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单元格。作者手稿；PMC 2009年5月28日提供。
以最终编辑形式发布为：
单元格。2008年11月28日；135(5): 813–824.
数字对象标识：2016年10月10日/j.cell.2008.10.043
预防性维修识别码：PMC2643061型
NIHMSID公司：NIHMS82349
PMID：19041747

脂肪摄入引起的肠源性循环因子N-酰基磷脂酰乙醇胺抑制食物摄入

马修·吉勒姆,1,2,三 张东燕,1 张贤满,2 德里克·埃里昂,1,2,三 雷切尔·贾米森,1,2 Cheolsoo Choi先生,2 董建英,1 玛丽亚·沙纳布罗,4 希拉里·杜纳斯,4 大卫·W·弗雷德里克,2 詹妮弗·J·萧,2 塔玛斯·L·霍瓦特,4 Chun Min Lo先生,5 帕特·佐,5 加里·克莱恩,2和杰拉尔德·舒尔曼1,2,三，‡
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关联数据

补充资料

总结

N-酰基磷脂酰乙醇胺（NAPEs）是一类相对丰富的血脂，其生理意义未知。在这里，我们表明，NAPE是在摄入脂肪后从小肠分泌到循环中的，以生理剂量全身给予最丰富的循环NAPE可以减少大鼠的食物摄入，而不会引起条件性味觉厌恶。此外，14C-放射性标记的NAPE进入大脑，尤其集中在下丘脑，脑室内注射毫摩尔量的NAPE可减少食物摄入，这表明其作用可能通过与中枢神经系统的直接相互作用而介导。最后，慢性NAPE输注可减少食物摄入量和体重，表明NAPE和长效NAPE类似物可能是治疗肥胖的新靶点。

介绍

正常情况下，食欲主要由肠-脑-脂肪细胞轴调节，这是一个复杂的回路，平衡能量摄入和能量消耗，促进能量储备的维持(Abizaid，Gao等人，2006年;Morton，Cummings等人，2006年). 激素、营养素和迷走神经传入与脑干、下丘脑和中脑中的靶点相互作用，以改变调节短期和长期食物摄入和能量消耗的神经元群的活动(Cone，Cowley等人，2001年). 由于其有孔的毛细血管，下丘脑弓形核（ARC）非常适合检测调节食物摄入的内分泌和营养因子(Fry和Ferguson 2007). 食欲旺盛的NPY和食欲旺旺的POMC ARC神经元通过与室旁核（PVN）和下丘脑外侧核（LH）中的二级调节神经元通信来调节适当的进食行为(Schwartz，Woods等人，2000).

除了整合瘦素、ghrelin、胰岛素和包括CCK、PYY在内的胃肠肽的作用外3–36和GLP-1，ARC细胞通过直接感应营养物质来调节食物摄入(Obici，Feng等人，2002年;Abizaid，Gao等人，2006年;Coll，Farooqi等人，2007年). 外周或中枢葡萄糖输注抑制食物摄入，葡萄糖转运或其细胞内代谢的中断会导致实验动物的吞咽过度(米塞利斯和爱泼斯坦1975;Wolfgang，Cha等人，2007年). 同样，侧脑室注射L-亮氨酸(Cota、Proulx等人，2006年)减少啮齿类动物的食物摄入量，表明中枢神经系统可以独立于胃肠道分泌的激素来感知短期葡萄糖和氨基酸的可用性。

研究表明，通过抑制脂肪酸合成酶可以减少食物摄入量，因此，脂肪酸（FA）的神经传感也与饮食行为的调节有关(Loftus，Jaworsky等人，2000)或鞘内注射油酸(Obici，Feng等人，2002年). 然而，与餐后血糖和氨基酸的血浆浓度增加相反，血浆FA的浓度通常随着进食而降低，随着禁食而升高，这与食欲负调节器的预期相反(多尔1956). 此外，静脉输注脂质不会影响食物摄入量，因此尚不清楚生理条件下循环甘油三酯（TG）或脂肪酸如何向中枢神经系统发出脂质过多的信号(Little，Horowitz等人，2007年).

