单元格。作者手稿；PMC 2011年6月25日发布。
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受体酪氨酸激酶的细胞信号传导
宾夕法尼亚大学医学院生物化学与生物物理系，费城，PA 19104-6059，美国，耶鲁大学医学院药理学系，美国康涅狄格州纽黑文，邮编06520
- 补充资料
01:补充图1。疾病中的RTK突变。表皮生长因子受体（EGFR）（左）、KIT（中）和成纤维细胞生长因子受体的功能获得（绿色箭头）和功能丧失（红色箭头）突变的位置（右）。接收器如所示。
表皮生长因子受体EGFR酪氨酸激酶结构域（TKD）的突变缓解了自身抑制相互作用，并构成性地提高了激酶活性。这些突变是在非小细胞肺癌患者中发现的(Sharma等人，2007年). 在相邻膜区发现了其他激活突变(Red Brewer等人，2009年). 胶质母细胞瘤患者细胞外区域域I、II和III的点突变也被发现(Libermann等人，1985年;Pedersen等人，2001年). 此外，在胶质母细胞瘤患者中发现了缺乏结构域I和大部分结构域II的变体III（vIII）或Δ2–7 EGFR。
配套元件胃肠道间质瘤（GIST）、急性髓系白血病（AML）和黑色素瘤中已发现KIT的获得功能突变。激活膜旁区域的突变释放自身抑制约束，并构成性地提高酪氨酸激酶活性。KIT D5胞外区域的致癌突变增强了相邻KIT分子之间的接触，导致酪氨酸激酶活性增强。KIT中的功能丧失突变会导致皮埃尔巴德症。示例包括损害酪氨酸激酶活性的催化结构域中的点突变和损害干细胞因子结合的细胞外区域D2中的点变异。
成纤维细胞生长因子受体功能获得性FGFR1、FGFR2和FGFR3已在严重骨骼发育不良患者中被确定，如Crouzon、Jackson-Weiss、Apert和Pfeiffer综合征。在膀胱癌、宫颈癌和多发性骨髓瘤等癌症中也发现了类似的激活突变。细胞外区域的激活突变主要见于FGFR2的D3；这些导致异常的二硫键连接和活化的FGFR2二聚体。FGFR2细胞外区域的其他点突变增强了成纤维细胞生长因子（FGF）的结合或改变了FGF的选择性。细胞质域中的激活突变增强FGFR2和FGFR3的酪氨酸激酶活性。在Lacrimo-Auriculo-Dento-Digital综合征中发现TKD中功能丧失FGFR2突变。FGFR1C的D3中的功能丧失点突变损害了其结合FGF8的能力，也被证明与常染色体显性Kallmann综合征有关。
补充图1。受体酪氨酸激酶家族。
该方案描述了所有58个人类RTK。关键的结构域类型包括免疫球蛋白样和纤维连接蛋白III结构域（分别为蓝色和橙色矩形）、卷曲相关（Fz）结构域（淡紫色矩形）、螺线管结构域（绿色矩形包含线圈）和富含半胱氨酸的结构域（黄色矩形）。Ryk还包含一个WIF域（灰色椭圆形）。每个受体的胞外区域通过单个跨膜螺旋（黑色）连接到包含酪氨酸激酶结构域和调控区域的细胞质区域（红色）。细胞内激酶结构域中的分裂代表激酶插入结构域。ErbB受体家族的四个成员是EGFR、ErbB2、ErbB3和ErbB4。胰岛素受体（InsR）家族有三个成员：InsR、IGF1R和InsR相关受体（InsRR）。PDGF受体家族有5个成员：PDGFRα、PDGFRβ、CSF1R/Fms、KIT/SCFR和Flt3/Flk2。三种VEGF受体是VEGFR1/Flt1、VEGFR2/KDR和VEGFR3/Flt4。四个FGF受体是FGFR1-4，三个Trk是TrkA、TrkB和TrkC，两个Ror受体（孤儿受体酪氨酸激酶）是Ror1和Ror2。Met家族有两个成员（Met和Ron），Axl、Mer和Tyro3组成了Axl家族的三个RTK。Tie1和Tie2组成Tie家族，Eph受体有14个成员，分别命名为EphA1-8、EphA10、EphB1-4和Eph6。DDR（用于盘状体域受体）家族有两个成员–DDR1和DDR2，LMR家族（用于狐猴）有三个成员（LMR1-3）。最后，ALK和LTK构成了ALK（间变性淋巴瘤激酶）家族的两个成员。
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摘要
最近对受体酪氨酸激酶（RTK）的结构研究揭示了生长因子配体激活其机制的意外多样性。通过配体结合诱导二聚化的策略令人惊讶地多样化，将此事件与细胞内酪氨酸激酶结构域的激活耦合的机制也是如此。随着我们对这些细节的理解变得越来越复杂，它为治疗对抗癌症和其他疾病中致病性RTK突变的影响提供了重要的背景。然而，关于RTK下游的复杂信号网络，以及这些网络中的变化如何转化为细胞响应，还有很多需要学习。
自从四分之一个多世纪前发现第一个受体酪氨酸激酶（RTK）以来，这个细胞表面受体家族的许多成员已经成为关键细胞过程的关键调节因子，如增殖和分化、细胞存活和代谢、细胞迁移和细胞周期控制(Blume-Jensen和Hunter，2001年;Ullrich和Schlessinger，1990年). 人类有58个已知的RTK，分为20个亚家族(). 所有RTK都具有类似的分子结构，细胞外域中有一个配体结合区域，一个跨膜螺旋，以及一个包含蛋白酪氨酸激酶（TK）域和额外羧基（C-）末端和膜旁调节区域的细胞质区域。RTK的整体拓扑结构、激活机制以及它们触发的细胞内信号通路的关键成分在线虫的进化过程中高度保守秀丽隐杆线虫这与它们所扮演的关键监管角色是一致的。此外，许多疾病都是由改变RTK活性、丰度、细胞分布或调节的基因改变或异常引起的。RTK的突变及其细胞内信号通路的异常激活与癌症、糖尿病、炎症、严重骨疾病、动脉硬化和血管生成有因果关系。这些联系推动了阻止或减弱RTK活性的新一代药物的开发。
受体酪氨酸激酶家族人类受体酪氨酸激酶（RTK）包含20个亚家族，如图所示，每个受体下面列出了家族成员。通过结构测定或序列分析确定的细胞外区域的结构域根据补充图1其中列出了人类蛋白质组中的所有58个RTK。细胞内区域显示为红色矩形。
在这篇综述中，我们讨论了从最近的结构和功能研究中对RTK调节机制的见解。我们研究了生长因子与RTK结合后细胞内信号通路激活的流行概念。我们还考虑了最近的系统生物学方法，以了解RTK激活的多个信号通路之间的相互作用导致的复杂电路和网络。最后，我们描述了这些进展对发现和应用由活化RTK驱动的癌症和其他疾病的新疗法的影响。
受体激活机制
一般来说，生长因子结合通过诱导受体二聚体激活RTK(Ullrich和Schlessinger，1990年). 然而，在讨论RTK调节的这一方面之前，重要的是要注意，即使在没有激活配体的情况下，RTK的一个子集也会形成低聚物。例如，胰岛素受体和IGF1受体在细胞表面以二硫键（αβ）的形式表达2二聚体(Ward等人，2007年). 胰岛素或IGF1的结合可诱导这些二聚体受体内的结构变化，从而刺激酪氨酸激酶活性和细胞信号传导。一些研究表明表皮生长因子（EGF）结合并激活其受体先前存在的低聚物(Clayton等人，2005年;Gadella和Jovin，1995年)，但这些低聚物的确切性质和大小尚不清楚。此外，有证据表明某些RTK的激活，如Tie2（血管生成素受体）和Eph受体，可能需要形成较大的寡聚体(Barton等人，2006年;Himanen和Nikolov，2003年).
无论“非活性”状态是单体还是低聚物，受体的激活仍然需要结合配体来稳定“活性”二聚体或低聚物中单个受体分子之间的特定关系。RTK细胞外区域的结构研究为配体结合如何驱动二聚化提供了清晰的观点。此外，在某些情况下，单跨膜α-螺旋可能有助于二聚化，尽管其确切作用尚不清楚。在配体结合受体中，细胞外区域的自缔合被认为引导细胞内结构域进入二聚体构象，该构象通过下面讨论的机制激活其酪氨酸激酶结构域。二聚体/低聚物中的一个受体随后磷酸化相邻RTK中的一种或多种酪氨酸，磷酸化受体随后充当细胞内信号蛋白的组装（和激活）位点(Ullrich和Schlessinger，1990年).
