正常和肿瘤来源的肌上皮细胞在与管腔乳腺上皮细胞相互作用以获得极性和基底膜沉积的能力上不同

细胞分离和细胞系

在原代培养中，当类器官扩散到单层后，肠上皮细胞和肌上皮细胞相互分离。如前所述，对细胞进行胰蛋白酶化和过滤(Péchoux等人，1999年). 纯度超过99%的肠上皮细胞制剂是通过使用免疫磁性保留细胞从两个带有抗唾液酸抗体的独立分离物（115D8，由荷兰J.Hilgers善意提供）中分离出来的柱中制备的，肌上皮细胞是从流通中收集的。所有细胞分离均按照制造商的说明使用MiniMACS磁性细胞分离系统进行（Miltenyi Biotec，GmbH，Gladbach，Germany，购自丹麦Lynge Biotech Line）。为了获得高达100%的纯菌落，细胞悬浮液以尽可能高的流速通过色谱柱（即色谱柱上没有针头）。将纯化的细胞置于胶原蛋白涂层的烧瓶上，置于CDM3培养基（管腔上皮细胞）或Dulbecco改良的Eagle’s培养基-Ham’s F12（DME-F12）中，该培养基补充有霍乱毒素和表皮生长因子（肌上皮细胞）(Petersen和van Deurs，1988年). 通过在抗Thy-1柱（ASO-2，Dianova，GmbH）中保留细胞来纯化原发性癌的肌上皮细胞。将分选的细胞直接用于共培养实验。在一些实验中，我们使用经抗Thy-1（ASO2）纯化的肌上皮细胞系，并通过转染含有HPV16 E6和E7癌基因的逆转录病毒结构（LXSN；ATCC）使其永生(Band等人，1990年)如前所述(Péchoux等人，1999年). 作为对照细胞，我们使用了从乳房缩小成形术中纯化的成纤维细胞(罗诺夫·杰森和彼得森，1993年)人骨肉瘤细胞系Saos-2（Clontech，Palo Alto，CA）和HMT-3909S16（见下文）。

癌肌上皮细胞系HMT-3909S16从HMT-3909 S13中纯化(Petersen等人，1990年)大多数细胞在电镀后首先收集漂浮细胞，然后转移到另一个培养瓶中。接下来，通过免疫磁性分选（见上文）纯化肌上皮细胞，并使用抗α1-整合素（VLA-1，T Cell Diagnostics，Cambridge，MA）作为保留抗体，因为α1-整合素已被证明对肌上皮细胞具有特异性(罗诺夫·杰森等人，1996年). 该亚系现已培养63代。

HMT-3909S13的克隆培养是通过在T-25烧瓶中低密度电镀单个细胞获得的。

胶原蛋白-I凝胶和rBM实验

对于3D培养，2×10⁵管腔上皮细胞被置于水合胶原I凝胶（Vitrogen100）或重建的基底膜（rBM；Matrigel®，批号40230A，Collaborative Biomedical Products，Bedford，MA）内。在一些实验中，将rBM以10%（体积）的最终浓度添加到胶原I凝胶中。胶原蛋白I凝胶是根据制造商的说明制备的。实验在24孔培养皿中进行，使用500μl胶原蛋白I凝胶或300μl rBM和单细胞悬浮液。无论何时进行共培养实验，相互作用的细胞在嵌入凝胶之前都要在悬浮液中预先混合等量。所有实验均在补充了20%FCS的CDM3培养基或CDM3中进行。在替代实验中，我们使用10或100μg/ml层粘连蛋白-1（Sigma-Aldrich A/S，Vallensb k，Denmark）、10或100微克/毫升层粘连素10/11（用单克隆抗体4C7从人胎盘中纯化的亲和力）代替了胶原蛋白-I分析中的肌上皮细胞(Ferletta和Ekblom，1999年)（cat.#12163-010；Gibco BRL，Life Technologies A/S，Tóstrup，Denmark）或2.5μg/ml亲和纯化层粘连蛋白-5（由加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所的Vito Quaranta和伊利诺伊州芝加哥西北大学医学院儿科学系的Jonathan Jones善意提供）(Koshikawa等人，2000年)或层粘连蛋白-5的5μg/ml LG3模块(Shang等人，2001年)（由Vito Quaranta善意提供）。

