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生物化学杂志。2010年11月19日;285(47): 36267–36274.
2010年9月2日在线发布。 数字对象标识:10.1074/jbc。M10.141606型
PMCID公司:项目经理2978554
PMID:20813845

Myc-依赖性线粒体生成乙酰辅酶A对细胞周期进入过程中脂肪酸生物合成和组蛋白乙酰化的影响*保存图片、插图等的外部文件。对象名称为sbox.jpg

关联数据

补充材料

摘要

细胞从静止状态到增殖状态的重新编程需要多组分网络的协同激活。这些网络激活组蛋白,增加细胞生物能量学和细胞增殖所需的大分子合成。然而,协调这些互联网络监管的机制尚未完全理解。癌基因c-Myc(Myc)激活细胞代谢和全局染色质重塑。在这里,我们测试了Myc代谢调节和组蛋白乙酰化之间的相互联系。使用[13C类6]葡萄糖和GC/MS和LC/ESI串联质谱联用,我们测定了13C-标记的2-碳片段进入脂肪酸棕榈酸酯和组蛋白H4 N末端尾部的乙酰基赖氨酸myc公司−/−myc公司+/+Rat1A成纤维细胞。我们的数据表明,Myc增加了乙酰辅酶A的线粒体合成从头开始合成13在Myc表达细胞中,C-标记的棕榈酸酯增加了2倍。此外,Myc诱导了40%的13H4-K16上C-标记的乙酰辅酶A。这与Myc增加线粒体乙酰辅酶A生成的能力有关,因为我们发现线粒体提供了H4-K16上50%的乙酰基。这些数据表明,Myc在指导组学网络的互连,特别是对蛋白质进行表观遗传修饰以响应增殖信号方面发挥着关键作用。

关键词:乙酰辅酶A、组蛋白修饰、同位素示踪剂、脂质合成、线粒体代谢

介绍

蛋白质的翻译后修饰提供了一种快速改变细胞信号的方法。因此,调节这一过程是细胞快速响应激素和营养信号的关键要求。这方面的一个例子是组蛋白在细胞周期进入过程中的时间修饰(1,2). 影响核心组蛋白N末端尾部的表观遗传修饰调节与DNA和其他蛋白质的相互作用,导致基因激活或抑制(). 组蛋白乙酰化的模式由组蛋白乙酰转移酶(HAT)控制2和脱乙酰酶(HDAC)(4). 这些酶的活性可以由细胞代谢状态调节,例如,HDAC的sirtuin家族需要NAD+作为辅因子(5). 所有已知的HAT都需要乙酰辅酶A作为底物。酿酒酵母,组蛋白乙酰化和全球转录增加需要核质乙酰辅酶A合酶(6),而在哺乳动物细胞中,ATP柠檬酸裂解酶通过输出线粒体乙酰辅酶A介导组蛋白乙酰化反应以获得营养(7). 因此,HAT对整体染色质重塑的强烈激活可能需要基因表达和细胞代谢的协调调节。然而,控制HAT表达和细胞代谢活性增加的细胞因子尚未确定。

癌基因c-Myc(Myc)是一种具有全局染色质重塑活性的转录因子。组蛋白乙酰转移酶GCN5是Myc的直接靶点。定量分析N-末端组蛋白H4尾部的单、双、三和四乙酰化水平表明,GCN5依赖的乙酰化在myc公司+/+单元格,但不是myc公司−/−单元格(8). 基因表达分析表明,Myc也可能调节乙酰辅酶A的供应,因为与乙酰辅酶A类合成相关的代谢途径是由Myc暂时调节的(9)Myc同时调节生物发生(10)线粒体的功能(9)乙酰辅酶a的主要来源。使用[13C类6]葡萄糖代谢示踪剂研究,我们最近发现Myc在细胞周期进入过程中调节中心碳代谢和TCA循环中葡萄糖碳的分配(11). 这些结果增加了线粒体代谢Myc活化增加线粒体乙酰辅酶a供应的可能性,作为脂质生物合成和核组蛋白乙酰化的底物。在这里,我们通过追踪[13C类6]葡萄糖碳myc公司+/+myc公司−/−细胞周期进入期间。我们正式证明,葡萄糖衍生碳用于脂质生物合成和组蛋白乙酰化,Myc的生理水平增加了进入这些生物合成途径的代谢流量。