配体诱导RTK细胞外区域二聚化
早期对RTK和细胞因子受体的研究表明，配体诱导二聚化的概念上简单明了的机制：二价配体与两个受体分子同时相互作用，并有效地将其交联为二聚物。RTK与相关配体结合的配体结合域的几个片段的晶体结构进一步支持了这种受体二聚化的“配体介导”模式。示例包括干细胞因子受体KIT(Liu等人，2007年)，Flt1血管内皮生长因子（VEGF）受体(Leppänen等人，2010年;Wiesmann等人，1997年)，神经生长因子（NGF）/神经营养因子受体TrkA(Wiesmann等人，1999年)、Axl(Sasaki等人，2006年)，第2级(Barton等人，2006年)和Eph受体(Himanen和Nikolov，2003年). 在每一种情况下，配体本身都是二聚体，只是将两个受体分子的配体结合片段交联。RTK更完整的细胞外区域的最新结构为研究配体诱导二聚化的机制提供了重要的补充。说明了两个机械极端和两个中间情况。在一个极端，受体二聚化完全是“配体介导的”，两个受体没有直接接触(). 在另一个极端，二聚化完全是“受体介导的”(，并且配体对二聚体界面没有直接贡献。或者，二聚化可涉及配体介导和受体介导成分(大多数RTK的二元化可能类似于这四种模式之一。然而，对其他RTK家族的更全面研究可能会产生更多的范式。
受体酪氨酸激酶二聚体和激酶激活上图：一般来说，当配体（红色）与细胞外区域结合时，受体酪氨酸激酶（RTK）会结合成二聚体。结合配体可以形成全部、部分或不形成二聚体界面，通过稳定两个受体分子之间的特定关系来激活受体。
答：。神经生长因子二聚体（红色）交联两个TrkA分子，两个受体之间没有任何直接接触(Wehrman等人，2007年).B。干细胞因子二聚体（红色）也交叉连接两个KIT分子。此外，两个Ig样结构域（D4和D5）在受体激活后重新定向，在二聚体界面上相互作用(Yuzawa等人，2007年). 因此，KIT结合了配体介导和受体介导的二聚化模式。C、。两个成纤维细胞生长因子受体（FGFR）分子通过Ig样结构域D2相互接触，辅助分子肝素或硫酸肝素蛋白多糖（白色棒）也接触该结构域(Schlessinger等人，2000年). 此外，每个成纤维细胞生长因子分子（红色）都与FGFR分子的Ig样结构域D2和D3接触。D。ErbB受体的二聚体完全由受体介导。配体同时与同一受体分子内的两个位点（DI和DIII）结合，驱动表皮生长因子受体（EGFR）的构象变化，使结构域II中先前封闭的二聚化位点暴露出来
底部：RTK细胞外区域的二聚体激活细胞内酪氨酸激酶结构域（TKD），其中包含C叶（浅紫色或黄色）、N叶（非活性和活性状态下为深紫色或黄色，以及激活环（非活性状态下分别为深紫色和黄色）。虽然激活的TKD的晶体结构非常相似(Huse和Kuriyan，2002年)，非活性TKD的结构在受体（顶行）之间存在显著差异，反映了其调节机制的多样性。然而，许多受体被一组分子内（或顺式)交互作用：
E。 胰岛素受体样（激活回路抑制）。在FGFR、胰岛素受体和IGF1受体中，激活环直接与激酶的活性部位相互作用，并阻断对蛋白质底物（FGFR中）或ATP和蛋白质底物的访问（胰岛素和IGF1接收器中）。关键酪氨酸的磷酸化（'Y（Y）'）破坏这些自动抑制相互作用，并允许激酶“放松”到激活状态。
类试剂盒（膜旁抑制）。在KIT、PDFGR和Eph受体中，膜旁区域（红色）与激酶活性部位内的元素（包括αC螺旋和活化环）相互作用，以稳定非活性构象。相邻膜区关键酪氨酸的磷酸化破坏了这些自抑制相互作用的稳定性，并允许TKD呈现活性构象。
Tie1-like（C末端尾部抑制）。在Tie1和Tie2（可能还有Met和Ron）中，C末端尾部（红色）与TKD的活性位点相互作用，以稳定非活性构象(Shewchuk等人，2000年).
F、。EGFR TKD通过一个TKD的C叶“激活子”和另一个TQD的N叶“受体”之间的直接接触而变构激活(Zhang等人，2006年). 激活剂TKD破坏涉及受体TKD激活回路的自身抑制性相互作用。这种机制不需要活化环磷酸化(Jura等人，2009年;Red Brewer等人，2009年).
TrkA：配体介导的二聚化()
TrkA（NGF受体）胞外区域包含一个螺线管样亮氨酸富集重复序列（LRR）区域，其后是两个免疫球蛋白样结构域（Ig-C1和Ig-C2）。在NGF诱导的二聚体中，两个TrkA分子的胞外区域不相互接触。只有每个受体分子的Ig-C2结构域与二聚NGF配体接触，每个Ig-C2与NGF二聚体的两条链接触(Wehrman等人，2007年;Wiesmann等人，1999年). 因此，结合的NGF似乎提供了TrkA的整个二聚体界面，但需要注意的是，最完整的TrkA结构中缺少30个氨基酸的膜旁区域(Wehrman等人，2007年).
KIT：一种与受体接触的配体介导的二聚体(
KIT配体、干细胞因子或SCF）是两个四螺旋束的同二聚体。每个SCF分子通过与KIT细胞外区域的前三个（共五个）Ig样结构域接触，与KIT的一个分子结合(Liu等人，2007年;Yuzawa等人，2007年). D1–D3区域在配体结合后结构没有改变，与SCF二聚体的结合只是“交联”了这两个受体。然而，在KIT二聚化后，最靠近质膜的两个Ig样结构域（D4和D5）发生了显著的重新定向(Yuzawa等人，2007年). D4和D5在二聚体界面上进行重要的同型相互作用()正确定位两个KIT分子以进行激活。在KIT的D5结构域中发现了癌基因获得功能突变，并被认为可以稳定这些激活相互作用。
最近对CSF-1（集落刺激因子-1）受体的研究表明，它具有类似于KIT的活化结构(). 然而，研究也表明，在这种情况下，二聚化需要受体-受体相互作用(Chen等人，2008). 此主题的其他变体可能适用于其他RTK。例如，Eph受体膜近端部分之间的直接相互作用似乎对其寡聚和活化很重要(Seiradake等人，2010年).
EGFR/ErbB家族：“受体介导”的极端()
表皮生长因子受体（EGFR或ErbB）家族中的受体代表另一种极端的激活机制，其中激活配体对二聚体界面没有直接作用。这些受体还表现出一种戏剧性的分子内自动抑制(Burgess等人，2003年). ErbB受体的胞外区域包含四个结构域（I-IV）。结构域I和III各为约160个氨基酸，包含β-螺旋LRR-like“螺线管”结构域，且均与激活配体结合。结构域II和IV是富含半胱氨酸的结构域，每个结构域包含约150个氨基酸。EGFR胞外区域的结构显示二聚体完全是“受体介导的”，如(Garrett等人，2002年;Ogiso等人，2002年). 虽然配体是二价的，如上文所述，但在这种情况下，它接触单个受体分子内的两个不同位点（在结构域I和III上），而不是像NGF、SCF或FGF那样交联两个单独的受体分子。这种二价配体结合促进EGFR胞外区域的实质性构象变化，从而揭示了结构域II中的二聚臂(Burgess等人，2003年). 在配体结合之前，该臂被与结构域IV的分子内相互作用完全掩埋，该结构域IV稳定“系留”构象，其中配体结合和二聚化都被自动抑制(Bouyain等人，2005年;Burgess等人，2003年;Cho和Leahy，2002年;Ferguson等人，2003年). 配体结合打破系链，允许域II的二聚臂与第二个配体结合受体分子相互作用(). 与套件相同()EGFR的膜近端结构域（结构域IV）也似乎与二聚体界面接触(Burgess等人，2003年)，可将二聚体定向到最大活化所需的构型。
其他RTK的新经验
尽管人类58个RTK中的许多可能使用上述四种机制之一进行激活，但进一步的研究肯定会发现新的变异。例如，人类的两个盘状结构域受体（DDR1和DDR2）被胶原纤维而不是可溶性生长因子激活(Shrivastava等人，1997年;Vogel等人，1997年). 关于胶原蛋白结合如何促进受体二聚体化和活化，我们知之甚少。DDR1/2活化的动力学异常缓慢，这表明这些受体可能在多价配体交联受体的主题上出现新的转折。
RTK的Ryk（与受体酪氨酸激酶相关）、Ror（类似RTK的孤儿受体）和MuSK（肌肉特异性激酶）家族都与Wnt信号有意想不到的联系(van Amerongen等人，2008年)，也可能使用独特的激活机制。Ryk在其细胞外区域含有Wnt-抑制因子-1（WIF-1）结构域，据报道，它是Wnts的受体（或共同受体）。然而，机制细节仍不清楚，Ryk是否包含活性酪氨酸激酶结构域尚不清楚。这两个Ror RTK似乎也通过胞外区域的一个域结合Wnts，该域与Frizzled受体中发现的富含半胱氨酸的Wnt-binding域密切相关。此外，Ror2似乎可以调节对Wnt5a的某些反应(van Amerongen等人，2008年). MuSK RTK还具有与Frizzle受体相关的富含半胱氨酸的结构域()，表示Wnt连接。MuSK由HSPG agrin调节，但检测agrin和MuSK胞外区域之间的直接相互作用的努力一直没有成功(Stiegler等人，2006年). 最近的研究表明，Lrp4（LDL受体相关蛋白-4）是MuSK的辅助分子；它与agrin结合并调节其对MuSK活性的影响(Kim等人，2008年). 尽管尚未从结构上进行可视化，但激活配体对RTK的这种间接影响可能代表了RTK激活机制的另一种范式。
Ret（转染期间重排）受体也被间接激活，可能使用与MuSK相关的机制。Ret对胶质源性神经营养因子（GDNF）家族中的同二聚体配体作出反应，但这些配体必须首先与GDNF家族受体-α（GFRα）链结合(Runeberg-Roos和Saarma，2007年)即固定的糖基磷脂酰肌醇（GPI）。GFRα/GDNF复合物似乎促进Ret的二聚化，这一过程中的步骤已通过细胞背景下的定量研究确定(Schlee等人，2006年). Ret阐明了配体介导的二聚化主题的另一种变体，也可能为理解agrin/Lrp4复合物如何促进MuSK二聚化提供模型。
细胞内激酶结构域的激活
对于包括KIT、FGFR、胰岛素受体和EGFR在内的几种RTK，配体诱导的RTK细胞外区域二聚化如何导致细胞内酪氨酸激酶结构域（TKD）激活这一关键问题已经得到了详细解决。激活机制惊人地不同。所有TKD都有N瓣和C瓣()RTK的激活型TKD的晶体结构（实际上是一般激活的TKD）都非常相似(Huse和Kuriyan，2002年). 包括激酶N叶中的“激活环”和αC螺旋在内的关键调控元件在所有激活的TKD中采用一种特定的构型，这是磷酸转移催化所必需的(Nolen等人，2004年). 相反，非活性TKD的结构因受体而异，这种差异反映了其调节机制的多样性。每个TKD都是唯一的顺式-通过一系列特定于其受体的分子内相互作用而自动抑制。发布顺式-在配体诱导的受体二聚化后，自身抑制是触发RTK激活的关键事件。
激活环对TKD的自动抑制：胰岛素和FGF受体
胰岛素受体TKD的结构首次说明了RTK自身抑制(哈伯德，2004). 胰岛素受体TKD激活环中的一个关键酪氨酸（Y1162）投射到活性部位，好像准备被其自身的激酶域（即顺式)（胰岛素受体). 这种相互作用稳定了阻断活性位点的激活环结构，从而阻断ATP和蛋白质底物的进入。因此，胰岛素受体TKD在顺式通过自己的激活循环。当胰岛素激活受体时，二聚体内一个TKD中的Y1162被其伴侣（连同两个额外的酪氨酸）磷酸化反式-磷酸化破坏顺式-自身抑制相互作用。然后，胰岛素受体TKD的磷酸化激活环可以自由地采用在所有其他激活的TKD中看到的“活性”配置(Huse和Kuriyan，2002年;Nolen等人，2004年). N叶中的αC螺旋也重新定向，使其有助于ATP结合位点的稳定。因此，“释放”顺式-通过自身磷酸化的自身抑制使胰岛素受体的TKD“松弛”到活性状态().