免疫细胞化学

为了表征相互作用的细胞，将正常乳腺、乳腺癌活检和凝胶冷冻在正己烷中并装入组织冷冻培养基中^™（Leica Instruments，Heidelberg，GmbH）用于剖切。通常，我们使用8μm切片，将其风干15分钟，并在−20°C的甲醇中固定。用添加了10%山羊血清的PBS预孵育切片。这种缓冲液也用于稀释抗体和冲洗。主要抗体包括抗唾液酸幻觉（MAM6，克隆115D8）、抗闭塞素（OC-3F10，Zymed Laboratories，San Francisco，CA）、抗上皮特异性抗原（ESA；VU-1D9，NovoCastra，Newcastle on Tyne，UK）(Stingl等人，1998年)、抗Thy-1（ASO-2，Dianova）、抗细胞角蛋白（CAM5.2，Becton Dickenson，Mountain View，CA）、抗平滑肌肌动蛋白（HHF-35，ENZO Diagnostics，New York，NY）、抗波形蛋白（V9，DAKO，Glostrup，Denmark）、抗α1链、层粘连蛋白-1（EB7，由赫尔辛基大学I.Virtanen善意提供）、抗β3链、，层粘连蛋白5（BM-165，由马萨诸塞州哈佛医学院R.E.Burgeson提供）、抗α5链、层粘连蛋白10/11（4C7，DAKO）、抗β4-整合素（3E1，Chemicon International，Temecula，CA）、抗maspin（克隆7，转导实验室，列克星敦，KY）、抗角蛋白K17（M7046，DAKO，抗角蛋白相关蛋白（BG3C8(Pallesen等人，1987年)由丹麦癌症协会J.E.Celis和抗IV型胶原蛋白（CIV 22，DAKO）提供。免疫过氧化物酶染色如前所述，使用兔抗鼠免疫球蛋白作为二级抗体（Z259，DAKO），PAP复合物作为三级抗体（P850，DAKO）(Petersen和van Deurs，1988年). 对于免疫荧光和双标记实验，我们使用了之前描述的全部来自南方生物技术公司（美国亚利桑那州伯明翰）的同型特异性抗体(罗诺夫·杰森等人，1992年). 抗体孵育30分钟，冲洗两次，每次5分钟，均在室温下进行。一些切片用1μg/ml碘化丙啶进行核反染（美国俄勒冈州分子探针公司）。随后，通过使用添加2.5 mg/ml没食子酸正丙酯（Sigma-Aldrich）的氟龙-G（南方生物技术），用盖玻片安装切片(罗诺夫·杰森等人，1992年). 使用蔡司LSM 510激光扫描显微镜（Jena股份有限公司卡尔蔡司）观察免疫荧光。使用20×、40×或63×物镜观察切片，并在z平面上以0.25μm的间隔进行切片，然后暴露于可视化FITC和德克萨斯红或碘化丙啶。通过计数来自五个不同活检组织的胶原蛋白I凝胶的三个不同冷冻切片中的所有腺泡轮廓（约100个）来量化极化，所有切片均用抗唾液酸免疫过氧化物酶染色，并用苏木精复染。当正确极化剖面的频率低于正常活检的频率时，极化被描述为分数。

RNA分离和RT-PCR

内嵌于rBM或胶原蛋白-I凝胶中的内腔上皮细胞以及原代纯化肌上皮细胞MCF-7 S9的单层培养(Briand和Lykkesfeldt，1986年)，HMT-3909S16和永生化肌上皮细胞使用TRIzol试剂收获，并根据制造商的说明提取总RNA（Life Technologies，Roskilde，Denmark）。