考虑到其他类型的大量营养素直接与下丘脑细胞沟通，我们假设食物摄入量可以通过反映膳食脂肪含量的循环营养信号进行调节。为了验证这一假设，我们使用液相色谱-串联质谱法（LC/MS/MS）对高脂喂养后血浆中增加的脂质衍生物进行了筛选。在这些增加的代谢物中，有一类磷脂，N-酰基磷脂酰乙醇胺（NAPEs），在血浆中具有先前未知的生理功能，其水解产物N-酰基乙醇胺与食物摄入的外周控制有关(Rodriguez de Fonseca，Navarro等人，2001年;Fu，Gaetani等人，2003年). 我们发现，在生理剂量下，腹腔内和静脉注射最丰富的血浆NAPE可减少食物摄入。

结果

脂肪摄入增加淋巴和血浆中NAPE水平

当禁食大鼠喂食高脂肪食物时，我们观察到血浆NAPE总浓度增加了60%(图1A). 为了证实膳食脂类是导致这种增加的原因，我们给大鼠十二指肠内注射脂类（脂溶素II）、葡萄糖聚合物（糊精）或蛋白质（酪蛋白），并监测淋巴中NAPE的变化。在开始脂质输注的60分钟内，我们发现淋巴NAPE增加了>50%，并在6小时实验期间保持升高(图1B和1C). 相反，在相同的输注方案中，糊精或蛋白质给药后，淋巴NAPE浓度没有显著增加(图1B).

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通过脂肪喂养和十二指肠内脂肪输注对大鼠血浆、淋巴和小肠中NAPE水平的调节。（A）相对于禁食条件（n=8/组），高脂食物喂养增加了4小时时的总血浆NAPE（P＜0.025）。（B）十二指肠内脂肪（实心方块）、糊精（开口三角形）或蛋白质（开口圆圈、虚线）输注的时间进程对相对淋巴NAPE浓度的影响（P<0.0025）（n=4-8/组）。（C）实验开始4小时后，十二指肠内输注脂质显著增加淋巴中NAPE的绝对浓度（P<0.02）（n=7-8/组）。（D）实验开始四小时后，十二指肠内输注脂类而非糊精会增加血浆NAPE浓度（P<0.02）（n=4/组）。（E）与相同动物（开放栏）的空腹水平相比，开始输脂后4小时血浆NAPE的N-酰基物种分布（固体栏）（N=4/组）。（F）与空腹相比，高脂肪喂养显著增加小肠NAPE含量（P<0.05）（n=4/组）。（G）与正常饮食（露天酒吧）的大鼠的禁食相比，高脂肪饮食在四小时时显著增加了血浆NAPE，但在实验前35天喂食高脂肪饮食的动物没有这种影响（P<0.008）（n=6-14/组）。所有数据均表示为平均值±SEM。

接下来，我们研究了脂质或糊精输注对血浆中NAPE浓度的影响。与淋巴研究的结果一致，我们发现脂质而非糊精输注在脂质输注开始后1小时内使血浆NAPE水平增加约40%，并在实验期间保持在较高水平(图1D). 为了确定哪种酰基NAPE在脂质输注后增加，我们使用液相色谱-串联质谱（LC/MS/MS）分析了禁食和脂质输注大鼠的血浆样品。我们发现血浆中16:0、18:0、18∶1和18∶2的NAPE均增加了>50%，而内源性大麻素前体20:4的NAPE水平保持不变(图1E). 由于C16:0是最丰富的循环NAPE，并且因摄入脂肪而增加最多，因此被选择用于后续研究。

脂肪喂养增加小肠中NAPE含量

由于脂质输注后血浆和淋巴中出现的NAPE脂肪酸成分与输注脂质的脂肪酸成分相似，我们推断血浆和淋巴NAPE来源于输注脂质，并在肠道合成。为了验证这一假设，并确定NAPE可能在胃肠道的何处合成，我们检测了禁食或高脂肪饮食喂养的大鼠胃、小肠和大肠中NAPE的含量。我们发现喂食脂肪后小肠中NAPE含量增加(图1F)但胃或结肠没有变化(补充图1). 这些数据与之前的研究一致，这些研究表明喂食时小肠肠段中NAPE的合成(Petersen、Sorensen等人，2006年;Fu，Astarita等人，2007年)

最丰富的血浆NAPE可减少大鼠和小鼠的食物摄入量，而不会引起味觉厌恶

接下来，我们研究了外源性给予NAPE是否会改变食物摄入量。我们向大鼠和小鼠腹腔注射不同剂量的C16:0 NAPE，并监测代谢笼中的食物摄入和活动。我们发现NAPE治疗以剂量依赖性的方式减少食物摄入，而等体积剂量的脂质则没有这种作用(图2A). 此外，在最高剂量的NAPE下，食物摄入几乎被完全抑制，并且在该剂量下其厌食作用持续12小时(图2B).