FGFR1使用一种概念上相似的机制，尽管其自身抑制涉及一组不同于胰岛素受体的激活环相互作用(Mohammadi等人，1996年). FGFR1激活环中的酪氨酸不会直接阻断底物结合位点。相反，它们参与一组独特的分子内接触，从而稳定激酶的非活性构象顺式-通过阻断蛋白底物结合位点而非ATP结合位点来自动抑制FGFR1 TKD。当FGF诱导其受体二聚化时，反式-激活环中酪氨酸的磷酸化破坏顺式-自抑制构型，使激活环和αC螺旋都能采用特征活性构型(Bae等人，2009年;Chen等人，2007年).
C末端序列的自动抑制
这个主题的另一个变化是Tie2。尽管其TKD的激活环以活性状构象存在，即使没有磷酸化(Shewchuk等人，2000年)，Tie2的核苷酸结合环采用非活性构型。此外，C末端尾部含有酪氨酸自磷酸化位点的区域阻止底物进入活性位点，这是可逆的第三种形式顺式-自动抑制(Niu等人，2002年)广义in（“The1”）。Tie2 C-末端尾部的自磷酸化可能以类似于膜旁自抑制逆转的方式破坏这些自抑制相互作用（从而激活Tie2）。PDGFR和Ron也可能存在类似的情况，尽管结构细节尚未描述。
TKD的变构活化
对于上面讨论的所有TKD，激活需要反式-激活环、膜旁段和/或C末端区域中酪氨酸的磷酸化。然而，即使在自动抑制时，TKD也被认为具有足够的激酶活性反式-通过配体结合稳定的RTK二聚体磷酸化其伴侣。这个顺式-上面概述的自抑制相互作用被认为是“呼吸”，因此每个TKD在一段时间内都有能力磷酸化其邻居，并且容易在关键调控位点磷酸化。将两个TKD聚集在一个特定的稳定二聚体中会增加它们各自的局部浓度，也可能促进变构效应。这些影响极大地增加了短暂活性TKD遇到另一种TKD的可能性，这种TKD可以通过促进活化的方式被磷酸化。变速箱-随后发生自动磷酸化，受体被激活。
EGFR/ErbB系列和Ret是此规则的明显例外，因为它们不需要反式-其激活环（或其他地方）的磷酸化以进行激活(Knowles等人，2006年;Zhang等人，2006年). 那么，这些RTK是如何监管的？Ret激活可能涉及反式-TKD晶体二聚体中的自抑制相互作用(Knowles等人，2006年). 对于EGFR，晶体学和突变研究已经确定了一种变构机制，类似于细胞周期蛋白激活细胞周期依赖激酶（CDKs）(Zhang等人，2006年). EGFR-TKD形成不对称二聚体()其中一个TKD的C叶称为“激活器”，与另一个TQD的N叶亲密接触，称为“接收器”这些接触诱导受体激酶N叶的构象变化，从而破坏顺式-单体中的自抑制相互作用。因此，受体激酶可以采用无活化环磷酸化的特征活性构型。当单体顺式-在非小细胞肺癌患者亚群中发现的致癌突变破坏了自身抑制相互作用(Sharma等人，2007年). ErbB4通过与EGFR类似的机制进行调节(邱等，2008)EGFR或ErbB4非对称TKD二聚体界面的突变损害了完整受体的正常激活(邱等，2008;Zhang等人，2006年).
最近的研究表明，EGFR的细胞内膜旁区在促进其活化的变构机制中也起着关键作用(Jura等人，2009年;Red Brewer等人，2009年)，而不是为其他几种RTK的膜旁区域发挥上述的自动抑制作用。受体激酶的近膜区的一部分“摇篮”着二聚体中激活激酶的C叶这种相互作用促进二聚体化，从而促进受体的变构活化。受体膜旁区域的其余部分可能与激活物中的对应物相互作用，以进一步稳定不对称二聚体(Jura等人，2009年). 肺癌中的某些突变似乎通过稳定这些膜旁相互作用促进EGFR激活(Red Brewer等人，2009年).
有趣的是，Jura等人（2009）还确定了EGFR TKD潜在非活性二聚体的结构，其中C末端序列封闭了激活子上的位点，受体膜旁区域必须停靠在该位点上才能激活受体。如前所述，这表明EGFR C末端具有自身抑制作用(Walton等人，1990年). 对完整EGFR的研究还表明，膜旁区域参与受体对配体结合的变构控制(麦克唐纳-奥伯曼和派克，2009年). 显然，关于EGFR激活的细节，还有许多重要的教训需要学习。
将RTK激活与细胞信号联系起来
RTK磷酸化的第一和主要底物是受体本身。激酶域自身的自磷酸化位点在大多数RTK中起着重要的调节作用，EGFR和Ret除外。胰岛素受体TKD激活环的自磷酸化将其催化效率提高50-200倍(Cobb等人，1989年). 其他酪氨酸随后在大多数RTK的细胞质区域的其他部分自动磷酸化（IRS蛋白为胰岛素受体实现此功能）。由此产生的磷酸化酪氨酸作为下游信号分子组装的特定位点发挥作用，下游信号分子被招募到受体并被激活以响应生长因子刺激。
RTK自磷酸化的阶段
体外对几种RTK的研究表明，在反式(Favelyukis等人，2001年;Furdui等人，2006年;Honegger等人，1989年;Till等人，2002年)并且自磷酸化位点以精确的顺序被磷酸化。例如，在密切相关的胰岛素受体和IGF-1受体酪氨酸激酶中，激活环中的三个位点按相同顺序磷酸化：Y1162、Y1158和Y1163（使用胰岛素受体编号）(Favelyukis等人，2001年). 每一个连续事件都会通过破坏催化剂的稳定性对催化性能产生重大影响顺式-上述的自身抑制相互作用。第一次磷酸化事件导致V的最大增加最大值; 第二个事件导致K的最大下降M（M）用于基板(Favelyukis等人，2001年); 第三个事件对这两者都有一定影响。在MuSK的情况下，自抑制性旁膜区的Y553和激活环中的Y754的磷酸化先于激活环中两个额外的磷酸化事件(Till等人，2002年). 这些是“第一阶段”的自磷酸化事件，主要用于增强受体与活化配体结合后激酶的催化活性。
“第二阶段”中的自磷酸化事件需要事先（第一阶段）激活激酶，并创建基于磷酸化酪氨酸的结合位点，以招募包含Src同源-2（SH2）和磷酸化酪氨酸结合（PTB）域的细胞质信号分子。最近的研究表明，一些RTK也存在第三阶段，包括反式-使激酶磷酸化其下游靶点的能力最大化的自磷酸化事件。FGFR1的研究表明，激活环中Y653的自磷酸化是第一阶段的关键自磷酸化事件，可将激酶活性提高约10–50倍(Furdui等人，2006年). 然后，第二阶段的自动磷酸化事件以出乎意料的精确顺序发生。Y583位于TKD内一个称为激酶插入物的额外环路中，它是反式-首先是自动磷酸化。相邻膜区的Y463接下来被磷酸化，随后在激酶插入物中被Y585磷酸化。这三个二相位点可能是SH2/PTB结构域对接位点，它们的磷酸化促进下游信号分子的募集，而不是增加激酶活性。在第二阶段之后，FGFR1激活环（Y654）中发生进一步的自磷酸化事件，使激酶活性增加10倍(Furdui等人，2006年)达到基础水平的100-500倍。Y654的这种修饰代表了一个自动磷酸化的“第三阶段”，最大限度地刺激FGFR1激酶结构域以磷酸化下游靶点，如磷脂酶C-γ（PLCγ）和FGF受体底物-2（FRS2）。Y654的磷酸化不需要用于第二阶段的受体自磷酸化事件，该事件指导信号分子在激活受体上的组装。
受体活化核酸信号复合物的形成