实验程序

细胞培养

按照说明培养和收获细胞(11)将培养时间修改为8小时,以便纳入13C转化为脂质。对于血清剥夺研究,在添加[13C类6]葡萄糖。的浓度[13C类6]葡萄糖为20m作为唯一标记底物和双标记浓度[13C类6]葡萄糖和[13C类1]醋酸盐为10米.允许组蛋白的动态标记13C标记的乙酰基组,我们没有用丁酸钠处理细胞。

组蛋白H4 N-末端尾部特定赖氨酸乙酰化的质谱定量

组蛋白从1×108单元格和在体外如前所述标记(12). 我们使用了一个先前开发的用于组蛋白乙酰化定量的方案,使用在体外未修饰赖氨酸与氘化乙酸酐的同位素乙酰化反应(12). 氘化乙酰基(45Da)和精氨化乙酰基之间的质量差为3Da,可以区分乙酰化赖氨酸残基在体外体内分别是。这个衍生化步骤,即完全乙酰化H4,确保蛋白水解消化率、HPLC洗脱和损失率、电喷雾电离(ESI)效率和CID独立于体内乙酰化模式,最终允许通过ESI-MS/MS进行相对定量。

1×的相对富集度计算13来自[13C类1]醋酸盐和2×13C乙酰基来自[13C类6]组蛋白H4-K16上的葡萄糖测定如下。在这些实验中产生的每个MS/MS光谱都包含目标肽同位素分布的叠加副本。这些拷贝移位0、1、2或3/z(z)单位取决于相关标签。为了确定每个标记的贡献,我们使用MS同位素计算了未修饰肽的理论同位素分布(13). 这种同位素分布的移位副本在线性系统中形成系数矩阵x个=b条,其中是系数矩阵,b条是从质心MS/MS光谱观察到的强度向量,以及x个是一个未知权重向量,指定每个标签的贡献。我们求解未知向量x个在R环境的基本包中使用“solve”命令进行统计计算(14). 结果向量中的前四个元素x个12C、,13C、,13C类2、和D分别达到峰值。剩余元素的总和x个表示模型无法解释的残余强度。的元素x个除以D强度标准化并促进光谱间的比较。这些归一化强度用于计算来自任何给定来源的Lys-16乙酰化的百分比(在体外、乙酸和葡萄糖)、总乙酰化和非乙酰化。

脂质的GC/MS分析

对于脂质分析,3×10的细胞颗粒细胞在甲醇/2.5%H中重新悬浮2SO公司4,并在80°C下培养1小时,以转化为脂肪酸甲酯(FAME),如所述(15). FAME通过气相色谱/质谱(GC/MS)(Agilent 5975GC-MS)进行分析。在针对每个感兴趣的脂肪酸物种定制的扫描离子模式下监测同分异构体;例如,C16:0 MS扫描范围为/z(z)=265至/z(z)= 290.

数据分析

棕榈酸酯的标记是根据以下条件下离子的相对强度确定的:/z(z)270–286. 成立从头开始使用先前描述的方法计算标记为棕榈酸的乙酰辅酶A,这些方法校正了天然丰度。等位异构体光谱数据图显示了每种棕榈酸等位异构体的丰度分数,范围为质量M+0,仅含棕榈酸12C、 至M+16,含有全部16个碳的棕榈酸酯13C类(16). 这些图的x轴标记为M0到M16,以指示13棕榈酸酯中的C原子。的部分出资13脂肪酸合成的C-标记碳源、D和时间内脂肪酸的部分新合成t吨,克(t吨)根据先前报告的ISA模型,根据棕榈酸酯的质量同位素分布估计(17). 所有实验至少进行了三次myc公司−/−myc公司+/+使用Student的t吨测试。