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C16:0 NAPE治疗可剂量依赖性地抑制食物摄入，而不会引起条件性味觉厌恶。（A）在自由喂食小鼠（n=4-14/组）中，系统（i.p）NAPE给药以剂量依赖性方式显著降低200 mg/kg、500 mg/kg和1000 mg/kg的食物摄入率（p<0.01）。（B）全身（i.p）给予NAPE可剂量依赖性地减少自由进食小鼠（n=4-11/组）的隔夜累积食物摄入量。（C）100 mg/kg C16:0 NAPE（i.p.）在t=3小时（p<0.03）和过夜t=13小时（p<0.004）（n=6/组）时显著减少随意喂养大鼠的过夜食物摄入量（D）与100 mg/kg LiCl相比，大鼠体内100 mg/kg C16:0 NAPE（i.p.）的剂量足以减少过夜食物摄入，不会产生条件性味觉厌恶。开放条表示24小时缺水幼稚大鼠摄入的糖精溶液量，填充条表示训练将甜味与生理盐水、C16:0 NAPE或LiCl（n=6/组）联系起来的24小时缺水量大鼠摄入糖精溶液的量。（E）禁食大鼠在t=0时注射100 mg/kg C16:0 NAPE的总血浆NAPE时程（n=5-9/组）。（F）空腹大鼠在t=0（n=4/组）十二指肠内输注脂质（Liposyn II）后的总血浆NAPE时间进程。（G）C16:0 NAPE（500 mg/kg）在t=3（P<0.002）和t=12（P<0.0001）（n=4/组）时显著抑制随意喂养的ob/ob小鼠的隔夜食物摄入。（H）C16:0 NAPE（500 mg/kg）抑制禁食CB1−/−小鼠的隔夜食物摄入（P<0.0005）（n=5/组）。所有数据均以平均值±SEM表示。

在大鼠中，在黑暗周期开始之前立即给予C16:0 NAPE（100 mg/kg i.p(图2C). 重要的是，与有毒物质氯化锂不同，这一剂量的NAPE，以及较高剂量的NACE（250 mg/kg i.p.）和脑室内注射NAPE（80 nmol）不会引起条件性味觉厌恶（CTA）(图2D和补充图3).

脂肪喂养和100 mg/kg NAPE治疗可使血浆NAPE水平增加

由于许多内源性化合物在摄入足够量时会影响进食行为，因此我们试图测试NAPE作为食物摄入量调节器的生理意义。在t=0时，静脉注射100 mg/kg C16:0 NAPE或十二指肠内注射Liposyn II后血浆NAPE水平的测量和比较(图2E和F)表明在喂食脂质组和注射NAPE组之间，循环NAPE的绝对增加以及增加的时间过程是相似的。在接受NAPE（100 mg/kg i.p.）治疗的小鼠中观察到的变化相似，从基线时的3.8±0.3μM增加到注射后三小时的12±2.6μM峰值（n=5/组数据未显示）。

ob/ob小鼠对外源性NAPE给药过敏

为了研究NAPE的作用可能通过瘦素信号传导发挥作用的可能性，我们测试了其对瘦素缺乏的ob/ob小鼠的作用。令人惊讶的是，我们发现ob/ob小鼠对外源性NAPE的饱腹效应实际上比野生型对照更敏感(图2G).

哥伦比亚广播公司1−/−小鼠对外源性NAPE给药反应正常

考虑到NAPE与已确定的内源性CB1激动剂的结构相似性，我们还通过研究CB1中的NAPE治疗来检查NAPE的作用是否需要CB1受体−/−老鼠。我们发现NAPE治疗在抑制CB1的夜间食物摄入方面仍然有效−/−这表明NAPE可独立于CB1受体减少食物摄入(图2H).