RTK自磷酸化的第一反应是大量下游信号分子的募集和激活。这些分子包含SH2或PTB结构域，这些结构域与磷酸酪氨酸特异结合(Pawson，2004年;施莱辛格和莱蒙，2003年). 它们可以直接被招募到受体中的磷酸化酪氨酸，也可以通过与与其相关的RTK磷酸化的对接蛋白结合来间接招募(施莱辛格，2000年). 这些对接蛋白包括FRS2、IRS1（胰岛素受体底物-1）和Gab1（Grb2相关粘合剂）。对接蛋白的磷酸化作用在功能上等同于第二相RTK自磷酸化。对接蛋白通常在其氨基（N-）末端含有一个膜靶向位点，随后是一系列酪氨酸磷酸化位点，这些位点作为不同下游信号蛋白的结合位点(). 虽然许多对接蛋白（如Gab1）被多个RTK招募，但其他的仅限于受体的特定亚群。例如，FRS2家族的两个成员（FRS2α和FRS2β）主要通过FGF和NGF受体介导信号传导(施莱辛格，2000年). IRS家族的四个成员（IRS1-4）在通过胰岛素和IGF1受体介导信号传导中起着关键作用，胰岛素和IGF1-受体完全依赖这些对接蛋白来招募下游信号分子。由于大多数受体中存在多个磷酸酪氨酸，并且有许多对接蛋白参与，激活的RTK显然可以招募和影响大量不同的信号分子。因此，可以将激活的RTK视为复杂信号网络中的一个节点，该网络将信息从小区外部传输到小区内部。
RTK信令中的重合检测和网络分支答：。受体酪氨酸激酶（RTK）信号中多蛋白复合物的协同组装为信号网络提供了分支点。对接蛋白FGF受体底物-2（FRS2α）通过其磷酸酪氨酸结合域（PTB）与活化的成纤维细胞生长因子（FGF）或神经生长因子（NGF）受体形成复合物。活化的RTK磷酸化多个酪氨酸上的FRS2α，由此产生的磷酸化酪氨酸招募多个Grb2和Shp2分子，将第二个对接蛋白Gab1带入复合物。Gab1被酪氨酸磷酸化，并招募其他信号蛋白，包括磷脂酰肌醇3-激酶（PI3K）。PI3K启动正反馈回路，其中PtdIns（3,4,5）P（P）三PI3K产生的（PIP3）招募了更多Gab1，导致PI3K进一步激活。B。磷脂酶C-γ（PLCγ）的多个结构域协同整合质膜上的多个信号。N末端SH2结构域负责与活化受体酪氨酸激酶（RTK）形成复合物。C2和PH结构域与SH2结构域协同作用，将PLCγ靶向质膜。其中一个或两个PH结构域也可以特异性识别RTK-活化PI3K的产物。RTK介导的PLCγ酪氨酸磷酸化导致C末端SH2结构域与磷酸化酪氨酸783的分子内结合。这刺激了PLCγ的酶活性，导致PtdIns（4,5）水解P（P）2（PIP2），从而形成Ins（1,4,5）P（P）三（IP3）和二酰甘油（DG）。
多域交互指定信号复合物的形成
现在人们很清楚，一系列广泛的交互模块负责受RTK影响的网络中信号分子之间的通信(Seet等人，2006年). 这些信号分子通常包含多个模块，如用于磷脂酶C-γ（PLCγ）。补充材料中的表2在线描述了已知在RTK信号网络中介导分子间相互作用的各种蛋白质模块。一些模块直接在“受体-最大”相互作用中结合RTK（例如，SH2、PTB），而其他模块则参与空间和时间上更远端的相互作用。受体-最大相互作用需要对受体进行修饰。SH2和PTB结构域仅与酪氨酸磷酸化受体结合（少数例外），随后将RTK自磷酸化与信号网络中其他事件的启动联系起来(Pawson，2004年;施莱辛格和莱蒙，2003年). 几个泛素结合模块(Hurley等人，2006年)也直接与泛素化的RTK结合。泛素化通常依赖于受体激活，通过促进受体降解来终止RTK对信号网络的影响(Kirkin和Dikic，2007年)，创建一个重要的负反馈机制(亨特，2007年). 中列出和定义的其余模块(补充材料在线）分为两类。SH3、WW和PDZ结构域都是蛋白质相互作用模块的示例，而PH（Pleckstrin同源）、PX、C1、C2和FYVE结构域都被称为磷脂结合模块。在RTK下游信号的典型多域蛋白中，这些类别的结构域通常与SH2结构域位于一起().
表2
| 受体酪氨酸激酶模块 | 目标一 |
|---|
| 第2页 | 第XXX页 |
| 客运专线 | NPXpY肽 |
| FHA公司 | pTXXD型 |
| 14-3-3 | SXpSXP系列 |
| 第3页 | PXXP公司 |
| 栈单 | PXPX公司 |
| 中国 | F-肌动蛋白 |
| 直线电机 | 蛋白质 |
| 山姆 | 同型齐聚 |
| 浦东新区 | C-末端缬氨酸 |
| FERM公司 | 膜和细胞骨架 |
| 军中福利社 | 磷酸肌醇 |
| C1类 | 膜 |
| 指挥与控制 | 膜和钙 |
| 酸碱度 | 磷酸肌醇 |
| FYVE公司 | 铂族锡3P（P） |
| UIM卡 | 泛素 |
| UBA公司 | 泛素 |
虽然这些域确实驱动并指定了关键信号复合物的形成（由Seet等人，2006年)，这些模块中很少有单独表现出足够的结合选择性或亲和力来解释信号复合物形成的精确特异性(拉德伯里和阿罗德，2000年). 多价性似乎是一个关键的解决方案，单个信号蛋白中的多个结构域相互协作，以驱动信号复合物（或网络节点）的形成，以响应多种线索(Pawson，2004年;Seet等人，2006年). PLCγ的例子很好地说明了这一点(). 两个SH2结构域、两个PH结构域（一个分裂为两部分）、一个C2结构域和一个SH3结构域都参与了PLCγ在膜上作用位点的多价信号依赖性靶向。SH2结构域结合受体或对接蛋白中的磷酸酪氨酸；PH域在质膜上结合磷脂酰肌醇，包括PI 3-激酶产物PtdIns（3,4,5）P（P）三; C2结构域也结合膜成分；SH3结构域结合Cbl（卡西塔斯B系淋巴瘤），后者被招募到信号复合物中(Tvorogov和Carpenter，2002年). 因此，PLCγ通过识别模块组合集成多个信号输入，允许“符合检测”(Pawson，2007年). 另一个例子涉及串联SH2结构域，只有当靶中的两个酪氨酸被磷酸化，使得两个SH2结构域可以同时结合时，串联SH2结构域才能与其靶受体结合(Eck等人，1996年). 事实上，RTK中与下游信号分子结合的磷酸化酪氨酸具有串联SH2结构域（例如PLCγ、ZAP-70、PI3K和Shp磷酸酶）是最容易定位的位点，这意味着在这些多价情况下具有更严格的特异性。
已知信号领域的新观点
长期以来，人们认为SH2结构域与其靶蛋白相互作用的特异性决定因素主要局限于磷酸酪氨酸周围的一级序列(Songyang和Cantley，2004年). 识别短磷酸肽的SH2结构域的结构细节，在别处已有详细描述(Waksman和Kuriyan，2004年)，通过解释肽结合特异性的体外研究结果，加强了这一假设。假设所有细胞SH2结构域介导的相互作用都可以使用短磷酸肽进行重述，这促使它们在蛋白质微阵列研究中用于生成某些RTK的定量潜在相互作用网络。尽管由此产生的EGFR网络(Jones等人，2006年)例如，它包含许多已知的SH2结构域介导的相互作用，也预测了大量与完整EGFR的先前研究中未确定的相互作用。人们很容易认为，在早期针对性更强、吞吐量更低的EGFR研究中，许多这样的交互作用都被忽略了。然而，同样有可能的是，这些额外的假设相互作用在生理上并不相关，因为基于微阵列的比较性结合研究是用短肽而不是完整的蛋白质进行的。