结果

Myc增加细胞周期进入过程中乙酰基的线粒体输出

以前的研究myc公司+/+myc公司−/−成纤维细胞证明,在血清诱导的细胞周期进入过程中,Myc的内源性水平是增加葡萄糖衍生丙酮酸的呼吸和线粒体氧化所必需的(9). 线粒体中丙酮酸氧化产生的乙酰基可用于从头开始通过柠檬酸盐输出和ATP柠檬酸裂解酶的裂解在内质网中合成脂肪酸(18). 我们使用稳定同位素标记来确定Myc是否也支持乙酰辅酶A在脂质生物合成中的胞外流量。通过添加血清16小时并添加[13C类6]葡萄糖持续8h。

我们确定了13用GC/MS测量棕榈酸酯同位素将碳转化为棕榈酸酯(19). 棕榈酸同位素的部分富集myc公司−/−myc公司+/+单元格如所示图1。该分析表明myc公司+/+细胞中棕榈酸酯同位素增加了2倍(第页<0.005),质量单位为M+6-M+14。我们使用同位素光谱分析(ISA)量化脂肪生成通量(17). 棕榈酸的分数从头开始合成g(t)增加到11%myc公司+/+与6%相比myc公司−/−细胞。[13C] 葡萄糖代谢提供了53%的脂肪生成乙酰辅酶A库(D)myc公司+/+细胞,相比之下myc公司−/−细胞。从头开始脂质合成,在较小程度上[13C] 在缺乏血清的细胞中,葡萄糖转化为脂肪酸的合成被基础水平的血清添加上调(补充图S1).

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Myc增加了乙酰辅酶A线粒体来源棕榈酸酯的从头合成。 棕榈酸的质量同位素分布myc公司−/−myc公司+/+20 m内培养的细胞[13C类6]8小时后的葡萄糖(平均值±标准偏差。;n个= 3). 这些图表说明了棕榈酸各同位素丰度的分数,从质量M+0开始,棕榈酸仅包含12C、 和M+16,棕榈酸酯包含所有16个碳13C.的贡献[13C类6]葡萄糖到棕榈酸酯的合成(D值)和棕榈酸的分馏新合成(值)由ISA确定。B类,脂肪酸组成的变化myc公司−/−myc公司+/+将血清添加到缺乏血清的细胞中。数据表示为日志2总脂肪酸百分比变化率3×10细胞(平均值±S.E。;n个= 3, #,第页= 0.04, **,第页< 0.01).MUFA公司,不饱和脂肪酸;国家林业局,饱和脂肪酸;多不饱和脂肪酸,多不饱和脂肪酸。

对添加血清后总脂肪酸种类变化的分析表明myc公司+/+与…相比myc公司−/−单元格(图1B类). 脂肪酸组成的这种变化可能反映了从头开始脂肪酸合成以及PUFA代谢增加。这些结果表明,在细胞周期进入期间,Myc依赖的葡萄糖氧化为从头开始细胞分裂所需的脂质生物合成。

葡萄糖衍生中间体线粒体代谢产生的乙酰基是组蛋白H4乙酰化的底物

Myc表达与全球组蛋白H3和H4乙酰化相关,这需要Myc靶向GCN5组蛋白乙酰转移酶(8). 组蛋白乙酰转移酶利用核乙酰辅酶a作为底物。为了确定乙酰辅酶A的来源,我们在[13C类6]葡萄糖并寻找13通过碰撞诱导解离(CID)-MS/MS,位于组蛋白H4的N末端尾部的四个普遍保守的赖氨酸残基(Lys-5、Lys-8、Lys-12和Lys-16)上的C-乙酰基。

