,22——24). 有趣的是，尽管基因表达增加了3倍，但这些基因表达的减少还是发生了第1a部分和1.5倍的增长Esrrg公司KO比目鱼(). 与我们的体内数据一致，急性沉默Klf15型在培养的肌肉细胞中，这些代谢靶点的表达显著降低，证实KLF15在骨骼肌细胞中发挥细胞自主作用(). 17种哺乳动物KLF蛋白可通过直接与5′-C[A/T]CCC-3′共有元件结合来反作用靶基因(15,25). 作为第一步，我们进行了生物信息学分析，以量化脂流途径中KLF15调节基因的近端启动子中这些基序的富集。我们发现几个靶点的启动子在C[A/T]CCC基序中高度富集(图S2E类和表S1)并且还发现这种富集在不同哺乳动物物种的基因组中是保守的(表S2)。
异常力学和代谢基因表达Klf15型-骨骼肌缺陷。(A类)比目鱼肌和趾长伸肌（EDL）离体制剂的重复收缩疲劳性。(B类)比目鱼的典型疲劳痕迹(n个=7-9）*P（P）<0.05与WT(C类)离体比目鱼肌和EDL制剂中的最大力产生(n个= 16–20). (D类)WT和KO小鼠比目鱼肌和足底肌免疫荧光纤维分型的代表性显微照片及纤维类型分布的定量(n个= 5). （比例尺，50μm）(E类——G公司)比目鱼鱼指示基因的表达(n个= 4). 值规格化为亲环素B. *P（P）<0.05与WT(H（H）)急性沉默后培养肌管中指示基因的表达Klf15型(n个= 4). 值规格化为亲环素B. *P（P）与sh对照组相比<0.05。(我)急性沉默后培养肌管中指示蛋白的Western blotKlf15型.箭头表示螺栓中的下带为FATP1。数据表示为平均值±SEM。
我们接下来试图确认这些基因表达异常与脂质利用的生理缺陷有关。我们首先评估了脂肪酸在血浆和肌肉之间的分配，这是脂肪利用途径最接近部分的一个生化步骤。我们观察到KO小鼠的血浆FA和甘油浓度升高(和图S3A类)这反映了在进食/正常血糖状态下脂肪分解和能量应激增加。这与我们之前的观察一致，即KO小鼠即使在正常血糖状态下也会升高血浆胰高血糖素浓度(17)，独立总结的调查结果(图S3A类). 尽管血浆FA浓度增加，但我们发现KO小鼠的肌内FA浓度显著降低，反映出KO肌肉无法充分分配FA，尽管其可用性增加(). 透射电子显微镜证实比目鱼肌内脂滴明显缺乏(和图S3B类). 不同基因型腓肠肌甘油三酯含量无统计学差异(图S3C类). 接下来我们研究了线粒体脂肪酸氧化（FAO）的过程，FAO位于脂质利用途径的远端。我们量化了从WT和KO骨骼肌组织中新分离的线粒体中的底物利用率。这项技术使我们能够(我)将粮农组织机构与油脂利用途径中的其他上游生化步骤隔离开来(ii（ii）)通过使用不同底物绘制线粒体底物利用的生化图缺陷(26). 我们没有检测到多个骨骼肌床线粒体基因组拷贝数的差异(图S3D类). 与这一发现相一致的是，WT和KO骨骼肌的线粒体产量和柠檬酸合成酶活性相等，从而提供了线粒体数量不变的生化证据(图S3E类). 此外，WT和KO线粒体在谷氨酸氧化速率上没有显著差异，反映了电子传递链的功能没有改变(图S3F类). 最后，线粒体水平的透射电镜显示线粒体超微结构没有显著差异(图S3B类)。
KLF15是体内脂流途径的直接转录调节器。(A类)WT和KO小鼠腓肠肌组织和血浆中的脂肪酸浓度(n个= 10). *P（P）<0.05与WT(B类)WT和KO小鼠比目鱼肌的典型电子显微照片。（比例尺，5μm）箭头表示肌内脂滴。(C类——H（H）)WT和KO小鼠新鲜分离的骨骼肌线粒体中各种底物（在每个条形图上方指定）的氧化速率(n个= 4). *P（P）<0.05与WT.nAO，纳米原子氧。(我)WT和KO小鼠骨骼肌线粒体中CACT和线粒体复合物Vβ（负荷控制）的Western blot。密度定量(赖特)(n个= 4). *P（P）<0.05与WT(J型)在WT和KO小鼠骨骼肌组织中，ChIP对抗KLF15，显示在高度保守的KLF共识位点附近富集脂肪1（−243）和CACT公司(−3,100) (n个= 3). *P（P）<0.05与Klf15型−/−数据表示为平均值±SEM。