最近对SH2结构域的结构研究为这个问题提供了重要的见解，并表明短肽的研究可能确实遗漏了关键的特异性决定因素。Bae等人（2009）报道了从RTK底物结合到磷酸化RTK而不是磷酸化肽的SH2结构域的第一个结构。PLCγ片段1含有两个SH2结构域的复合物在磷酸化FGFR1胞内结构域中结晶。尽管两个PLCγ1SH2结构域与对应于FGFR1 pY766的磷酸肽具有相似的亲和力，N端SH2结构区与磷酸化FGFR1胞内结构域的结合强度是C端SH2的15倍以上(Bae等人，2009年). K系列D类对于PLCγ1与更“正常”的K相比，与磷酸化FGFR1胞内结构域结合的N末端SH2结构域为33nMD类其与磷酸肽的结合值超过一摩尔。结晶学和诱变研究表明，亲和力增强是由N末端PLCγ上的二级结合位点引起的1接触FGFR1激酶结构域C叶关键区域的SH2结构域。除了在SH2结构域/磷酸肽复合物的研究中看到的典型的“双叉塞”结合模式外(Waksman和Kuriyan，2004年)，N端PLCγ1SH2结构域使用一个单独的特异性决定位点，该位点埋藏了几乎相同的表面积，对FGFR1介导的PLCγ至关重要1细胞激活。确定PLCγN末端SH2结构域的情况是否是细胞SH2结构区相互作用的典型情况将非常重要。这将需要对SH2结构域与完整蛋白质伴侣而非肽模拟物的结合进行广泛的未来研究。
值得注意的是，SH3结构域也有类似的情况，SH3最为人所知的是与含有PxxP基序的肽结合，尽管结合较弱(李，2005). p47的SH3结构域凤凰（phox）并且Src家族激酶与它们各自的完整蛋白伴侣的结合比与含有PxxP的肽的结合强得多。在这样做的过程中，他们通过额外的接触来“增强”典型的PxxP结合模式，从而增加对完整蛋白质的亲和力和特异性(李，2005). 尽管还没有对许多其他结构域进行关键实验，但这些关于SH2和SH3与其完整蛋白质靶点结合的观点认为，短合成肽不能很好地模拟定义信号通路的生理相互作用。了解特异性决定因素的全谱对于未来信号网络的系统级分析至关重要。
RTK作为复杂信令网络中的节点
随着第一批SH2结构域蛋白、Ras交换因子、MAP激酶和其他参与RTK信号传导的蛋白被鉴定出来，普遍认为这些成分包含线性信号通路。RTK-Grb2-Sos-Ras/MAP激酶途径似乎是支持这一假设的一个关键例子。遗传实验进一步支持了这种线性路径观点(诺塞利和佩里蒙，2000年). 然而，一些关键的新兴事实清楚地表明，RTK必须存在一个更复杂和交织的信号网络。首先，RTK如EGFR具有多个（5–12）自磷酸化位点，每个位点可以招募不同的SH2和PTB结构域蛋白；其次，一个给定的适配器或支架蛋白可以与多种信号分子相互作用(Pawson，1995年;施莱辛格，2000年). 此外，随着生化分析的进展，很明显，所有以前被认为是线性的途径实际上都高度互联，形成了一个复杂的动态信号网络()RTK作为关键监管节点发挥作用。一个重要的难题出现了，尽管如此，不同的RTK引发了截然不同的细胞反应（例如增殖与分化），却与细胞信号网络中受体-最大成分的重叠和类似互补物相结合。如果EGF和NGF受体都激活类似的RTK近端下游信号分子组，那么激活EGFR如何导致细胞增殖，而激活NGF受体如何促进同一细胞中神经突起的生长和分化(马歇尔，1995年)? 换句话说，什么定义了信号的特异性？
EGFR激活的细胞内信号网络答：。受表皮生长因子受体（EGFR）激活影响的细胞内信号成分的子集交织在一个复杂的网络中。通过刺激（黑色箭头）或抑制（红色线）信号的组合，几个关键的正反馈回路（蓝色圆形箭头）和负反馈回路（红色圆形箭头）出现在网络中并对其行为产生重大影响。例如，Ras-GAP抑制Ras或蛋白激酶C（PKC）抑制EGFR起负反馈作用。另一方面，H2哦2抑制蛋白酪氨酸磷酸酶（PTP），从而通过积极反馈机制延长或增加EGFR的活性。B。“领结”或“沙漏”网络的概念表示，如所述北野（2004）宽的“输入层”（绿色）包括多个RTK，这些RTK都影响相对较少的“核心过程”（洋红），包括磷脂酰肌醇3-激酶（PI3K）信号、MAPK信号和钙2+发送信号。核心中的反馈过程定义了系统的特定紧急属性。核心过程的行为由一个宽的“输出层”（橙色）“读出”，该层由不同的转录反应和细胞骨架变化组成。核心流程和输入层之间存在广泛的负反馈和正反馈回路。输出层和核心过程之间存在类似的反馈，除了核心过程（如MAPK信号）对以下描述的即时早期基因产物的“前馈”调节外墨菲和布莱尼斯（2006）。在输入层和输出层之间还出现了额外的“系统控制”层。
仅仅知道信号通路或网络的组成部分不足以预测其激活的定性结果。了解RTK信令节点的组件也是不够的。相反，定量地了解网络作为一个整体的行为是至关重要的。在实验上，早期的实验表明，配体对给定RTK的激活根据RTK的表达水平及其激活动力学具有显著不同的效果，这一事实得到了强调(马歇尔，1995年). 事实上，网络激活的动态和程度对于决定结果至关重要(科洛登科，2006年;墨菲和布莱尼斯，2006年)但从定性的角度来看，很难直观地理解。例如，PC12细胞中EGFR或胰岛素受体的过度表达会将EGF或胰岛素刺激的结果从短暂MAPK激活的增殖反应（如野生型PC12细胞所见）转换为细胞分化和突起生长，从而使MAPK激活更加持续(马歇尔，1995年). 细胞反应的这种戏剧性转变部分是由于正反馈和负反馈机制的不同参与(Santos等人，2007年).
当前系统生物学对RTK信号的理解主要集中在信号网络的定量分析上。然而，这是一个非常艰巨的挑战。例如，受EGFR节点影响的信令网络图(Oda等人，2005年)包含211个反应，涉及322个组分（其中一小部分如所示). 这些反应中的绝大多数缺乏定量信息。因此，即使忽略了空间和随机方面，目前也不可能进行完全确定性建模，在可预见的未来，这很可能是真的。读者可直接阅读最近的评论(黄和怀特，2008;Lazzara和Lauffenburger，2009年)以详细讨论结合定量蛋白质组学和计算建模方法来描述ErbB受体信号传导的当前挑战和机遇。
EGFR/ErbB受体信号的系统视图中出现了几个关键的组织特征，为深入了解基础网络的结构和行为提供了有用的见解。一个关键概念是网络的“弓形”或“沙漏”结构(Citri和Yarden，2006年;Oda等人，2005年)通过一个保守的“处理”核心将不同的输入和输出联系起来(). 四种ErbB受体（EGFR、ErbB2、ErbB3和ErbB4）由多个配体调节，以产生广泛的信号输入到网络中。这些输入（以及来自其他RTK的输入）汇聚在一组相对有限的高度保守的“核心过程”上()，反映了最初的印象，即一小群下游信号中间产物传播来自所有RTK的信号。随着核心过程与转录、细胞骨架和其他定义细胞反应（例如增殖、分化、凋亡）的“输出”事件的控制相联系，蝴蝶结或沙漏再次变宽。几个核心流程如所示包括小GTPase循环、激酶级联、磷脂酰肌醇信号、非受体酪氨酸激酶活性和泛素化/氘化循环。构成保守核心过程的子网络或模块之间存在大量冗余和大量串扰，这已被视为健壮和可进化系统的一个特征(北野，2004).
不幸的是，即使对领结网络的输入电平的细节仍知之甚少，这使得目前无法对系统进行确定性建模。目前尚不清楚EGFR本身是如何激活的。目前尚不清楚几种ErbB配体中的每一种都激活了哪些ErbB受体（以及激活程度），ErbB受体是如何异二聚的（以及以何种化学计量），也不清楚不同的激活ErbB受体复合物被内化和失能的速度有多快。然而，网络组织的概念化有助于简化建模配体/受体动力学的工作，并提供了实质性的见解(Lazzara和Lauffenburger，2009年). 此外，显而易见的是，在不同层次之间和内部的正反馈回路和负反馈回路在调节通过领结网络的“信息流”方面起着关键作用，并且可以解释系统的许多紧急属性(Citri和Yarden，2006年;科洛登科，2006年;北野，2004;Oda等人，2005年).