如所示图2,组蛋白H4 N末端尾部包含4个赖氨酸,每个赖氨酸都可以乙酰化体内到不同程度。之后在体外乙酰化和胰蛋白酶消化产生的肽将由以下成分组成:;精氨化乙酰基12C(高12),精氨化乙酰基13C(高13)和氘化乙酰基(D)(图2C类). 为了确定乙酰化组蛋白H4的相对丰度,采用LC-ESI MS/MS分析了胰蛋白酶消化肽。包含胰蛋白酶肽残基4–17的双电荷前体离子的扩展光谱覆盖包括H4(4–17)的所有同位素形式,从完全蛋白化(HHH,4交流)至完全氘化(DDDD,0交流) (图2). 对于每个乙酰化的赖氨酸在体外,同位素位移为3/2=1.5/z(z)。叠加在该模式上的是2/2=1/z(z)与之相关的移位13C-乙酰基。因为自然发生的信号12C-乙酰基叠加在来自[13C] 葡萄糖衍生乙酰基,一种同位素校正工具被用来计算来自12C、,13C类2、和2D类乙酰化峰,以相对比率表示,1表示未乙酰化组蛋白和乙酰化组分的总结合量。观察到的峰高差13C-标记的单、双和三乙酰化肽离子,与增加利用[13C] 组蛋白H4乙酰化的葡萄糖myc公司+/+单元格(图2).

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线粒体中葡萄糖氧化产生的乙酰辅酶a对组蛋白H4-K16的乙酰化有重要贡献。含有4种赖氨酸(Lys-5、Lys-8、Lys-12、Lys-16)的H4-(4–17)肽GKGKGLGKGGAKR通过结合内源性(12C) ,葡萄糖衍生13C类6和氘化在体外化学乙酰化并进行串联质谱分析。,组蛋白H4-(4-17)中所有赖氨酸组蛋白乙酰化相对丰度的前体离子光谱myc公司+/+myc公司−/−细胞。图示为未乙酰化(DDDD)和具有不同乙酰化水平(1Ac至4Ac)的赖氨酸,包括二者13C和12C标签。标记为DDDH的峰值13显示了一个体内乙酰化[13C类6]葡萄糖。B类,肽的双电荷前体离子受到碰撞诱导的离解以及产生的单电荷y的同位素模式5-片段离子反映了H4-K16的乙酰化程度。在以下位置观察到信号/z(z)530.4是由于内源性乙酰化(1 Ac),/z(z)532.4是由于[13C类6]葡萄糖定向乙酰化(1 Ac(2×13C) )和/z(z)533.4是由于未乙酰化赖氨酸的氘标记化学乙酰化(0 Ac)所致在体外. The/z(z)531和534处的信号反映自然发生13肽的C同位素。C类,质量增加和观察结果总结/z(z)孵化在13C类6葡萄糖。

为了评估13C类2-H4(4–17)中特定赖氨酸的乙酰基,我们通过MS/MS分析CID产生的片段离子。通过测定内源性乙酰化信号的强度(/z(z)530), [13C类6]葡萄糖衍生乙酰化(/z(z)532)和氘标记乙酰化(/z(z)533),两者的部分贡献13C类6-衍生葡萄糖碳到H4-K16乙酰化和总(组合12C和13C) 计算乙酰化水平(图2C类). 如所示图2B类,Myc的表达增加了13C类2-组蛋白H4-K16上存在乙酰基,这有助于在myc公司+/+单元格与myc公司−/−单元格(图3). 总乙酰化水平与13C类2-乙酰基,很明显乙酰基来源于[13C] 葡萄糖对乙酰化H4-K16的贡献约为50%myc公司+/+单元格(图3).