然而，当我们直接评估线粒体FAO率时，我们发现KO骨骼肌分离的线粒体在棕榈酰CoA氧化方面存在明显缺陷(). 为了进一步分析线粒体FAO中潜在的速率限制缺陷，我们测试了KO线粒体氧化各种底物的能力(26). 我们发现KO线粒体在棕榈酰肉碱氧化（绕过CPT1B的底物）方面存在明显缺陷()这表明CPT1B活性的降低并不是速率限制。使用辛烷酰肉碱也观察到类似的缺陷，辛烷酰肉毒碱是一种底物，它也绕过CPT1B，但仍需要肉碱-酰基肉碱转位酶（CACT/SLC25A20）导入线粒体基质和中链β-氧化机制，以进行后续分解代谢(). 我们还观察到乙酰肉碱氧化的缺陷（一种底物绕过CPT1B、CPT2和β-氧化螺旋，但仍需要CACT才能净导入线粒体基质）(). 重要的是，KO线粒体能够在苹果酸（一种不使用肉碱转运系统进入基质的底物组合）的存在下正常氧化丙酮酸，证实柠檬酸循环和氧化磷酸化的净活性不受影响(). 然而，如果丙酮酸被迫使用CACT进行净氧化（通过在丙二酸盐和肉碱存在的情况下提供丙酮酸），氧化缺陷再次变得明显(). 线粒体蛋白提取物的蛋白质印迹分析证实KO线粒体中CACT蛋白的浓度降低(). 因此，虽然KLF15调节脂质利用机制的多个成分，但我们的底物图研究表明，CACT活性降低可能是KO线粒体中一种重要的速率限制生理缺陷和图S3与我们的基因表达谱一致()并从生化角度证实KLF15缺陷的肌肉在脂质流动方面存在广泛缺陷。
作为我们的生物信息数据(图S2E类和表S1和S2系列)强烈建议KLF15可以通过直接占据结合位点来调节广泛的靶点，我们接下来试图通过对生理相关靶点启动子的重点分析来建立这种直接调控原则。我们选择了两个具有代表性的候选者进行研究，他们的功能与以下为：脂肪1（也称为Slc27a1公司，一种对肌膜脂质分配至关重要的基因）(27——29)和CACT公司.我们克隆了脂肪1和仙人掌转化为荧光素酶报告载体，并证明两者均可被KLF15诱导(图S3G公司和H（H）). 考虑到脂肪1启动子，我们使用这个结构进行突变研究。5′-截短和突变分析在脂肪1启动子对交易激活最为关键(图S3G公司). 来自肌肉组织的ChIP证实了该位点附近内源性KLF15的富集脂肪1以及位于CACT公司发起人(). 此外，我们在小鼠骨骼肌的这些相同基因组位点上观察到内源性KLF15在通宵禁食后强劲的生理富集(图S3我)，已知刺激物可激活KLF15及其下游靶点(17). 尽管脂肪1和CACT公司这些重点分析仅代表了更大范围的KLF15调控靶点，有助于确立KLF15可以通过直接占据靶启动子来调控基因的原理。
中的能量和衬底通量异常Klf15型−/−运动中的老鼠。
我们推断，上述肌肉中的生化缺陷将导致完整生物体中底物和能量通量的异常。在基础条件下，我们观察到基因型之间的能量通量没有显著差异(图S4). 然而，当KO小鼠被迫进行有氧运动时，O2消费量显著减少(). 一氧化碳2产热量相似，表明基因型之间碳单位的净利用率和总热量消耗是相同的(). 因此，KO小鼠在运动期间的呼吸交换比率增加，这意味着脂肪利用率降低，碳水化合物燃料的使用增加(). 在这个30分钟有氧运动方案中，血糖没有基因型差异(). 这与我们之前的观察一致，即KO小鼠在基础状态下保存了糖原储备和肝葡萄糖输出(17)因此，在这短暂的一轮（30分钟）次剧烈运动期间，预计不会出现明显的低血糖。同样，在基线检查时或运动30分钟后，血浆胰岛素也没有基因型差异(). 然而，KO小鼠运动后血浆FA浓度升高()这表明，尽管血浆FA生物利用度增加，但耐力运动期间脂质和能量通量仍出现上述异常。因此，在有氧运动期间，KO小鼠的氧化代谢和脂质利用率降低，底物流量转向碳水化合物燃料，以维持能量消耗。