使用1.3μg DNA酶处理的总RNA（DNase I Amp级，Life Technologies）作为模板，使用寡核苷酸dT引物（SuperScript Preamplification System，Life Technologies）以30μl的体积进行第一链合成。从该cDNA中提取1μl作为后续PCR扩增的模板，使用整合素-β4（ITGB4）、层粘连蛋白亚基α1、α3和α5（分别为LAMA1、LAMA3和LAMA5）、IV型胶原α1和α2（分别为COL4A1和COL4A2）以及甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）的特异性引物。引物为LAMA1-FW:5′-AAAAGTCGCCGTGTCTGCAGAC-3′，LAMA1-RV:5′-TTAAATGTAACCTCACAG-3′(Engvall等人，1992年；Slade等人，1999年)，LAMA3-FW:5′-AGCTCTTGCTGAACCGGATA-3′，LAMA-3RV:5′-AATGGCTCCCAAGCTCT-3′，LAMAP5-FW:5'-ACATGTCCGTCACAGTGGAG-3′，LAMA5-RV:5'-TCATCAGCGTCCATCTC-3′，COL4A1-FW:5’-CCTCCTGTACCTGGCGCAGGC-3′，COL4A1-RV:5′-CCCTTGCCAGAGCTCTCT-3 COL4A2-RV:5′-GGGCAGTGTGGGATGGAC-3′，GAPDH-FW:5′-ACCCACTCCACCTTTTG-3′，GAPDH-RV:5′-CTCTTTGCTTGCTTGGGG-3′。每个引物集在不同的扩增周期进行测试，以确保所分析模板之间的任何带强度相似性都不是达到平台期反应的结果。对于LAMA1，进行35个扩增周期，在94℃下变性1分钟，在55℃下退火1分钟，并在72℃下延伸1分钟，然后在72℃进行最后延伸7分钟。对于LAMA3和LAMA5，放大过程如上所述，但对于34个循环和56°C退火。COL4A1和COL4A2分别在64℃和61℃退火35个周期和30个周期。GAPDH在54°C退火条件下扩增24个周期。每个反应都在50μl体积的含有2.5 U HotstarTaq DNA聚合酶（加利福尼亚州巴伦西亚市齐根）的10×PCR缓冲液（包括MgCl）中进行₂（Qiagen），200μM dNTP和200 nM正向和反向引物。对未进行反转录的RNA样品进行控制扩增，以验证不存在污染基因组DNA（数据未显示）。PCR产物在1.5%琼脂糖凝胶中进行电泳分析。

层粘连蛋白可替代正常肌上皮细胞逆转胶原蛋白I凝胶的极性

在I型胶原凝胶中，肌上皮细胞包围上皮细胞，形成双层腺泡，类似于它们在体内的位置（比较图3b和c)然而，在rBM凝胶中，肌上皮细胞和上皮细胞自行分选(图3a). 因此，在EHS凝胶的三个不同部分中随机选择的20个Thy-1染色的肌上皮簇中，我们没有发现腔上皮细胞包含形成腺泡的例子，也没有发现中央腔形成的任何证据。这表明，在腔上皮细胞已经正确极化的情况下，肌上皮细胞是多余的。由于富含层粘连蛋白的基质可以替代肌上皮细胞，我们测试了添加到胶原蛋白I凝胶中的层粘连素是否能够拯救极性。人类乳腺基底膜的特征是层粘连蛋白的三条α链同时存在：层粘连素-1中的α1，层粘连激素-5中的α3和层粘连蛋白酶10/11中的α5(Virtanen等人，2000年). 据报道，这些链存在于形态发生和癌症的不同阶段(Cologinato和Yurcenco，2000年). 因此，我们在试验中测试了每种层粘连蛋白的效果。当将层粘连蛋白-1和rBM（最终浓度10%）添加到胶原蛋白-I凝胶中时，两者都可以逆转管腔上皮细胞的极性(图4). 相比之下，亲和纯化的层粘连蛋白-5（Vito Quaranta和Jonathan Jones慷慨赠予）和亲和纯化层粘连素10/11（cat.#12163-010；Gibco BRL，Life Technologies A/S）(Ferletta和Ekblom，1999年)显示出极化活动的任何证据(图4). 使用层粘连蛋白-5的重组LG3模块获得了类似数据（由Vito Quaranta善意提供；未显示）。

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图3

内腔上皮细胞和肌上皮细胞在rBM凝胶内自行分类，但在胶原凝胶内形成双层腺泡。在rBM（a）和水合胶原蛋白I凝胶（b）中分析肌上皮细胞与腔上皮腺泡主干的空间组织，并与正常乳腺（c）进行比较。对凝胶进行双重染色，以显示Thy-1的肌上皮细胞（绿色）和碘化丙啶，以显示细胞核（红色）。注意，虽然肌上皮细胞在rBM中从管腔上皮腺泡分离，但在基于胶原蛋白I的腺泡分析中，在活体中形成了双层结构（bar，25μm）。