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线粒体和细胞质池对组蛋白乙酰化的贡献。 ,相对比率分布[12C] 乙酰辅酶A(来源于乙酰辅酶A的内源性库;12C Ac)和[13C] 乙酰辅酶A(源自葡萄糖代谢;13C类2-Ac-葡萄糖)和非乙酰化的相对比率(无交流)和乙酰化(总Ac)组蛋白H4 K16。(平均值±S.E。;n个= 3, @ =第页= 0.04, **,第页< 0.01).B类,相对比率分布[12C] 乙酰-Co-A(源自乙酰-CoA的内源性库;12C Ac)[13C] 乙酰辅酶A(源自葡萄糖代谢[13C类2]Ac-葡萄糖)和[13C类1]乙酰辅酶A(来源于[13C类1]醋酸盐;[13C类1]乙酰)和非乙酰化物的相对比率(无交流)和乙酰化(Ac合计)组蛋白H4 K16。(平均值±S.E。;n个= 3, **,第页< 0.01).C类,出资百分比[13C类1]醋酸盐和[13C类6]葡萄糖总量[13C] 组蛋白H4K16上的乙酰基。(平均值±S.E。;n个= 3, #,第页= 0.035, **,第页< 0.01).D类,图示乙酰辅酶A的线粒体和核池流向组蛋白乙酰化。乙酰辅酶A合成酶从醋酸盐或ATP柠檬酸裂解酶从葡萄糖氧化得到的柠檬酸盐中生成乙酰辅酶A类提供了HAT使用的乙酰供体。单身13C类1乙酸衍生的2个碳乙酰基中的标记这两个13C类2在TCA中葡萄糖氧化生成的柠檬酸盐衍生的2个碳乙酰基中存在的标签可以确定这两个碳源的贡献。

总乙酰化和13C-乙酰化为控制组蛋白乙酰化水平的两个Myc调节事件提供了见解。第一个(图4)是HAT活动,由日志演示2总H4-K16-乙酰化比率为0.35(第页<0.01)英寸myc公司+/+单元格与myc公司−/−细胞。第二个(图4B类)是核质池13线粒体中的C-乙酰基,用对数表示2的比率13H4-K16为0.5时的C-乙酰化(第页=0.035)myc公司+/+与…相比myc公司−/−细胞。综上所述,数据表明,当喂食葡萄糖时,Myc对底物供应的影响对总HAT活性有很大贡献。

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在有无Myc的情况下,底物供应和组蛋白乙酰转移酶活性对组蛋白乙酰化调节的贡献。这些图中的数据是通过计算日志生成的2的值比率myc公司+/+/myc公司−/−细胞。,通过两者的池进行的总乙酰化12C-和13C-标记的乙酰基提供了HAT活性对组蛋白H4-K16乙酰化的贡献。(平均值±S.E。;n个= 3, @,第页= 0.04, **,第页< 0.01).B类,级别为13C类2-乙酰化提供了线粒体衍生乙酰基对组蛋白H4-K16乙酰化的贡献的度量。C类添加醋酸盐时,两种物质的总乙酰化量12C-和13C类1-和13C类2-标记的乙酰基提供了HAT活性对组蛋白H4-K16乙酰化的贡献(平均值±S.E。;n个= 3, #,第页= 0.09, **,第页< 0.01.D类,级别为13C类2-乙酰化是衡量线粒体衍生乙酰基团对组蛋白H4-K16乙酰化的贡献以及13C类1-乙酰化是当细胞在葡萄糖和醋酸盐中生长时,醋酸盐的细胞质衍生乙酰基的贡献量(平均值±S.E。;n个= 3, **,第页< 0.01).

组蛋白与混合底物的乙酰化反应

为了进一步研究线粒体乙酰辅酶A供应对组蛋白乙酰化的重要性以及替代碳源的影响,我们在[13C类6]葡萄糖与[13C类1]醋酸盐。这种双标签稳定同位素协议允许追踪组蛋白上乙酰基的来源,如13C类1-Ac源自醋酸盐或13C类2-葡萄糖衍生的Ac(图3D类). 如所示图3,B类醋酸盐的加入增加了组蛋白的总乙酰化。两者都有myc公司−/−myc公司+/+细胞利用乙酸盐和葡萄糖作为H4乙酰化的底物(图3B类),但是myc公司−/−myc公司+/+单元格(图3C类). 这个myc公司+/+相比之下,细胞对醋酸盐和葡萄糖的贡献相当,并且继续以高于myc公司−/−单元格(图3C类).