NAPE中央管理局减少食物摄入量

因为绝大多数食欲调节因子都以中枢神经系统（CNS）为靶点，我们测试了NAPE对食物摄入的影响是中枢介导的假设。为此，我们将C16:0 NAPE（80 nmol）注射到慢性插管（ICV）小鼠的侧脑室，并在代谢笼中记录相对于ICV脂质治疗（Liposyn II）对照小鼠的过夜食物摄入量。我们发现，与经脂质处理的动物相比，注射C16:0 NAPE的ICV在12小时时减少了56%的食物摄入量(图3A). 在第二个对照实验中，我们发现中央输注等量的另一种磷脂，二油酸磷脂酰乙醇胺（DOPE）对食物摄入量没有影响(图3B).

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C16:0 NAPE治疗通过一种中心机制抑制食物摄入。（A）与脂质控制（Liposyn II）相比，中央（静脉）注射C16:0 NAPE（80 nmol）显著减少小鼠的隔夜食物摄入量（P<0.0001）（n=6-7/组）。（B）小鼠静脉注射80 nmol二油酸磷脂酰乙醇胺（DOPE），一种磷脂，相对于血脂控制（Liposyn II），不会减少食物摄入（n=4/组）。（C）C16:0 NAPE（100 mg/kg i.p.）减少迷走神经切断大鼠的夜间食物摄入，表明其对食物摄入的抑制作用不需要完整的迷走神经传入（p<0.05）（n=5-8/组）。（D）静脉滴注2.5μCi14在t=4（n=5-6/组）时，与对照组相比，C NAPE显著增加了治疗组动物大脑（P<0.0001）和下丘脑（P<0.03）的计数。（E）PEA的中央给药，C16:0 NAPE水解产物（100 nmol）不会影响小鼠的过夜食物摄入量（n=6-7/组）。（F）URB597（0.3 mg/kg）是一种中枢NAE降解抑制剂，可增加大脑NAE浓度，对系统性预处理不会影响禁食小鼠（n=4/组）的食物摄入量。所有数据均表示为平均值±SEM。

NAPE减少迷走神经切断大鼠的食物摄入

虽然上述调查表明存在中心活动，我们通过检测全身注射NAPE对双侧膈下迷走神经切断术或暴露但未切断迷走神经的假手术大鼠的影响，试图排除迷走神经传入导致NAPE诱导的吞咽功能减退的可能性。给予相同剂量的C16:0 NAPE（100 mg/kg），发现两组的NAPE诱导的食物摄入量减少相似(图3C，假手术组数据未显示）。手术过程本身对长期食物摄入或体重没有影响(补充图4).

14C-NAPE跨越血脑屏障并集中于下丘脑

为了检测血浆C16:0 NAPE是否能够进入中枢神经系统，我们给插管大鼠注射了14C-NAPE，并测量14治疗4小时后，大脑和下丘脑中的C计数。以下14我们发现C-NAPE输注显著增加14大脑中的C计数，更重要的是14下丘脑中的C计数。这表明NAPE的N-酰基乙醇胺（NAE）头部组至少能够从外周循环进入中枢神经系统，并且优先积聚在下丘脑中(图3D).

棕榈酰乙醇胺中央管理局不影响食物摄入量

由于NAPE是N-酰基乙醇胺（NAEs）的前体，已证明其影响食物摄入，我们还将C16:0 NAPE的水解产物棕榈酰乙醇胺（PEA）直接注入空心小鼠的侧脑室。与NAPE相比，PEA在以这种方式给药时并没有抑制过夜的食物摄入(图3E). 此外，用NAE水解抑制剂URB579处理小鼠（i.p.），剂量足以使CNS中NAE浓度增加四倍，不会影响禁食小鼠的夜间食物摄入(图3F). 综上所述，这些数据与之前的研究一致，这些研究表明鞘内注射NAE油酰基乙醇酰胺（OEA）对食物摄入没有影响(Rodriguez de Fonseca，Navarro等人，2001年).