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图4

只有层粘连蛋白-1而不是层粘连素-5和-10/11才能正确极化胶原凝胶中的腺泡。没有肌上皮的肠上皮细胞（仅LEP）没有正确极化的腺泡。添加10%rBM或纯层粘连蛋白-1以与正常来源的肌上皮细胞（MEP）相同的程度逆转极性。亲和纯化的层粘连蛋白-5和层粘连素10/11均不具备逆转腺泡极性的能力。

这些数据将预测：（1）管腔上皮细胞不能产生足够的层粘连蛋白-1，使其在胶原蛋白-I凝胶中发生极化；（2）正常肌上皮细胞是通过合成层粘连素-1而产生极化原理的来源。为了验证这些预测，使用RT-PCR评估正常管腔细胞和肌上皮细胞合成基底膜成分。使用不合成层粘连蛋白-1的肿瘤细胞系（未显示）作为阴性对照。在胶原蛋白I或rBM中，内脏上皮细胞很少或没有层粘连蛋白α1链。相比之下，肌上皮细胞表达大量层粘连素α1(图5). 除了IV型胶原的α1-和α2-链外，这两种细胞类型都表达层粘连蛋白的α3-链和α5-链。此外，（小鼠）rBM内分类的管腔上皮细胞和肌上皮细胞与（人类）400kDaα1-、165kDaβ3-和380kDaγ5-链特异性抗体的免疫染色(Rousselle等人，1991年；Virtanen等人，2000年)，揭示了关键差异可以缩小到管腔上皮细胞缺乏α1-链层粘连蛋白沉积(图6). 当检测来自肌上皮和管腔上皮细胞来源的已建立的正常细胞系时，获得了类似的模式（未显示）。由于肌上皮细胞和纯层粘连蛋白-1，而不是层粘连素-5或层粘连肽-10/11，纠正了管腔上皮细胞的极性，并且由于肌上皮上皮细胞合成层粘连蛋白质-1，而管腔细胞不合成层粘着蛋白质-1，我们得出结论，层粘连蛋白酶-1在体内对肌上皮细胞与管腔上皮之间的信号传递和串扰很重要(Rousselle等人，1991年；Cologinato和Yurcenco，2000年；Virtanen等人，2000年).

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图5

LAMA-1链仅在肌上皮细胞中表达。RT-PCR分析rBM和胶原蛋白-I凝胶中管腔上皮细胞、肌上皮细胞和MCF-7细胞中的层粘连蛋白α1（LAMA1）、层粘连素α3（LAMA3）、层黏连蛋白α5（LAMA5）、IV型胶原α1（COL4A1）和IV型胶原a 2（COL4 A2）。GAPDH被用作内部控制。注意，在纯管腔上皮培养物中唯一不表达的层粘连蛋白链是α1-链。

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图6

管腔上皮细胞和肌上皮细胞可以沉积层粘连蛋白的α3链和α5链，但只有肌上皮细胞可以沉积层粘连蛋白-α1链。对rBM中内嵌的肠上皮细胞（a，c，e）和肌上皮细胞（b，d，f）进行层粘连蛋白α1（a，b；绿色）、层粘连蛋白质α3（c，d；绿色）和层粘连素α5（e，f；绿色）染色。管腔上皮细胞和肌上皮细胞都沉积基底膜，但前者缺乏α1-链沉积。核染色，红色（条形，25μm）。

癌源性肌上皮细胞具有正常肌上皮细胞的许多特征，但不能重新定向腺泡内外

乳腺癌的特征之一是上皮细胞失去极性和组织。众所周知，许多乳腺肿瘤缺乏肌上皮细胞(Rudland，1987年). 然而，即使在肌上皮标记物被检测到的情况下，管腔细胞仍然基本上处于紊乱状态(Wetzels等人，1989年；Malzahn等人，1998年). 我们询问这些肿瘤肌上皮细胞是否缺乏向管腔细胞发出极性信号的能力，以及这是否是由于它们无法合成层粘连蛋白-1。