当比较底物供应对HAT活性的贡献时,myc公司+/+与标记的醋酸盐和葡萄糖孵育的细胞对组蛋白乙酰化的葡萄糖底物的依赖性增加(图4D类). 通过myc公司−/−单元格以显著的负值日志突出显示2乙酸酯衍生物的比率13C-乙酰基与myc公司+/+单元格(图4D类). 因此myc公司+/+myc公司−/−总乙酰基-H4-K16中的细胞减少(图4C类).

H4-K16的乙酰化作用是在酵母和人类中将染色质从抑制状态转变为转录活性状态的开关(20),在细胞周期进入期间进行动态修改(1)以及细胞增殖的表观遗传特征(21). 增加的13通过Myc表达观察到的H4(4–17)的C-乙酰化表明,除了GCN5表达增加影响组蛋白乙酰化率外,Myc在底物供应中也发挥着重要作用。这些数据证实了线粒体为组蛋白乙酰化提供了乙酰辅酶a的来源,并证明了线粒体功能的Myc激活如何通过提供组蛋白乙酰化所需的底物来增强其诱导全局染色质重塑的能力。

讨论

这项研究表明,在血清诱导的细胞周期进入过程中,癌基因c-Myc增加了组蛋白H4-K16乙酰化所需的葡萄糖乙酰基的供应(1). 我们的分析使用[13C类6]葡萄糖作为示踪剂表明,这些乙酰基来自葡萄糖的线粒体氧化,这与最近的报告一致,即组蛋白乙酰化的营养依赖性调节需要ATP柠檬酸裂解酶(7). 通过开展这些研究13C-标记葡萄糖,我们能够追踪从头开始细胞周期进入过程中组蛋白乙酰基的产生和添加(图3D类). 此外,我们还通过提供这两种方法解决了组蛋白乙酰化底物的相对优先顺序问题[13C类1]醋酸盐和[13C类6]葡萄糖。

Myc动员葡萄糖衍生乙酰辅酶A从头合成脂肪酸

我们表明,Myc的内源性水平增加了线粒体衍生乙酰基的输出和利用,以在细胞周期进入期间合成脂肪酸棕榈酸酯。在G1进展期间限制为8小时的标记期内,合成了11%的总棕榈酸酯从头开始来自细胞质乙酰辅酶a池,其中53%来自[13C] 葡萄糖示踪剂。细胞质乙酰辅酶A库的其余部分可能来自脂肪酸或内源性糖原储存。

培养基中较高的葡萄糖浓度通过增加糖酵解通量增加细胞质乙酰辅酶A库和脂质合成(7,29). 在当前研究中,比较myc公司+/+myc公司−/−细胞进入细胞周期时,Myc诱导葡萄糖对胞浆乙酰辅酶A的贡献增加的机制可能包括Myc激活线粒体生物发生(9),在细胞周期进入过程中,糖酵解通量增加,葡萄糖碳进入TCA循环(11).

对这两种细胞系脂肪酸谱的比较显示myc公司+/+细胞。多不饱和脂肪酸在myc公司+/+细胞可以反映生物活性脂质的周转或生成增加。

这些数据与MEF中诱导型MycER表达的结果相反,在MEF中,Myc促进谷氨酰胺优先用于磷脂合成(22). 然而,与具有Myc生理表达的细胞不同,具有致癌水平Myc的细胞是谷氨酰胺依赖性的。在分裂活跃的细胞中分析致癌Myc的代谢效应,Myc诱导的细胞增殖没有差异(22). 我们最近的数据表明,当细胞以谷氨酰胺、醋酸盐或乙酰乙酸为唯一碳源时,Myc的生理表达也会增加细胞周期进入期间脂质的合成。Myc在激活从头开始细胞分裂所需的脂质合成被参与脂质合成的多个基因的时间激活进一步证实,这些基因包括乙酰乙酰辅酶A合成酶(Aacs)和ATP柠檬酸裂解酶(Acly)(9). 请注意,使用标签13C类6在对胎牛血清进行透析的情况下进行,以去除除蛋白结合脂质以外的竞争性燃料。因此,Myc的内源性水平促进从头开始即使外源脂肪酸可用,脂肪酸也能合成。