RTK信令网络中的正反馈和负反馈
描述了EGFR信令网络的选定关键要素，说明了核心过程中的大量冗余以及众多的正反馈和负反馈回路。正反馈通过放大刺激来增加系统对信号输入的敏感性。它还可能导致双稳态(科洛登科，2006年)或“开关样”配体诱导的两种不同稳态之间的转换，例如导致分化与增殖。网络中的负反馈在一定程度上有助于抑制噪声，从而防止RTK激活中的随机微小波动促进信号传递。系统中的负反馈可以定义响应的稳态水平，使其在广泛的信号输入范围内保持恒定，从而赋予系统很大的鲁棒性(北野，2004;Stelling等人，2004年). 此外，系统中的特征振荡可能是由正反馈回路（带有衬底耗尽）、负反馈回路或这两种反馈的组合引起的(科洛登科，2006年). 这些振荡的性质是网络的一个特性，要充分理解它们，需要对系统进行定量建模。
积极反馈机制
磷酸化/去磷酸化循环是细胞信号传递中的一个普遍模式(Kholodenko，2006年)和随机RTK自磷酸化被多种蛋白酪氨酸磷酸酶（PTP）逆转。原则上，RTK激活可以通过配体刺激的激酶活性、配体抑制的PTP活性或两者来促进。事实上，众所周知，使用药物抑制PTP可促进细胞中RTK的普遍激活(奥斯特曼和伯默，2001年). 作为正反馈机制，RTK信号也可能发生类似的反应。EGFR的持续激活伴随着配体诱导的H生成2哦2和其他活性氧物种（ROS），由PI-3激酶和NADPH-氧化酶的Rac依赖性激活介导(Bae等人，1997年). 这些活性氧通过氧化磷酸酶活性部位的关键半胱氨酸暂时抑制PTP活性(Tonks，2006年). 这种负调控蛋白（PTP）的暂时失活代表了一种正反馈机制()构成双稳态开关。有人提出EGF诱导H2哦2生产驱动细胞中EGFR分子的全球激活；H的扩散2哦2通过细胞抑制激活未被占领的EGFR分子的远距离PTP，从而导致横向信号传播(Reynolds等人，2003年). 关于这种现象的范围仍然存在重大问题(施莱辛格，2002年). 事实上，活性氧的寿命非常有限，因此很可能在细胞内很短的距离内充当“信使”。此外，尚不清楚这种机制如何优先于其他磷酸化依赖信号选择性激活EGFR。
Gab1级出现另一个正反馈回路(和). Gab1通过Grb2适配器被招募来激活EGFR（或FGFR信号中的FRS2）。Gab1在募集PI3K p85亚基SH2结构域的位点被酪氨酸磷酸化，为EGFR（或FGFR）激活PI3K提供了间接机制(和). Gab1还包含一个N末端PH结构域，对PI3K产品具有明确的特异性(Gu和Neel，2003年). 因此，PH域促进PtdIns（3,4,5）P（P）三-Gab1依赖性易位到膜，以响应PI3K激活，创建一个正反馈回路，刺激Akt依赖性抗凋亡信号。
EGFR-依赖性自分泌激活代表第三种正反馈回路。此循环如所示作为EGFR-驱动的Shc和Src活化，促进ADAM家族蛋白酶从细胞表面裂解膜结合的肝素结合EGF-样生长因子（HB-EGF）的能力。脱落的HB-EGF驱动EGFR信号的自分泌，这是多种癌症的重要因素(Hynes和Schlange，2006年). 同样，在哺乳动物和果蝇属系统，激活Ras-MAPK途径诱导EGFR/ErbB受体配体的产生，提供另一个关键的正反馈机制(Schulze等人，2004年;希洛，2005).
负面反馈机制
在RTK控制的信号网络中，负反馈机制在许多步骤中起作用。PTP的直接激活（与磷酸酯酶的瞬时ROS依赖性抑制相反）是一种明显的负反馈机制。含有SH2结构域的磷酸酶Shp1（PTPN6）和Shp2（PTPN11）被招募来激活EGFR并在负反馈回路中促进其去磷酸化（未显示在). RTK活性也会因受体依赖性刺激异源蛋白激酶而产生的负反馈回路而减弱。例如，EGFR刺激通过PLCγ促进蛋白激酶C（PKC）的激活。反过来，PKC可以磷酸化EGFR膜旁结构域中的T654(). 这消除了EGF与细胞表面EGFR的高亲和力结合(Ullrich和Schlessinger，1990年)从而在负反馈回路中抑制EGFR激活。
一些负反馈机制也控制RTK介导的MAPK反应，正如预期的那样，因为它们在网络的核心过程中发挥着中心作用。如所示，MAPK的两个关键上游调控因子（Sos和Raf）也是直接的MAPK底物。MAPK对Sos的直接磷酸化会损害Sos/Grb2的相互作用，从而减少Sos向膜的募集，进而抑制Ras的活化(Buday等人，1995年). 此外，MAPK磷酸化其上游调节因子Raf(Ueki等人，1994年)导致Raf激酶活性降低，从而降低MAPKK和MAPK的磷酸化。MAPK还以另一种负反馈模式磷酸化对接蛋白，将核心过程与领结的输入层联系起来(). MAPK激活导致Gab1磷酸化，从而削弱Gab1招募和激活PI3K的能力(Gual等人，2001年). 在胰岛素和FGF受体信号的类似负反馈回路中，IRS1和FRS2对接蛋白也被MAPK磷酸化(Lax等人，2002年;Mothe和Van Obberghen，1996年). 此外，MAP激酶通过磷酸化膜旁区的T669使EGFR自身失活(Li等人，2008年). 自然，RTK信号中负反馈的另一个关键因素涉及受体激活后的下调。如下文所述，关于控制RTK内化和降解的分子机制仍存在重大争议(Sorkin和Goh，2009年;Zwang和Yarden，2009年).
较慢的负反馈机制涉及网络负调控因子的信号依赖性转录。Amit等人（2007年）在EGFR信号诱导的延迟40分钟以上的“延迟早期基因”产物组中发现了几个信号衰减器。这些包括一些已知的转录阻遏物，包括ID2、NAB2、FOSL1和JUNB，它们减弱EGF驱动的转录（包括由即刻早期基因产物驱动的转录）。其他一些延迟的早期基因产物，包括Krüppel-like factors（KLF）−2和−6，也显示在表达时抑制EGF依赖的转录事件。其他由延迟早期基因编码的衰减器包括RNA-结合蛋白ZFP36，它可能促进短寿命诱导mRNAs的降解，以及几种双特异性磷酸酶（其特性是细胞和刺激物特异性的），其反馈以减弱网络中MAP激酶的活性(Amit等人，2007年).
EGFR家族信号传导的其他几种抑制剂，包括Sprouty、LRIG-1、Mig6以及Argos和Kekkon-1果蝇属(希洛，2005). LRIG-1、Kekkon-1和Mig6本身似乎抑制受体功能。相反，Argos螯合物激活配体，Sprouty对下游信号传导有不同的影响(Citri和Yarden，2006年;希洛，2005). EGFR信号转导诱导这些抑制剂的表达，但明显比延迟的早期基因延迟更长(Amit等人，2007年). 这与它们在发育过程中在生物体水平协调EGFR信号的重要性一致(希洛，2005).
反馈/系统控制差异解释PC12细胞对EGF和NGF的不同反应
我们以NGF和EGF诱导截然相反的细胞反应这一难题开始了这一节的网络研究，尽管它们涉及一组大致相似的信号中间产物，但其动力学却截然不同(马歇尔，1995年). 鉴于上述讨论，可以合理地预期，细胞对NGF和EGF的不同反应反映了网络输入层或其反馈机制的差异。这两种情况似乎都是真的，而且似乎有几种机制在起作用。
Bastiaens及其同事利用计算和实验相结合的方法，为PC12细胞在分别被NGF和EGF激活时MAPK网络拓扑结构的差异提供了证据(Santos等人，2007年). 关键区别在于当系统被NGF激活时，MAPK向Raf提供额外的正反馈，而只有负反馈回路()在EGF处理的细胞中。因此，NGF诱导的Raf和MAPK激活具有持续响应所需的开关样或双稳态特性。尽管NGF特异性正反馈的机制尚不清楚，但似乎与PKCδ有关，因为EGF和PKC激活剂联合处理细胞可以模拟NGF诱导的持续MAPK激活（和分化）。
除了核心过程的“连线”变化外，另一个关键因素似乎是NGF（而非EGF）刺激促进Ras家族成员Rap1持续激活的能力(约克等人，1998年)导致B-Raf持续激活。对TrkA的研究表明，NGF诱导的该受体的激活促进了包含FRS2、衔接蛋白Crk和Rap特异性GEF C3G的长寿命信号复合物的形成。这使得NGF对Rap1的激活得以延长(Kao等人，2001年)而Rap1仅被EGFR短暂激活。由于Ras-GAP激活的负反馈，EGFR和TrkA仅瞬时激活Ras自身(). 针对NGF的持续MAPK激活可能是由TrkA通过Rap1促进Raf-MAPK长时间激活的能力引起的。
通过这些机制和其他可能的机制，领结信号网络中核心过程的激活动力学对于NGF和EGF来说有着显著的不同。当用NGF而非EGF处理PC12细胞时，或当过度表达的EGFR或胰岛素受体受到刺激时，MAPK通路的激活变得持续（而非暂时）。那么，“输出层”如何解释持续的MAPK通路激活以触发分化而非增殖？这里的关键似乎是前馈机制()在MAP激酶“核心”通路和即刻早期基因的“输出层”产物之间(墨菲和布莱尼斯，2006年). 一些即时早期基因产物，如c-Fos，天生不稳定，并且会迅速降解。c-Fos的MAP激酶依赖性磷酸化由c-Fos中的DEF结构域引导，稳定蛋白质并延长其存在时间。这似乎也适用于几种即时的早期基因产物(墨菲和布莱尼斯，2006年). 如果MAP激酶激活是暂时的，并且在c-fos转录和翻译时减弱，那么新合成的c-fos将不会被磷酸化，并将迅速降解。相反，如果MAP激酶的激活持续足够长，当新的c-Fos出现时仍有显著的激酶活性，那么新生的c-Fos将通过磷酸化而稳定，允许其诱导迟反应基因的表达。因此，即刻早期基因产物似乎是MAP激酶信号动力学的“传感器”或“解释者”(墨菲和布莱尼斯，2006年).
