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《实验医学杂志》。2008年10月27日；205(11): 2595–2608.
doi（操作界面）：10.1084/jem.20080452
PMCID公司：PMC2571934型
PMID：18852293
第条

调节对IL-4和IL-13的敏感性：IL-4Rα、IL-13Rα1和γc的差异表达调节相对细胞因子敏感性

伊尔卡·S·琼蒂拉,1 Kiyoshi Mizukami公司,1 哈罗德·狄更斯,2 马丁·梅埃尔·谢勒谢姆（Martin Meier-Schellersheim）,1 山内秀弘,1 雷蒙德·唐纳利,2和威廉·E·保罗1
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补充资料

摘要

白细胞介素（IL）-4和-13是共享功能受体的相关细胞因子。IL-4通过I型（IL-4Rα/普通γ链[γc]）和II型（IL-4 Rα/-13Rα1）IL-4受体发出信号，而IL-13仅利用II型受体。在这项研究中，我们发现小鼠骨髓来源的巨噬细胞、人和小鼠单核细胞对IL-4的敏感性远远高于IL-13。缺乏功能性γc使这些细胞对IL-4反应不良，同时保持对IL-13的完全反应。在小鼠腹腔巨噬细胞中，IL-4的效力超过了IL-13，但缺乏γc对IL-4信号传导只有适度的影响。相反，IL-13在成纤维细胞中比IL-4刺激更大的反应。利用受体链表达水平和已知的结合亲和力，我们模拟了功能性I型和II型受体复合物的组合。IL-4Rα、IL-13Rα1和γc的差异表达解释了不同细胞类型对IL-4-IL-13的不同敏感性。这些发现为IL-13作为“效应”细胞因子的主要功能和IL-4作为“免疫调节”细胞因子所起的主要作用提供了解释。

IL-4和-13是相关的细胞因子，由紧密相连的基因编码(1). IL-4可以通过I型（IL-4Rα/γc）或II型（IL-4 Rα/-13Rα1）IL-4受体发出信号，而IL-13只能通过II型IL-4受体发送信号(2). IL-4以高亲和力与IL-4Rα结合，触发与γc或IL-13Rα1的受体异二聚体。IL-4–IL-4Rα–γc复合物的下游细胞内信号涉及Jak1和Jak3激酶的激活、Stat6转录因子的磷酸化以及胰岛素受体底物（IRS）-2和Dok2信号中间产物的激活(三). IL-13最初以中等亲和力与IL-13Rα1结合，然后与IL-4Rα异二聚体化。IL-13–IL-13Rα1–IL-4Rα复合物激活Tyk2、Jak2和Jak1激酶和Stat6(2,4,5). IL-13还可以与IL-13Rα2高亲和力结合，后者通常被视为诱饵受体，抑制IL-13与IL-13R-α1的结合，从而形成功能性II型受体复合物(6)尽管有报道称IL-13Rα2在某些条件下可以转导信号(7). 由于γc的表达主要局限于造血细胞，在非造血细胞中，IL-4和-13被认为只使用II型受体。然而，最近发现IL-13Rα1的成纤维细胞−/−小鼠对IL-4有反应；这些细胞表达γc mRNA，提示在某些类型的成纤维细胞中可能表达低水平的I型IL-4受体(8).

尽管IL-4和-13有许多相似之处，但它们的主要功能却大不相同。在小鼠中，Th2分化启动和免疫球蛋白类别转换是IL-4的独有特性，可能是因为缺乏IL-13Rα1的小鼠T和B细胞表达I型受体，但不表达II型受体。相反，许多效应器功能，包括气道超敏反应和黏液化生反应，都可以被抗IL-13阻断，而不是抗IL-4(9–11)表明IL-13是主要的效应细胞因子。因此，可以认为IL-4主要作为调节性细胞因子，IL-13主要作为效应性细胞因子。

巨噬细胞是少数同时表达I型和II型受体的细胞类型之一。它们通过表达细胞因子、作为抗原呈递细胞发挥作用以及吞噬抗原承载实体，参与先天性和适应性免疫反应。M-CSF诱导巨噬细胞从骨髓干细胞分化为血单核细胞，然后分化为组织巨噬细胞(12). 在外周组织中，严格控制巨噬细胞的激活和失活对于维持体内平衡至关重要。干扰素-γ和脂多糖在Th1应答期间的经典巨噬细胞激活具有很好的特征，但最近，IL-4和-13对巨噬细胞激活进行了详细研究(13,14). IL-4和-13激活II型（也称为“替代”）巨噬细胞对清除曼氏血吸虫感染是因为巨噬细胞中缺乏IL-4Rα表达的小鼠屈服于这种蠕虫(15). 在小鼠中，II型巨噬细胞活化诱导对肉芽肿形成重要的基因表达(16)或消化几丁质，在酵母、节肢动物和线虫上广泛表达(17,18).