线粒体为H4(4–17)的新乙酰化提供乙酰基

组蛋白乙酰化在细胞周期进入过程中发生变化(1). 使用代谢示踪技术,我们确定组蛋白H4 N末端尾部检测到的乙酰基中,高达~50%来自葡萄糖氧化。由于细胞仅在添加血清后两个8小时周期中的第二个周期被标记,因此该值可能低估了从头开始G期间的标记0-S过渡。线粒体代谢只能从己糖底物中产生两个碳片段。这一重要贡献证明了线粒体在为哺乳动物细胞中蛋白质翻译后修饰提供底物方面的重要性,与酿酒酵母含有ATP柠檬酸裂解酶,因此可以获得乙酰基的线粒体供应(6,23). 这些实验是用13然而,C-标记的葡萄糖,外源性醋酸盐也可以为哺乳动物细胞中的组蛋白乙酰转移酶提供乙酰-CoA(7).

我们对外源性影响的分析[13C类1]组蛋白的醋酸盐乙酰化证明乙酰辅酶A合成酶在两种细胞系中都是活性的。葡萄糖衍生乙酰化被额外的底物减少,但在myc公司+/+细胞,可能是Myc依赖性葡萄糖代谢的结果。两种细胞系中的总乙酰化增加,反映了核乙酰辅酶A的可用性增加。此外,至少有一种HAT(P/CAF)可以被激活并通过自乙酰化转移到细胞核(24).

过氧化物酶体脂肪酸氧化产生的乙酰基(25)或酮体代谢(26)也为组蛋白乙酰化提供了细胞质乙酰基的来源。我们在这里开发的方法提供了一种评估不同底物对组蛋白乙酰化和其他最近确定的乙酰化蛋白质的贡献的方法(27)在不同的生理环境中。

我们之前已经表明myc公司−/−细胞线粒体功能降低myc公司+/+鱼藤酮细胞重演了myc公司−/−单元格(9). 如中所示图4组蛋白乙酰转移酶活性的上调,如GCN5,不能解释13C-乙酰组蛋白标记myc公司+/+myc公司−/−细胞。这种增加的标签需要增加[13C] 乙酰辅酶A池,在这些实验中是从线粒体葡萄糖氧化而来的。总之,这些数据表明,Myc增加线粒体功能的能力和葡萄糖碳通过PDH的流量在Myc增加组蛋白乙酰化的能力中起着重要作用,这是全球染色质重塑所需的。总的来说,这些结果为Myc作为营养传感器的参与提供了越来越多的证据(28)蛋白质翻译后修饰所需的蛋白质组和代谢组网络之间协调的调节器(11).

补充材料

补充数据:

*这项工作得到了美国国立卫生研究院拨款R01CA10665-01(发给D.H.)和试点基金(发给D.H)的全部或部分支持,资金来自P30CA015704(发给L.Hartwell)。

保存图片、插图等的外部文件。对象名称为sbox.jpg本文的在线版本(可在http://www.jbc.org)包含补充图S1.

F.Morrish,未公布数据。

2使用的缩写如下:

帽子
组蛋白乙酰转移酶
FAME公司
脂肪酸甲酯
气相色谱/质谱
气相色谱/质谱
ISA公司
同位素光谱分析
国家林业局
饱和脂肪酸
普法
多不饱和脂肪酸
中央信息区
碰撞诱导的离解。

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文章来自生物化学杂志由以下人员提供美国生物化学和分子生物学学会