疾病中的RTK突变
20世纪60年代，人们认识到，与正常细胞相比，病毒转化细胞对外源性生长因子的依赖性更低(特明，1966年). 这一观察结果表明，异常的生长因子信号可能在细胞转化中起关键作用。近二十年后，研究表明v-sis病毒猴肉瘤病毒PDGF基因转导产生的癌基因(Doolittle等人，1983年;Waterfield等人，1983年)其蛋白质产物（p28姐妹)通过激活自分泌循环中的PDGFR促进细胞转化。随后v-erbB型禽成红细胞增多症病毒的癌基因被发现与EGFR的截短和组成性激活形式相对应(Downward等人，1984年). 编码EGFR的基因后来在原发性人脑肿瘤中被扩增和突变(Libermann等人，1985年)导致肿瘤组织中EGFR酪氨酸激酶活性的过度表达和结构性激活。
自那时以来，积累了大量信息，表明RTK在各种人类疾病中的放松管制和功能失调。人类癌症中的异常RTK激活由四种主要机制介导：自分泌激活、染色体易位、RTK过度表达或功能缺失突变。最近在多种肿瘤中进行的测序工作已经在COSMIC（癌症体细胞突变目录）数据库中收集的大量RTK中发现了突变(福布斯等，2010年). KIT/PDGFR、ErbB、FGF受体家族中的示例说明了致瘤性RTK突变的关键机制。
KIT和PDGFR家族的突变
在多种人类癌症中发现KIT的获得功能突变，包括胃肠间质瘤（GIST）、急性髓细胞白血病（AML）、肥大细胞白血病（MCL）和黑色素瘤。这些激活突变聚集在KIT蛋白的关键位置(补充图1)即TKD（第17外显子）、细胞内膜旁段（第11外显子(Corless和Heinrich，2008年). 有很好的证据表明，在癌症中发现的膜旁结构域和TKD的突变通过缓解正常情况而组成性激活KIT顺式-TKD中的自动抑制约束。在KIT细胞外区域，D5的获得功能突变映射到由SCF结合诱导的二聚体中两个相邻受体分子之间形成的界面() (Yuzawa等人，2007年). 这些突变被认为稳定了两个KIT D5结构域之间的分子间相互作用，通过充分加强受体-受体接触来克服对配体的需求，从而促进组成型受体介导的二聚化。
EGFR/ErbB家族的癌基因突变和改变
EGFR家族受体在几种人类癌症中过度表达或突变。ErbB2是一种孤儿受体，不能形成其他ErbB受体胞外区域的栓系结构(Burgess等人，2003年)在约30%的乳腺癌患者中，由于基因扩增而高度过度表达。此外，ErbB2过表达与不良预后相关(Slamon等人，1989年). 虽然EGFR在几种癌症中过度表达，但EGFR基因的扩增似乎仅限于胶质母细胞瘤，约35%的病例发生EGFR基因扩增，导致受体野生型和突变型的过度表达(Libermann等人，1985年). EGFR胞外区的几个单残基突变(补充图1)在胶质母细胞瘤患者中报告(Lee等人，2006年). 这些突变的一个子集可能通过削弱自身抑制性系链来促进受体的激活。胶质母细胞瘤中最著名的EGFR突变体是变体III（vIII）或Δ2–7 EGFR(补充图1)，在野生型受体的胞外区域缺少6-273残基（由外显子2-7编码）。此删除包含所有域I和大多数域II(和)包括关键的二聚臂(Burgess等人，2003年). vIII EGFR的生化研究表明，它具有组成性（但低水平）酪氨酸激酶活性。关于其结合EGF和二聚体能力的报告有所不同(Pedersen等人，2001年)，但二聚臂的缺失意味着它不能通过与野生型受体相同的机制进行二聚。一种可能性是，由于大量细胞外缺失导致的错误折叠导致vIII EGFR在内质网聚集，从而导致受体的组成活性。
最近对非小细胞肺癌（NSCLC）的研究为EGFR-TKD的调控提供了重要见解(Sharma等人，2007年;Zhang等人，2006年). 在临床试验中，只有约10%的非小细胞肺癌患者对EGFR-靶向TKD抑制剂有反应，这些患者表现出显著的初始反应(Lynch等人，2004年). EGFR测序表明，所有有反应的患者在EGFR TKD的关键调节元件中都有体细胞突变，这些突变破坏了正常顺式-自身抑制相互作用(Sharma等人，2007年;Zhang等人，2006年). 每一个EGFR突变都通过模拟不对称二聚体中“激活”激酶通常促进的构象变化，引起TKD的构成性激活(). EGFR中也描述了细胞内膜旁突变，激活受体，显然是通过促进TKD的配体诱导的二聚体化(Red Brewer等人，2009年).
癌症和其他病理学中的FGFR突变
FGFR家族成员在多种癌症中也发生突变。染色体易位导致含有FGFR1或FGFR3 TKD的二聚体（激活）融合蛋白的表达，已在淋巴母细胞淋巴瘤、多发性骨髓瘤、外周T细胞淋巴瘤和慢性粒细胞白血病（CML）中发现。30%的膀胱癌和25%的宫颈癌患者中发现了生殖系激活FGFR3突变（图5）(Eswarakumar等人，2005年). FGFR1、FGFR2和FGFR3的获得功能突变也会导致各种严重的骨骼发育不良(Eswarakumar等人，2005年).
虽然激活FGFR的生殖系突变可导致颅缝骨裂、骨骼发育不良和许多癌症，但损害FGFR功能的突变具有一系列独特的重要病理后果。卡尔曼综合征就是一例；这种发育性疾病是由FGFR1突变失活引起的，其特征是听力丧失、腭裂和牙齿发育不全。另一种发育性疾病LADD（lacrimo-ariculo-dento-digital）综合征是由损害FGFR2“b”亚型酪氨酸激酶活性或其配体FGF10活性的突变引起的(Rohmann等人，2006年).
RTK是重要的药物靶点
美国食品和药物管理局（FDA）已经开发并批准了几种药物，用于治疗由活化RTK引起的癌症和其他疾病(). 这些药物分为两类：靶向细胞内TKD的ATP结合位点的小分子抑制剂(Shawver等人，2002年)以及干扰RTK激活和靶向RTK表达细胞以被免疫系统破坏的单克隆抗体(Reichert和Valge Archer，2007年).
表1
FDA批准用于癌症治疗的小分子抑制剂和抗RTK的单克隆抗体。
| 小分子 | Mab公司 | 目标 | 疾病 | 批准年份 |
|---|
| 伊马替尼（Gleevec） | PDGFR，套件，Abl，氩气 | CML、GIST | 2001 |
| 吉非替尼布（伊丽莎） | 表皮生长因子受体 | 食管癌，胶质瘤 | 2003 |
| 埃罗替尼（塔尔塞瓦） | 表皮生长因子受体 | 食管癌，胶质瘤 | 2004 |
| 索拉菲尼布（内沙瓦） | Raf、VEGFR、PDGFR、Flt3、套件 | 肾细胞癌 | 2005 |
| 舒尼替尼（苏坦） | VEGFR、PDGFR、Flt3试剂盒 | 肾细胞癌、GIST、内分泌胰腺癌 | 2006 |
| Desatinib（虫草） | Abl、Arg、KIT、PDGFR、Src公司 | 抗Gleevec CML | 2007 |
| 尼洛蒂尼布（塔西尼亚） | Abl、Arg、KIT、PDGFR | 抗Gleevec CML | 2007 |
| 拉帕替尼（Tykerb） | EGFR、ErbB2 | 乳腺癌 | 2007 |
| 曲妥珠单抗（赫赛汀） | 错误B2 | 乳腺癌 | 1998 |
| 西妥昔单抗 | 表皮生长因子受体 | 结直肠癌、头颈癌 | 2004 |
| 贝伐单抗（阿瓦斯丁） | 血管内皮生长因子 | 肺癌、大肠癌 | 2004 |
| Panitumumab（Vectibix） | 表皮生长因子受体 | 大肠癌 | 2006 |
正如预期的靶向蛋白激酶ATP-结合位点的药物一样，许多小分子RTK抑制剂除了最初的靶向外，还影响多个酪氨酸激酶。例如，伊马替尼（Gleevec）最初是在开发PDGFR抑制剂的项目中发现的，但它也能有效抑制KIT和非受体酪氨酸激酶Abl。伊马替尼在CML中表现出临床活性，CML是由异常Bcr-Abl融合蛋白的构成性酪氨酸激酶活性引起的(Shawver等人，2002年). 伊马替尼也已成功应用于胃肠道间质瘤（GIST）的治疗，这些癌症主要由组成型激活的KIT驱动。舒尼替尼（Sunitinib，Sutent）还可阻断KIT、VEGFR2、PDGFR、Flt3和Ret等多种RTK的酪氨酸激酶活性，并已成功应用于GIST和肾癌的治疗(Chow和Eckhardt，2007年). 另一方面，EGFR抑制剂厄洛替尼（Tarceva）和吉非替尼（Iressa）表现出更大的特异性(Shawver等人，2002年)并且能够在密切相关的ErbB2 TKD不受影响的条件下选择性抑制EGFR。尽管几种酪氨酸激酶抑制剂已成功应用于治疗不同的癌症，但在治疗过程中遇到的主要困难包括缺乏对单个靶点的选择性和耐药性产生的副作用。
与ErbB2（曲妥珠单抗/赫赛汀）胞外结构域或EGFR（西妥昔单抗/埃比特克斯和帕尼图单抗/维替比克斯）结合的单克隆抗体已分别用于治疗乳腺癌、结直肠癌和头颈癌(Reichert和Valge-Archer，2007年). 针对血管内皮生长因子配体（贝伐单抗/阿瓦斯丁）的单克隆抗体也被用作肿瘤血管生成抑制剂，用于治疗结肠直肠癌、肺癌和其他血管生成重要的癌症或疾病。值得注意的是，目前批准的单克隆抗体作为单一药物用于癌症治疗的效果非常有限，除非与常规化疗药物联合使用。此外，由于其双价特性，一些与受体结合的治疗性抗体被证明是弱RTK激动剂，不会通过激活TKD突变来抑制致癌RTK的活性。
现在很清楚，在接受酪氨酸激酶抑制剂或单克隆抗受体抗体治疗的癌症患者中，耐药性几乎总是会出现。选择性压力导致靶点出现抗药性变体，或导致信号网络中的补偿，以克服抑制的RTK对持续生长的需要(Engelman和Settleman，2008年;Sergina和Moasser，2007年). 在肿瘤细胞靶向RTK的TKD中经常可以看到消除酪氨酸激酶抑制剂抑制活性的突变。例如，EGFR对吉非替尼抑制的抵抗是由肺腺癌患者EGFR激酶结构域中的T766M或T830A突变（成熟EGFR编号）引起的(Bean等人，2008年;Sharma等人，2007年). 用酪氨酸激酶抑制剂或针对RTK靶点的单克隆抗体治疗的肿瘤的耐药性也来自不同RTK或其他细胞信号蛋白的代偿激活或过度表达。例如，通过Met基因的扩增上调ErbB3信号(Engelman等人，2007年)或通过其他机制(塞尔吉纳和莫阿瑟，2007年)克服了EGFR抑制剂对生长的抑制。乳腺癌细胞Met表达上调也促进了对ErbB2靶向曲妥珠单抗抗体的耐药性(Shattuck等人，2008年). 这些发现和许多其他研究表明，联合使用抑制ErbB受体和Met的治疗可能是临床上一种有用的策略，可以克服Met诱导的对ErbB靶向治疗的耐药性(Engelman和Settleman，2008年)或者，相反，ErbB受体诱导对Met靶向治疗的耐药性。然而，上调其他RTK可以促进逃避靶向治疗。例如，在对EGFR-靶向抑制剂获得性耐药的细胞系中发现VEGFR-1上调(Bianco等人，2008年).