在这里，我们研究了IL-4和-13对各种单核细胞/巨噬细胞群的影响。我们发现，骨髓源性巨噬细胞（BMDM）以及人和小鼠单核细胞对IL-4的敏感性远远高于IL-13。这些细胞类型的IL-4敏感性升高完全依赖于I型IL-4受体，因为缺乏功能性γc使细胞对IL-4的反应不如对IL-13的反应。与BMDM一样，WT小鼠的常驻腹腔巨噬细胞（PM）对IL-4比IL-13更敏感，但在缺乏γc的情况下，其对IL-4的反应相对温和。因此，当仅表达II型受体时，这两种巨噬细胞类型对IL-4和-13的相对敏感性不同。我们表明，这种差异可以通过BMDM和PM之间IL-13Rα1的差异表达以及IL-4和-13对其受体成分亲和力的差异来解释。在人类单核细胞中，具有“炎症”前体表型（CD14）的单核细胞你好，CD16洛)更像是腹腔巨噬细胞，而单核细胞具有“常驻”表型（CD14洛，CD16你好)更类似于BMDM。最后，在非造血细胞，即成纤维细胞和上皮细胞中，IL-13刺激的反应与IL-4相等或更大。基于IL-4–IL-13受体链的差异表达，这些不同类型细胞的不同反应性有助于解释这两种细胞因子的不同功能。

结果

小鼠BMDM对IL-4的敏感性高于-13

M-CSF诱导BM细胞体外分化是获得大量巨噬细胞的一种特性良好且广泛使用的方法。由于BMDM在体外分化过程中不受促炎细胞因子或Toll-like受体（TLR）配体的影响，我们假设它们可能代表不成熟或幼稚的巨噬细胞群，可能类似于单核细胞。为了研究IL-4和IL-13诱导的BMDM反应，我们选择研究Stat6的激活，Stat6是由这些细胞因子激活的关键转录因子。细胞因子刺激后Stat6激活的一个不可或缺的事件是酪氨酸残基641的磷酸化(19). 流式细胞术检测到，BMDM在诱导Stat6的Y641磷酸化方面对IL-4的敏感性明显高于IL-13(图1 A，顶部）。BMDM对0.1 ng/ml的IL-4产生反应，1 ng/ml IL-4导致接近最大Stat6 Y641磷酸化，而10 ng/ml IL-13需要获得可检测的磷酸化，100 ng/ml需要匹配1 ng/ml IL-4诱导的磷酸化。我们通过细胞内流式细胞术测量的BMDM中IL-4和IL-13诱导的Stat6 Y641磷酸化的相对差异通过免疫印迹法进行了验证（图S1，可在http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1).

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与IL-13相比，BMDM对IL-4的敏感性更高，需要I型IL-4受体。（A） BMDM由三到五个单独的WT（顶部）或γc制备而成−/−（底部）老鼠。如图所示，用IL-4或-13刺激细胞15分钟或不刺激。用抗PY641Stat6抗体对细胞进行染色，并用流式细胞仪进行分析。这里显示的结果来自五个独立实验的代表。（B） WT和γc刺激细胞与非刺激细胞的MFI差异−/−来自五个独立实验的BMDM；显示了不同实验结果的平均值和SEM。（C） WT和γC中Stat6 DNA结合−/−BMDM。如图所示刺激细胞，制备核裂解物，并用含有Stat6结合位点的放射性标记的DNA探针（SBE1）通过EMSA进行分析。（D） IL-4与γc的结合−/−BMDM未受损。WT和γc−/−按照A中所述制备的BMDM在4°C下与IL-4或不与IL-4孵育30分钟，然后用抗IL-4Rα（M1）冲洗细胞并进行染色，然后进行流式细胞术；显示M1结合的MFI。结果显示来自两个重复实验之一。（E） 在Jak3中无法检测到IL-4诱导的Stat6 DNA结合−/−BMDM。如所示刺激来自Jak3缺陷小鼠的BMDM，并如在C中一样进行EMSA测定。