中央和外围NAPE管理部门减少自愿运动活动

除了NAPE对减少食物摄入量的剂量依赖性作用外，我们还发现NAPE给药导致活动的剂量依赖减少(图4A)让人想起以饭后梳洗和休息为特征的啮齿动物行为饱食序列(Halford，Wanninayake等人，1998年). 为了排除这种活动减少可能在身体上阻止动物获得食物的可能性，我们研究了NAPE治疗对加速旋转动物的小鼠性能的影响，这是一种经过验证的运动性能测量方法(Carter，Lione等人，1999年). 接受最高测试剂量C16:0 NAPE治疗的预训练小鼠和接受载剂治疗的小鼠表现良好，表明NAPE治疗引起的运动减少是自愿的(图4B).

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C16:0 NAPE给药（i.p.）可减少运动活动，而不会引起运动缺陷，并且集中给药少量i.c.v.NAPE足以再现这种效果。（A）系统性C16:0 NAPE给药在100 mg/kg（P<0.01）、500 mg/kg（P<0.001）和1000 mg/kg（P0.001）（n=4–12/组）时，相对于血脂控制，产生了运动活性的剂量依赖性降低。（B）全身（i.p.）注射NAPE（1000 mg/kg）不会影响加速旋转木马的坠落时间，这是对预训练小鼠（n=5/组）运动协调和应对运动挑战能力的测试。（C）中心静脉注射（静脉注射）C16:0 NAPE、80 nmol或外周给药最大剂量（1000 mg/kg）的0.25%，可导致运动活动类似减少（P<0.0001）（n=3/组）。所有数据均表示为平均值±SEM。

接下来，我们研究了ICV给小鼠注射C16:0 NAPE对运动活动的影响是否与外周治疗相似，并发现少量ICV给药的NAPE足以重现腹腔注射更大剂量NAPE所产生的行为效应(图4C).

NAPE治疗减少禁食诱导的NPY神经元cFOS表达增加

神经肽Y（NPY）刺激进食并增加行为唤醒(Stanley和Leibowitz 1985年;Sahu，Kalra等人，1988年;Kalra，Dube等人，1999年). 由于NAPE治疗减少了食物摄入和活动，我们推测其作用可能由下丘脑弓状核（ARC）中的NPY神经元介导。我们通过量化在NPY神经元中表达绿色荧光蛋白（GFP）的禁食转基因小鼠中即时早期基因cFOS的表达来验证这一假设，这些转基因小鼠接受和不接受NAPE治疗。与喂食状态相比，禁食增加了ARC中的NPY活性，这反映在这些细胞中cFOS表达增加了4倍(图5A、5B、5G). 然而，通过腹腔内NAPE治疗，NPY神经元中的cFOS活性被抑制了64%，达到了与自由进食ARC中观察到的水平相当的水平(图5C、5G、5H). 此外，我们发现NAPE治疗降低了ARC中典型禁食诱导的cFOS表达，表明系统NAPE的增加也可能抑制下丘脑其他神经网络中禁食诱导转录活性(图5D、5E、5F、5I).

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系统性C16:0 NAPE治疗（1000 mg/kg i.p.）可减少在NPY神经元中表达GFP的转基因小鼠下丘脑弓状核（ARC）中禁食诱导的NPY神经元激活。cFOS被染成红色。（A）cFOS-GFP在自由进食小鼠弓状核的共同定位较低，表明很少有转录活性NPY神经元。（小比例尺、嵌入、10微米、大比例尺和面板、100微米。）（B）通宵禁食显著增加了共同定位，表明NPY神经元被激活。（C）C16:0禁食动物的NAPE处理导致NPY-GFP共同定位到喂食水平的降低。（D）自由进食动物ARC中cFOS的扩散表达较低。（E）隔夜禁食也刺激ARC中GFP阴性细胞中cFOS的表达。（F）C16:0 NAPE治疗显著降低禁食动物ARC中cFOS的表达。（G）所有禁食、喂养和NAPE治疗动物弓状核cFOS-GFP共定位百分比的量化（P<0.001）（n=4-5/组）。（H）NAPE诱导cFOS-NPY阳性神经元数量减少的量化/0.1mm三ARC相对于空腹（P<0.0001）（n=4-5/组）。（一）NAPE诱导cFOS阳性细胞数量减少的量化/0.1mm三ARC相对于空腹（P<0.0001）（n=4-5）。所有数据均表示为平均值±SEM。