预计最终会对针对RTK的每种抑制剂产生耐药性。未来的一个关键挑战是确定可能的逃生机制的范围。解决临床耐药性问题的一个明显方法是应用针对RTK的不同药物的组合或系列。然而，随着对RTK网络特性的了解变得更加复杂，针对所有RTK参与的核心过程的治疗方法，如PI3激酶信号(恩格曼，2009)，可能被证明比单独的RTK目标代理更健壮。
结论和观点
过去25年来，我们对RTK信号的理解取得了巨大进步。对这些受体的遗传学、细胞生物学、生物化学和结构生物学的基本研究已经对这一蛋白质家族的功能产生了相当复杂的看法。这些发现导致了许多重要疗法的发展，并成为实验室驱动的转化研究的优秀范例。同样重要的是，对疾病中RTK的临床分析提供了实质性的机制洞察力（即反向翻译研究），这反过来又进一步完善了治疗策略。RTK激活的分子机制在家族中有共同的主题，但在细节上有显著差异。只有大约一半的RTK家族()大家都很了解，完成这幅图是未来的一大挑战；这必将为RTK激活和信号传递提供许多新的经验。在受体分子本身的水平上，直接受体串扰或异二聚体化对信号特异性的重要性尚不清楚，细胞内贩运所起的确切作用也不清楚。对这些问题的定量理解是未来的另一个关键挑战。
最后，随着我们认识到RTK控制的信号网络的空间、时间和化学复杂性，越来越清楚的是，对系统行为的定量生化理解对于预测定性结果至关重要。尽管遗传和生物化学方法已经定义了RTK网络中的许多信号成分，但下一个主要挑战是将这些成分置于机械和定量环境中。然后，这些信息可用于开发新的有效治疗癌症和其他由激活的RTK驱动的疾病的方法。
补充材料
01
补充图1。疾病中的RTK突变。
表皮生长因子受体（EGFR）（左）、KIT（中）和成纤维细胞生长因子受体的功能获得（绿色箭头）和功能丧失（红色箭头）突变的位置（右）。接收器如所示。
表皮生长因子受体EGFR酪氨酸激酶结构域（TKD）的突变缓解了自身抑制相互作用，并构成性地提高了激酶活性。这些突变是在非小细胞肺癌患者中发现的(Sharma等人，2007年). 在相邻膜区发现了其他激活突变(Red Brewer等人，2009年). 胶质母细胞瘤患者细胞外区域域I、II和III的点突变也被发现(利伯曼等人，1985年;Pedersen等人，2001年). 此外，在胶质母细胞瘤患者中发现了缺失结构域I和大部分结构域II的变体III（vIII）或Δ2–7 EGFR。
配套元件胃肠道间质瘤（GIST）、急性髓系白血病（AML）和黑色素瘤中已发现KIT的获得功能突变。激活膜旁区域的突变释放自身抑制约束，并构成性地提高酪氨酸激酶活性。KIT D5胞外区域的致癌突变增强了相邻KIT分子之间的接触，导致酪氨酸激酶活性增强。KIT中的功能丧失突变会导致皮埃尔巴德症。示例包括损害酪氨酸激酶活性的催化结构域中的点突变和损害干细胞因子结合的细胞外区域D2中的点变异。
成纤维细胞生长因子受体功能获得性FGFR1、FGFR2和FGFR3已在严重骨骼发育不良患者中被确定，如Crouzon、Jackson-Weiss、Apert和Pfeiffer综合征。在膀胱癌、宫颈癌和多发性骨髓瘤等癌症中也发现了类似的激活突变。细胞外区域的激活突变主要见于FGFR2的D3；这些导致异常的二硫键和激活的FGFR2二聚体。FGFR2胞外区的其他点突变增强了成纤维细胞生长因子（FGF）的结合或改变了FGF的选择性。细胞质域中的激活突变增强FGFR2和FGFR3的酪氨酸激酶活性。在Lacrimo-Auriculo-Dento-Digital综合征中发现TKD中功能丧失FGFR2突变。FGFR1C的D3中的功能丧失点突变损害了其结合FGF8的能力，也被证明与常染色体显性Kallmann综合征有关。
补充图1。受体酪氨酸激酶家族。
该方案描述了所有58个人类RTK。关键的结构域类型包括免疫球蛋白样和纤维连接蛋白III结构域（分别为蓝色和橙色矩形）、卷曲相关（Fz）结构域（淡紫色矩形）、螺线管结构域（绿色矩形包含线圈）和富含半胱氨酸的结构域（黄色矩形）。Ryk还包含一个WIF域（灰色椭圆形）。每个受体的胞外区域通过单个跨膜螺旋（黑色）连接到包含酪氨酸激酶结构域和调控区域的细胞质区域（红色）。细胞内激酶结构域中的分裂代表激酶插入结构域。ErbB受体家族的四个成员是EGFR、ErbB2、ErbB3和ErbB4。胰岛素受体（InsR）家族有三个成员：InsR、IGF1R和InsR相关受体（InsRR）。PDGF受体家族有5个成员：PDGFRα、PDGFRβ、CSF1R/Fms、KIT/SCFR和Flt3/Flk2。三种VEGF受体是VEGFR1/Flt1、VEGFR2/KDR和VEGFR3/Flt4。四种FGF受体是FGFR1-4，三种Trk是TrkA、TrkB和TrkC，两种Ror受体（用于孤儿受体酪氨酸激酶）是Ror1和Ror2。Met家族有两个成员（Met和Ron），Axl、Mer和Tyro3组成了Axl家族的三个RTK。Tie1和Tie2组成Tie家族，Eph受体有14个成员，分别命名为EphA1-8、EphA10、EphB1-4和Eph6。DDR（用于盘状体域受体）家族有两个成员–DDR1和DDR2，LMR家族（用于狐猴）有三个成员（LMR1-3）。最后，ALK和LTK构成了ALK（间变性淋巴瘤激酶）家族的两个成员。
致谢
这项工作得到了NIH向J.S.授予R01-AR051448、R01-AR0.51886和P50-AR054086的支持，向M.A.L.授予R01-CA07992、R01-CA096768和R01-CA125432的支持。我们感谢莱蒙和施莱辛格实验室的成员，以及凯瑟琳·弗格森对手稿提出的有益意见，感谢玛丽·伦纳德在图形准备方面提供的专家协助。
脚注
出版商免责声明：这是一份未经编辑的手稿的PDF文件，已被接受出版。作为对客户的服务，我们正在提供这份早期版本的手稿。手稿在以最终可引用的形式出版之前，将经过编辑、排版和校对结果证明。请注意，在制作过程中可能会发现可能影响内容的错误，适用于该期刊的所有法律免责声明均适用。