由于从乳腺癌中分离肌上皮细胞并不简单，我们最初使用了我们实验室先前建立的乳腺癌细胞系（HMT-3909S13）(Petersen等人，1990年；罗诺夫·杰森和彼得森，1993年)在裸鼠肿瘤的基质-上皮交界处产生肌上皮细胞。如波形蛋白和角蛋白的人类特异性抗体双重染色所示，这些肿瘤类似于双相人类乳腺癌（未显示）(Malzahn等人，1998年). 我们使用α1-整合素抗体通过免疫磁性分选从HMT-3909S13纯化肌上皮细胞（参见材料和方法）。这些癌源性肌上皮细胞，被称为HMT-3909S16，在许多标准上与正常肌上皮细胞相似：它们来自管腔上皮谱系(Péchoux等人，1999年)克隆培养显示；一旦从癌细胞中分离出来，它们的分化能力受到限制；它们协调表达波形蛋白、角蛋白和α-平滑肌肌动蛋白(图7Aa、b)，即使注射了10倍于亲本系肿瘤细胞数量的细胞（0/6只小鼠与11/12只小鼠相比），它们在裸鼠体内也是非肿瘤性的。因此，总的来说，这些细胞符合肌上皮细胞的条件。然而，即使细胞数量比正常肌上皮细胞所需的细胞数量高出10倍，他们也无法纠正胶原蛋白I凝胶中管腔细胞的极性(图7Ba). 由于这些细胞是永生的，而我们的实验中使用的正常肌上皮细胞则不是，因此我们询问不能纠正极性是否与永生有关。因此，我们还用E6/E7永生化纯化的正常肌上皮细胞，并将其培养为与癌源性肌上皮细胞相似的传代次数（40）。在I型胶原测定中，正常来源的肌上皮细胞系与管腔上皮细胞共培养可在63±5%的腺泡中产生正确的极化(图7Bb,图9)与0%相比(图7Ba,图9)当使用癌源性肌上皮细胞系时。

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图7

癌症衍生的肌上皮细胞具有正常肌上皮细胞的许多特征，但不能从内到外重新定向腺泡。（A） 分离表达典型肌上皮标志物的癌源性肌上皮细胞。用α-平滑肌肌动蛋白（绿色）和角蛋白（红色）染色纯化的癌源性肌上皮细胞（a，b），以记录同时存在的肌上皮和上皮表型（bar，50μm）。（B） 癌源性肌上皮细胞缺乏对内外腺泡的逆转。切片：（a）腺泡实验包埋癌源性肌上皮细胞系和（b）永生化正常源性肌表皮细胞系。切片对根尖标记唾液酸粘蛋白（绿色）和核染色碘化丙啶（红色）进行双重染色。注意，癌性肌上皮细胞（C-MEP）缺乏极化，永生化肌上皮细胞的管腔（环绕）极化正确（bar，25μm）。

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图9

四种癌源性肌上皮细胞中只有一种能完全逆转胶原凝胶中腺泡的极性。胶原蛋白-I凝胶切片中正确极化腺泡的频率。添加来自四种不同来源的癌源性肌上皮细胞在两种情况下未能完全逆转腺泡，在一种情况下对逆转有部分影响，在第四种情况下可能逆转。插入物显示用碘化丙啶（红色）复染的β4-整合素（绿色）染色。数据表示平均值（±s.e.m.），但原发癌源性MEP除外，后者是三次测定的平均值（？s.d.）。（巴，20微米）。