NAPE治疗刺激下丘脑室旁核和视上核cFOS表达

在从其他区域获得的脑片上进行的cFOS染色显示，室旁核（PVN）中的神经元迅速而显著地激活(图6A-E)和视上核（SO）(补充图5)与禁食相比，对NAPE治疗的反应。

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系统性C16:0 NAPE治疗（1000 mg/kg i.p.）增加室旁核（PVN）相对于脂质载体的cFOS表达。（A）车用治疗动物的cFOS 10X染色代表性切片显示，PVN中cFOS表达较低。（B）NAPE处理显著增加PVN中的cFOS染色。（C）切片如所示（A）放大20倍。（D）切片显示在（B）放大20倍。（E）通过1000 mg/kg C16:0 NAPE对所有动物PVN中cFOS诱导百分比进行量化（P<0.008）（n=4-5/组）。所有数据均表示为平均值±SEM。

慢性高脂肪喂养可消除餐后NAPE分泌，但对外源性NAPE不敏感

为了研究NAPE生成的改变或NAPE信号的干扰是否在饮食诱导的肥胖中起作用，我们给大鼠喂了一个月的高脂饮食（HFD）或常规饮食（RC），植入了颈静脉导管，以便术后恢复，然后在隔夜禁食后，在高脂肪膳食后测量血浆中NAPE的分泌。如我们所示，在高脂肪膳食后，RC饲养的动物的血浆NAPE浓度显著增加。令人惊讶的是，实验前35天喂食HFD的动物，虽然在基线时表现出较高的正常NAPE浓度，但无法诱导餐后分泌，甚至在餐后间隔期间循环NAPE显著减少(图1G). 尽管脂肪喂养后NAPE合成和/或分泌出现这种紊乱，但在单独的喂养研究中，长期高脂肪喂养的动物对C16:0 NAPE的厌食作用仍有反应(补充图2).

持续低剂量NAPE输液可减少食物摄入量和体重

最后，我们在一个多天的实验中检验了慢性C16:0 NAPE给药是否会对能量平衡和食物摄入产生影响。我们在慢性插管自由活动大鼠中静脉注射载体或C16:0 NAPE（0.07 mg/kg/min），同时记录每日摄入量和体重。经过五天的治疗，我们发现NAPE治疗组大鼠的累积食物摄入量比溶媒注射组大鼠减少了约30%(图7A)这种吞咽不足的结果是NAPE组体重显著减轻，而没有任何其他行为改变(图7B).

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慢性静脉输注C16:0 NAPE（100 mg/kg天或0.07 mg/kg分钟）可显著降低随意喂养大鼠的累积食物摄入量和体重。（A）用溶媒溶液或0.07 mg/kg-min连续五天治疗大鼠的累积食物摄入时间过程（P<0.0001）（n=7-15/组）。（B）输注5天后，溶媒治疗对照组和NAPE治疗组动物体重变化的比较（P<0.0001）（N=7-15/组）。（C）输注5天后，溶媒治疗对照组和NAPE治疗动物5天后的累积食物摄入量（P<0.0001）（n=7-15）。所有数据均表示为平均值±SEM。

讨论

由于膳食脂肪是最能促进肥胖的大量营养素，它已被确定为肥胖流行的重要原因(Donahoo，Wyatt等人，2008年). 因此，了解饮食脂肪摄入量的调节过程，以及这些机制在现代环境中如何发生故障，可能会为肥胖治疗带来新的治疗选择。本文中，我们提供的数据表明，循环NAPE可能参与膳食脂肪摄入的生理调节。

与饱腹感或饱腹感的肽介质（如CCK和GLP-1）相反，这些肽介质由胃肠道内分泌细胞释放，以响应多种类型的大量营养素摄入(Little，Horowitz等人，2007年)，我们发现NAPE分泌到血浆和淋巴需要消耗膳食脂肪。因为随着营养的摄入，胃和大肠中的NAPE水平没有变化，而且使用标记前体的研究表明，肠道组织很容易合成NAPE(Rodriguez de Fonseca，Navarro等人，2001年;Petersen、Sorensen等人，2006年)这些数据表明，小肠是这些脂肪喂养条件下淋巴和血浆NAPE增加的主要来源。