为了更好地理解II型IL-4受体如何在BMDM中传递IL-4信号，我们使用γc−/−小鼠作为这些细胞的来源，因为这些细胞不能形成I型IL-4受体复合物。来自WT或γc的BMDM−/−动物的数量和表型相似(20). 约95%的WT和γc−/−BMDM为CD11b+和F4/80+（未发布的数据）。然而，在γc中−/−在10 ng IL-4/ml时首次检测到BMDMs、Y641 Stat6的磷酸化，在100或200 ng/ml时没有更大的磷酸化(图1 A，底部，未描绘）。IL-13诱导的Stat6磷酸化在γc中相当−/−和WT BMDM。Inγc−/−10 ng/ml的IL-13诱导的Stat6磷酸化程度与10 ng/ml的IL-4相同，并在100和200 ng/ml时超过了IL-4的诱导−/−通过从刺激样品的MFI中减去未刺激样品的中值荧光强度（MFI）来量化细胞(图1 B).图1 B显示了五个独立实验的结果。此外，电泳迁移率变化分析（EMSA）测定的Stat6的DNA结合在γc中几乎不存在−/−IL-4在0.1至10 ng/ml的浓度范围内刺激BMDM，而在γc中，DNA对IL-13在10 ng/ml的浓度下的结合反应没有受到影响−/−BMDM(图1 C). γc中IL-4诱导的信号缺陷−/−BMDM不是由IL-4不能结合IL-4Rα引起的，因为IL-4在WT和γc中阻断了抗IL-4Rα与IL-4Rα结合的能力−/−BMDM。(图1D).

Jak3与γc相关，在介导I型信号而非II型IL-4受体信号中起关键作用(21). BMDM由Jak3制备−/−老鼠。如所示图1 E，在Jak3中检测不到IL-4诱导的Stat6 DNA结合−/−10 ng/ml的细胞，而Jak3中IL-13诱导的Stat6 DNA结合完整−/−BMDM。因此，这些结果进一步强调，BMDM对IL-4的反应高度依赖于I型受体。正如预期的那样，IFN-γ对WT或Jak3中Stat6 DNA结合活性没有影响−/−细胞。

IL-4和IL-13介导的BMDM基因诱导

II型巨噬细胞激活导致几个基因的诱导，包括精氨酸酶（Arg）1。Arg1在调节巨噬细胞反应中起着重要作用，因为Arg1通过消耗细胞的底物来减少一氧化氮合酶的产生，从而减少一氧化氮我-精氨酸(22). Arg1的启动子包含Stat6结合位点(23)，IL-4在小鼠巨噬细胞中诱导Arg1 mRNA(24). 如所示图2 A1 ng/ml的IL-4可在2 h检测到Arg1 mRNA的诱导，并在10 ng/ml时达到峰值（折叠诱导平均值为247）。相反，<10 ng/ml的IL-13没有诱导可检测到的Arg1，其诱导峰值（折叠诱导平均值为79）仅为IL-4诱导水平的～30%(图2 A). Inγc−/−BMDM、IL-13对Arg1的诱导作用与WT BMDM中观察到的结果相当，但实际上，即使在100 ng/ml的浓度下，也无法检测到IL-4对Argl的诱导作用(图2 A). 抗IL-4Rα（M1）抑制IL-13诱导的WT和γc中Arg1的表达−/−BMDM，证实IL-13应答需要IL-4受体-α链(图2 C)IL-13反应不能归因于非IL-4Rα受体。Stat6在对IL-4和-13的反应中的重要性通过两种细胞因子都未能诱导Arg1表达来证明，即使在Stat6中为100 ng/ml−/−BMDM(图2 B).

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IL-4诱导的BMDM中Arg1的表达依赖于I型IL-4受体和Stat6的表达。（A） 来自WT和γc的BMDM−/−小鼠制备方法图1 A用指示浓度的IL-4或-13未刺激或刺激2 h。细胞被裂解，RNA被纯化并转录到cDNA，并进行RT-PCR以测量Arg1的表达。将结果归一化为18S RNA。实验独立进行三次；显示了来自各个实验的结果的平均值和SEM。（B） BMDM由Stat6缺陷的B6小鼠制备而成，未经处理或用指定浓度的IL-4或IL-13处理。此后，实验按照A进行。实验独立进行了三次；显示了单个实验结果的平均值和SEM。（C） WT和γC的BMDM−/−如图所示，在37°C下用抗IL-4Rα（M1）的阻断抗体处理小鼠1 h，然后用IL-4或-13（分别为10和200 ng/ml）刺激小鼠2 h。细胞被裂解，Arg1 mRNA诱导率如A中所示。