正常肌上皮细胞的功能

以前在胶原蛋白-I凝胶中对正常人乳腺的细胞进行了分析，但这些制剂包括肌上皮细胞(福斯特等人，1983年；滨本等人，1988年). 因此，在乳房形态发生的背景下对纯正常上皮细胞或肌上皮细胞进行功能分析，需要一种足够复杂的技术来用免疫磁性抗体分离不同的细胞群(克拉克等人，1994年；Gomm等人，1995年；Péchoux等人，1999年). 然而，根据对肌上皮细胞系的研究推断，肌上皮细胞的主要功能是制造基底膜材料(沃伯顿等人，1981年；Kedeshian等人，1998年). 层粘连蛋白-1对胶原蛋白-I凝胶中生长的小鼠乳腺细胞的功能分化很重要(斯特雷利等人，1991年)以及单层培养中肠、肾和乳腺上皮细胞的极化(Klein等人，1988年；De Arcangelis等人，1996年；Slade等人，1999年). 由于人类层粘连蛋白-1的特异性抗体尚不易获得，因此很难将其存在与体内或胶原培养物中观察到的活性联系起来。假定与层粘连蛋白-1α1-链反应的一种可用抗体(Engvall等人，1986年；Engvall等人，1990年)，最近被证明与层粘连蛋白10/11的α5链特异反应(Tiger等人，1997年). 因此，需要重新评估使用该抗体的一些文献，因为α5链的分布比α1链更广(Virtanen等人，2000年). 直到最近，一种对层粘连蛋白α1-链具有特异性的单克隆抗体才问世。因此，现在可以分析人体组织，以补充原位杂交和小鼠组织免疫染色的结果(Virtanen等人，2000年). 在本研究中，我们将这种抗体（I.Virtanen的一种馈赠）与我们的RT-PCR反应并行使用。

先前的研究表明层粘连蛋白-1α1-链的表达模式主要局限于胎儿组织(Tunggal等人，2000年)成人的α1链被层粘连蛋白10/11的α5链取代(Ekblom等人，1998年；Tunggal等人，2000年). 然而，在成人乳腺中，α1-链仍然与α5-链一起表达(Virtanen等人，2000年). 我们认为这是因为成年人在月经周期、青春期、怀孕和更年期期间，乳房继续发生类似发育的变化。因此，它是一个不断发展的器官。

在人类乳腺基底膜中表达的层粘连蛋白家族的另一个成员是层粘连素-5的α3链(Martin等人，1998年). 层粘连蛋白5的表达与牙齿发育过程中的细胞分化有关(Salmivirta和Ekblom，1998年). 层粘连蛋白5与分化功能兼容，被认为是人类乳腺中潜在的肿瘤抑制因子(Martin等人，1998年). 在本研究中，我们确定肌上皮细胞是α1链的唯一来源，而管腔上皮细胞也表达α3和α5链。

不同的组织如何达到极性无疑是由一些广泛的、普遍的规则支配的。然而，具体细节必须是组织特异性的。因此，在上皮性肾细胞系（MDCK）中，克隆细胞在胶原蛋白-I凝胶中极化，与层粘连蛋白-1的沉积无关，因此得出结论，基底层的形成不需要维持结构和功能极性(Ecay和Valentich，1992年). 然而，这可能只适用于某些克隆细胞（参见证据中添加的注释）。肾脏和甲状腺上皮细胞都可能发生极性反转，正如这里所示的乳腺管腔上皮细胞，除了悬浮培养物和包埋在胶原凝胶中的细胞之间发生改变(甘比纳，1990年). 此外，即使在同一组织的不同细胞系之间，不同实验室也报告了不同的结果。因此，当将来自细胞系的信息外推到亲代组织时，需要谨慎。例如，在附着的胶原凝胶中培养的“正常”小鼠乳腺上皮细胞系NMuMG，在没有添加层粘连蛋白的情况下形成极化腺泡，并且很少或没有明显的内源性层粘连蛋白沉积(Soriano等人，1995年). 胰腺细胞系S2-013在胶原凝胶和rBM中均形成正确极化的腺泡结构，仅在rBM内沉积内源性基膜(Yamanari等人，1994年). 此外，我们之前已经表明，本研究中使用的人类乳腺癌细胞系作为基底膜形成和层粘连蛋白-1表达的阴性对照，可以在没有层粘连蛋白涂层的组织培养塑料上极化，并可以形成一整套密封紧密的连接和一个具有微绒毛的特化顶端细胞膜域(van Deurs等人，1987年). 因此，从其他组织或细胞系的研究中很难推断出胶原蛋白I凝胶中正常人原代乳腺上皮细胞的反极性及其对肌上皮细胞的反应。最后，据报道，肠上皮细胞胶原凝胶的正确极化(科克兰，1988年)，肺(Sugihara等人，1992年)，子宫内膜(柯克和阿尔瓦雷斯，1986年)，胆囊(森喜朗和宫崎骏，2000年)和其他一些组织。事实上，我们还没有找到另一个胶原蛋白凝胶中具有内外极性模式的上皮细胞的例子，这表明正常人乳腺及其发育良好的肌上皮细胞层可能在这种行为中是独特的。因此，乳腺腔细胞和肌上皮细胞一起可能确实是乳腺中的“极性单位”。