当对大鼠和小鼠进行全身给药时，C16:0 NAPE以剂量反应的方式减少食物摄入。重要的是，100 mg/kg i.p.剂量的C16:0 NAPE导致食物摄入量显著减少，同时血浆NAPE水平升高，与十二指肠内脂肪输注后观察到的水平相似。这表明，在这种剂量下，食物摄入量的减少是生理性的，NAPE的生成和向循环中的分泌可能是肠道向中枢神经系统传递有关消化道中脂质可用性的信息的一种方式，可能与小肠中NAE信号的增加相一致(Fu，Astarita等人，2007年). 此外，我们发现NAPE在血浆中的循环浓度远高于NAEs（低μM vs.低nM范围），这可能解释了为什么NAEs激活的许多靶点，包括厌食性G蛋白偶联受体GPR119，需要明显超生理浓度的NAE配体来响应(奥弗顿，巴贝斯等人，2006年). 如果NAPE也能激活这些受体，那么这个明显的悖论可能会得到解决。值得注意的是，在100 mg/kg或250 mg/kg时，C16:0 NAPE不会引起条件性味觉厌恶，这是一种由引起恶心或全身不适的化合物在实验动物中引发的行为反应，支持NAPE是食物摄入的生理调节器的可能性。然而，由于NAPE治疗可以在注射后立即对大鼠（而不是小鼠）进行腹腔内而非静脉注射，因此在注射后即刻，NAPE治疗可在大鼠（但不是小鼠）中产生暂时的、非厌恶性的姿势变化，后一种给药方式更可取，也是最符合生理学的。无论如何，两种给药途径对食物摄入和能量平衡的净影响相同。

这项研究的一个意外结果是，ob/ob小鼠对C16:0 NAPE的厌食作用比野生型动物更敏感。虽然目前还没有明确的解释，但有人可能推测瘦素可能是NAPE生成的一个许可信号，或者，与我们长期高脂肪喂养的大鼠类似，这些小鼠对膳食脂肪的NAPE分泌可能会减弱，从而增强其对外源性C16:0 NAPE给药的敏感性。

因为20:4 NAPE是一种CB1受体激动剂N-酰基乙醇胺（NAE）anandamide（AEA）的前体，我们在CB1中测试了C16:0 NAPE−/−小鼠，发现其隔夜食物摄入量减少到与接受同等剂量NAPE治疗的野生型小鼠相似的程度，表明NAPE的厌食作用独立于CB1受体。然而，我们不能排除CB-型信号转导介导NAPE某些效应的可能性，因为最近有报道称GPR55是一种孤儿G蛋白偶联受体，可被C16:0 NAPE水解产物棕榈酰乙醇胺（PEA）和9-四氢大麻酚(Ryberg、Larsson等人，2007年). 这种与大麻素信号的潜在重叠提出了一个有趣的问题，即NAPE或NAPE代谢物可能参与调节膳食脂质的有益特性。然而，将PEA直接注入侧脑室，或通过抑制脂肪酸酰胺水解酶（FAAH）（其分解代谢酶）来提高CNS中所有N-酰基乙醇胺（NAEs）的药理学水平，都不会影响食物摄入。

我们的一些观察结果表明，NAPE可能通过与中枢神经系统中的非特征性靶点直接相互作用而减少食物摄入。首先，我们发现，与静脉注射等体积的Liposyn II或等量的磷脂酰乙醇胺相比，将C16:0 NAPE注射到插管小鼠侧脑室的剂量远低于在外周使用的剂量（静脉注射75μg vs.静脉注射100至1000 mg/kg），显著减少了食物摄入。其次，通过膈下迷走神经切断术消除胃肠道对大脑的神经传入并不能阻止NAPE的厌食作用。最后，静脉注射14C标记的C16:0 NAPE进入大脑，优先积聚在下丘脑。