讨论
我们目前的研究明确确定KLF15是骨骼肌生理学、脂质流量和运动适应的重要调节器（如图所示). 考虑到KLF15在氨基酸分解代谢和肝糖异生中的已知作用(17,18)，我们对KLF15在脂质流动中的作用的阐明，使我们能够构建一个完整的模型来解释该转录因子如何协调多系统适应代谢应激。在持续耐力训练的环境中，工作骨骼肌最终会消耗糖原储备，但通过增加其脂质利用能力来维持对肌肉收缩的高需求。这种对脂类的依赖性增加，对碳水化合物的依赖性降低，使得运动动物可以为大脑节省宝贵的葡萄糖，同时保持运动功能(1,5,6). 这种适应性代谢回路的绝对效率最好地体现在某些鸟类利用脂类燃料完成不间断越洋飞行的非凡能力上(30). 虽然运动刺激增加脂肪酸向肌肉的传递（通过储存的甘油三酯的脂解），但骨骼肌还必须增加其固有的脂质利用能力，以保持有效的底物通量，防止葡萄糖过度消耗。我们先前的研究表明，KLF15通过促进肌肉来源的丙氨酸转化为葡萄糖来调节肝脏糖异生(17). 我们现在表明，KLF15是肌肉中有效利用脂质所必需的，从而完成这一适应性代谢回路。具体来说，我们发现Klf15型-缺乏营养的小鼠在耐力运动期间不能适当地转向脂肪利用，因此过度消耗碳水化合物燃料。因此，在KLF15缺乏的情况下，肌脂流量异常是能量衰竭和运动不耐受的关键决定因素。因此，发现KLF15的这种作用突出了动物在代谢应激期间将葡萄糖生成与脂质利用结合的基本机制。
大量工作建立了核受体家族的几个成员（例如过氧化物酶体增殖物激活受体、雌激素相关受体）(2,13,22,24,31)和相关的转录辅因子（如PGC-1α）(12,32)作为脂流基因程序的节点调节器。在这里，我们介绍了KLF15作为该转录回路中的一个完全独特的参与者，并证明该因子可以独立控制骨骼肌脂质的利用。令人惊讶的是，我们发现Klf15型缺乏导致体内骨骼肌脂质流动异常，而既定的节点转录调节因子（例如。，Ppara公司,帕德,埃斯拉,第1a部分,Esrrg公司). 事实上，第1a部分和Esrrg公司实际上是在Klf15型-肌肉缺乏，这表明这些强有力的因素可能正在增加代偿反应。虽然KLF15似乎不会直接影响小鼠骨骼肌中重要核受体和辅活化因子的生理表达，但KLF15仍有可能与这些已建立的节点调节器合作，协调关键代谢途径的综合转录控制。事实上，最近的研究表明，相关因子KLF5与雌激素受体ERβ相互作用，调节肿瘤生长，支持了这两个重要转录因子家族之间的相互作用(33). 我们推测，KLF和核受体回路之间的功能性相互作用将成为我们理解广泛细胞和组织的代谢和表型可塑性的一个重要主题。
虽然对保守的KLF共有基序的富集（可由多个KLF蛋白共享，具有显著的序列简并性，每512个核苷酸随机发生一次）可能并不总是预测特定基因是直接的KLF15靶点，我们的生物信息学/ChIP分析和功能丧失实验强烈支持KLF15直接调节脂流途径中的几个重要基因。然而，很可能一些KLF15靶点也由其他KLF家族成员以生理相关的方式共同调节。相反，显示KLF结合位点富集的KLF15独立靶点也可能受到其他KLF家族成员的调控。因此，通过功能丧失方法确定KLF调节网络的生物功能是未来研究的一个重要领域。