一些癌源性肌上皮细胞缺乏逆转管腔极性的能力

人们普遍认为乳腺癌缺乏肌上皮细胞(Li等人，1998年). 虽然某些双相或双峰癌产生具有部分肌上皮分化程序的细胞，但这并不能为患者提供更好的预后(Malzahn等人，1998年). 这些数据可能会反驳肌上皮细胞可以作为肿瘤抑制剂的假设。癌源性肌上皮细胞系和两个原代细胞系中功能缺陷的发现可能为上述体内观察提供了解释。在一些乳腺癌中，存在肿瘤性肌上皮细胞，并且似乎具有功能。此例为腺样囊性癌，预后良好，不会转移到远处(Kasami等人，1998年). 在这些癌中，层粘连蛋白沉积，肿瘤管腔上皮细胞正确极化(Kasami等人，1998年). 然而，根据上述关于现有层粘连蛋白抗体特异性的讨论，层粘连素-1的沉积需要使用新的特异性抗体进行确认。直到最近，使用与本研究中使用的相同抗体（克隆161 EB7）对来自许多组织的一组肿瘤进行了层粘连蛋白-1的染色模式(Määttä等人，2001年). 结论是，层粘连蛋白-1在浸润性乳腺癌中普遍缺失，并且在正常乳腺上皮结构周围强烈表达(Maatta等人，2001年). 这与此处报告的研究相一致。此外，我们还发现，无论何时实际局部存在，层粘连蛋白-1染色都是弱的和碎片化的，并且它可能与其他肌上皮分化标志物的表达共存。从癌症中分离的三个原发性肌上皮细胞样本中，一个能够几乎完全恢复正常的管腔细胞，一个具有部分活性。虽然这可以解释为肿瘤组织受到不同程度的“污染”，但我们有额外的数据表明，在其他一些方面，这些细胞的行为与我们的分析中正常来源的肌上皮细胞并不完全相同。然而，无论肌上皮细胞的来源或其异常行为如何(Jones等人，1992年)层粘连蛋白-1的表达与极性反转之间基本上是完全相关的。

目前，乳腺癌中肌上皮分化频率的数据是相互矛盾的，因为它们与所测试的标记物不同。然而，在非常常见的I级浸润性导管癌中，预后良好，通常极化正确(Lundin等人，2001年)，75-90%的病例描述为基底膜碎片(Albrechtsen等人，1981年；Gusterson等人，1982年). 在超微结构水平上，I级癌中也有肌上皮样细胞的报道(Hayashi等人，1984年). 最后，一些报道将肌上皮样细胞的超微结构或免疫反应与超微结构或免疫学定义的基底膜联系起来(Gould等人，1975年；Wetzels等人，1989年；Senzaki等人，1992年).

我们感谢托夫·玛丽安·隆德（Tove Marianne Lund）和温妮·汉森（Winnie Hansen）提供的专家技术援助，感谢凯尔德·奥托森（Keld Ottosen）打印的显微照片，感谢德里克·拉迪斯基（Derek Radisky）批判性阅读手稿。感谢Aasted诊所、私人诊所、Sölleröd整形外科诊所和Rigshospitalet提供活检材料。哥本哈根和丹麦弗雷德里克斯堡地区科学伦理委员会（文件号：（KF）01-216/93）判定活检采集程序符合1992年6月24日第503号法律。这项工作得到了冰岛研究生研究基金会、丹斯克·克雷弗斯克宁基金会、达格玛·马歇尔基金会（对T.G.）、丹麦研究理事会、诺和诺德基金会、塞森基金会、弗里斯·丰登、迈耶基金会、丹麦癌症学会、丹麦研究委员会的资助，丹麦医学会研究基金（O.W.P.和L.R.-J）、国家卫生研究院（M.J.B.和O.W.P.的CA-64786-02）和美国能源部生物与环境研究办公室（M.J.B的合同DE-AC03-76SF00098）。