在弓状核（ARC）中，我们发现NAPE治疗降低了快速诱导的早期基因cFOS的依赖性，该基因通常被用作神经元活动的间接标记。对这一数据的简单解释是，NAPE治疗阻断了禁食对下丘脑cFOS蛋白生成的刺激作用，这些实验中观察到的减少是正常降解的产物。然而，这些实验并没有提供关于NAPE引起的精确转录或电变化的信息，只是它拮抗了NPY神经元和ARC中其他神经元中快速调节的cFOS诱导，产生了与喂食大脑中观察到的更为相似的cFOS蛋白分布。如果这种情况下cFOS的表达与神经元活动密切相关，那么这些细胞群电放电的减少可能会导致NAPE介导的吞咽功能减退。在不同神经元亚群中表达GFP的小鼠的未来电生理实验将有助于更好地描述NAPE诱导行为改变的细胞类型和大脑区域。

与其在ARC中的作用相反，C16:0 NAPE治疗刺激下丘脑室旁核（PVN）和视上核（SO）中cFOS蛋白的表达。厌食肽CCK-8(Kobelt、Tebbe等人，2005年)、瘦素(Emond，Ladenheim等人，2001年)，和GLP-1(Turton，O'Shea等人，1996年;Rowland，Crews等人，1997年)也刺激了PVN中cFOS的表达，对该核的损伤产生明显的吞咽过度，表明它可能是一个重要的食欲调节区域。C16:0 NAPE对PVN和SO中cFOS的诱导更为有趣，因为小鼠中转录因子单一目的1（SIM1）的单拷贝突变会导致这些区域的细胞大量丢失、肥胖和感知膳食脂肪含量变化的能力受损(霍尔德，巴特等人，2000;Holder，Zhang等人，2004).

C16:0 NAPE的一个奇怪特性是，当全身或中央给药时，它能够减少啮齿动物的运动活动。由于NAPE治疗不会导致反胃或旋转木马表现缺陷，这些数据表明，NAPE可能在调节啮齿动物在吸收后状态下典型的疲倦感方面发挥生理作用。食欲的循环调节因子和大脑中的运动回路之间的相互作用是有先例的；研究表明，腹被盖区（VTA）瘦素受体的急性敲低可增加啮齿动物的运动活动(Hommel、Trinko等人，2006年).

这项研究的一个特别值得注意的发现是，35天的高脂肪饮食消除了因脂肪摄入而观察到的正常餐后NAPE增加。这些数据表明，与慢性高脂肪喂养相关的NAPE分泌紊乱可能是过度接触富含甘油三酯的食物导致的饮食诱导肥胖的发病机制之一。此外，与瘦素相比，瘦素的厌食特性因肥胖而迅速减弱，C16:0 NAPE仍然能够抑制长期喂食高脂肪饮食35天的动物的食物摄入。

为了描述长期NAPE治疗对整体能量平衡的影响，我们用低剂量C16:0 NAPE（静脉注射）大鼠5天，并观察到与溶媒治疗的大鼠相比，食物摄入量和体重显著减少，且无不良反应。这些结果表明，慢性C16:0 NAPE治疗能够在多天内产生负能量平衡状态，值得对啮齿动物和非人类灵长类动物进行长期研究，以检查其治疗和预防饮食诱导肥胖的潜力。

总之，这些数据支持这样一种假设，即小肠内由摄入的脂肪合成的循环NAPE可能是一个重要的生理负反馈回路的一部分，该回路有助于减少食物摄入和含脂肪膳食后的觉醒。

补充材料

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致谢

作者感谢James Pickel博士和George Kunos博士为我们提供CB1−/−老鼠和玛雅·科塔斯的尖锐评论。这项工作得到了美国公共卫生署的资助：R01 DK-40936、P30 DK-45735、U24 DK-76169、内分泌学会研究奖学金（MPG）和美国糖尿病协会杰出临床科学家奖（GIS）。

脚注

出版商免责声明：这是一份未经编辑的手稿的PDF文件，已被接受出版。作为对客户的服务，我们正在提供这份早期版本的手稿。手稿在以最终可引用的形式出版之前，将经过编辑、排版和校对结果证明。请注意，在制作过程中可能会发现可能影响内容的错误，适用于该期刊的所有法律免责声明均适用。

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