鉴于KLF15在骨骼肌生理适应中的重要性，了解通过运动介导其诱导/激活的上游信号通路将很有意义。候选途径包括传递神经激素信号、收缩耦合信号、钙浓度增加和营养/能量电荷改变的途径(4,34——36). 在激素信号的背景下，我们和其他人已经观察到KLF15是一个糖皮质激素诱导基因(18,37). 有趣的是，长期以来人们都知道，生理性或暂时性糖皮质激素暴露实际上可以提高肌肉性能和耐力(38——44)尽管这些能产生作用的分子基础尚不清楚。我们的研究提出了一个有趣的可能性，即内源性糖皮质激素-KLF15信号轴可能在生理运动适应中发挥重要作用。我们注意到最近的一项研究表明，在大鼠骨骼肌中增强腺病毒KLF15的过度表达能够促进心肌细胞萎缩(18)，尽管仍不清楚在此过程中是否实际需要KLF15。因此，评估糖皮质激素介导的能量生成和萎缩中内源性KLF15的需求，可以为生理和病理状态下激素信号对骨骼肌生物学的影响提供重要的见解。
总之，本研究确定KLF15是骨骼肌脂质流量的重要调节因子，并举例说明该转录因子家族在肌肉生理学和运动适应中的作用。这些数据，结合我们之前的研究，证明了KLF15在氨基酸分解代谢和空腹肝糖异生中的作用(17)，将KLF15作为转录电路的核心成分，协调所有三种基本细胞营养素（葡萄糖、氨基酸和脂质）的生理流量。我们在动物模型和人类受试者中的观察表明，调节KLF15功能可能是一种富有成效的策略，可以增强运动对健康的益处，并治疗代谢和肌病。
材料和方法
动物模型。
所有有关动物使用的协议均由凯斯西储大学动物护理和使用委员会批准，并严格按照美国国立卫生研究院实验动物护理与使用指南进行。Klf15型−/−之前已经描述过老鼠(20). 对年龄和性别匹配的同窝出生的对照组（12-14周大，雄性，纯C57BL/6背景）进行研究。小鼠被安置在一个温度和湿度可控的屏障设施中，光/暗周期为12小时，可以随意取用水和标准实验室啮齿动物食物。隔夜禁食开始于下午4:00，持续16小时。
老鼠跑步机练习。
小鼠在电动、速度控制、模块化跑步机系统上跑步（哥伦布仪器公司）。跑步机配有电击刺激（设置为1 Hz，20%输出）和可调节的倾斜角度。实验前，所有小鼠在跑步机上以8 m/min的速度连续3天适应10 min。对于基因表达研究，小鼠以16m/min的恒定速度在0%的倾斜下运行45分钟。在分级运动耐量研究中，允许小鼠以8 m/min和0%坡度进行5 min的热身。每隔2 min，皮带速度交替增加2 m/min或坡度增加10%，以增加工作量，直到小鼠筋疲力尽。功和功率的计算如前所述(三). 耗竭被定义为小鼠无法连续5秒避免重复电击的时间点。范德比尔特小鼠代谢表型核心评估运动期间的能量消耗(SI材料和方法)。
致谢
我们感谢乔纳森·斯坦勒（Jonathan S.Stamler）和道格拉斯·赫斯（Douglas Hess）对手稿的批判性审查；美国国立卫生研究院（NIH）范德比尔特大学小鼠代谢表型核心（MMPC）的Carla Harris协助进行脂质分析；赫曼特·伊斯瓦兰和杰西卡·梅加协助统计分析；和辛辛那提大学NIH MMPC进行基础能源支出研究。这项工作得到了NIH拨款HL086614（给S.M.H.）、HL072952和HL084154（给M.K.J.）、P30HL101294（给A.N.G.）、HL094660（给D.J.），F32HL110538（给D.A.P.）、T32HL105338（给D.A.P.和M.K.J）、RC2AR058962-01（给M.B.）、U24 DK059637和P60 DK020593（给Vanderbilt NIH MMPC和糖尿病研究培训中心的O.P.M.）的支持；密苏里州生命科学研究委员会拨款（MBA）；澳大利亚政府国家卫生和医学研究委员会生物医学职业发展奖（授予A.P.R.）；凯斯西储大学基因组和转录组测序核心（X.B.）；和维斯康西研究学者基金（S.M.H.）。
工具书类
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