IL-4和IL-13诱导PMs和NIH3T3成纤维细胞的反应

接下来，我们比较了IL-4和IL-13诱导的组织巨噬细胞Stat6磷酸化。我们最初检查了从小鼠腹腔灌洗获得的常驻PM。通常，这些细胞对CD11b和F4/80均呈80-90%阳性。这些细胞甚至比BMDM对IL-4更敏感。IL-4诱导的Stat6 Y641磷酸化在0.1 ng/ml时几乎达到最大值(图3 A，顶部），以及在该浓度的IL-4下，通过未配对的Studentt吨经检验，具有统计学意义（0.014）。与BMDM相比，IL-13在浓度<10 ng/ml时未诱导Stat6磷酸化，而IL-13以1 ng/ml在PM中诱导了大量的Stat6磷酸化度，并且在10 ng/ml时接近IL-4最大值t吨检验结果具有统计学意义（0.020）。与γc形成鲜明对比−/−来自γc的BMDM、PM−/−捐赠者对IL-4的敏感性只有轻微降低，并且对IL-4明显比IL-13更敏感(图3 A，底部）。γc之间Stat6磷酸化程度比较的P值−/−IL-4浓度大于或等于1 ng/ml时，BMDM和PM具有统计学显著性（1 ng/ml，0.003；10 ng/ml，0.046；100 ng/ml、0.0003）。因此，在PM中，IL-4有效地使用II型受体，而BMDM中没有这种受体，并且IL-13在PM中比BMDM中是一种相对更好的兴奋剂。数据以量化图3 B，类似于中的数据图1 B，并代表了五个针对野生型细胞的实验和三个针对γc的实验−/−细胞。总之，IL-4在WT BMDM和PM中似乎是比IL-13更有效的Stat6 Y641磷酸化诱导剂，约为100倍，但功能性I型IL-4受体的缺乏对这两种巨噬细胞的IL-4反应性有着根本不同的影响。

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PM对IL-4高度敏感，但IL-4应答并不完全依赖于IL-4型受体。（A） 从三到五个WT（顶部）和γc中纯化PMs−/−（底部）小鼠腹腔灌洗后粘连。将细胞置于含有2%FBS的培养基中静置2 d，然后用IL-4或-13刺激15 min，或不刺激，并按图1 A.给出了典型实验的结果。（B） WT和γc刺激细胞与非刺激细胞的MFI差异−/−对A中的PMs进行了量化；显示了独立实验的平均值和SEM。对于WT细胞，实验进行了五次；对于γc−/−细胞，三次。（C） PM由WT和γC制备−/−如上所述。按指示刺激细胞2小时或不刺激细胞。此后，按照图2 A.实验进行了三次；显示了独立实验结果的平均值和SEM。（D） 将Tg腹腔注射到5只小鼠中；3天后，将其杀死，并像A中一样对PM进行纯化和分析。实验进行了两次，结果相似。（E） NIH3T3成纤维细胞在含有1%FBS的培养基中饥饿过夜。随后，将细胞置于未刺激状态或用IL-4或-13刺激15分钟。为了研究Stat6 Y641磷酸化，将细胞进行渗透、染色和分析，如图1 A显示了四个独立实验结果的平均值和SEM。

在WT-PMs中，IL-4诱导的Arg1表达略高于IL-13诱导的(图3 C). Inγc−/−PMs、IL-4诱导的Arg1表达略有下降，但与γc相比−/−BMDM中，γc的缺乏仅在所研究的最低细胞因子浓度（1 ng/ml；图3 C).

由巯基乙酸（Tg）诱导的腹腔渗出巨噬细胞对IL-4和-13的反应与常驻PM的反应大致相似，尽管它们对IL-4的敏感性略低于PM，并且在1 ng/ml时对IL-13的响应最小，但在10 ng/ml下表现出相当好的反应(图3 D).

我们还比较了主要或仅表达II型IL-4受体的细胞中IL-4和-13的反应。为此，我们测试了NIH3T3成纤维细胞中Stat6磷酸化对IL-4和-13的反应。随着IL-4和-13浓度的增加，隔夜保存的NIH3T3细胞被刺激15分钟。当浓度>0.1 ng/ml时，IL-13诱导成纤维细胞中Stat6 Y641磷酸化显著优于IL-4(图3 F). 在人肺上皮细胞系（H292）中，20 ng/ml的IL-4和-13诱导免疫沉淀Stat6的酪氨酸磷酸化（图S2，可在http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1).

小鼠单核细胞对IL-4的敏感性增加

单核细胞是在血液中循环的巨噬细胞前体。骨髓中常见的髓系祖细胞分化后，它们被释放到血液中(25). 因为我们假设BMDM可能代表一个相对不成熟的巨噬细胞池，所以我们希望确定这些巨噬细胞前体中IL-4和IL-13诱导的信号是否存在差异，这与我们在BMDM中检测到的差异类似。通过流式细胞术测量Stat6 Y641磷酸化，分析来自WT B6小鼠的小鼠血液单核细胞对IL-4和-13的反应性。IL-4在单核细胞中以0.1 ng/ml的浓度诱导了大量反应，而IL-13需要10 ng/ml才能获得可测量的反应(图4 A). 由于细胞数量的限制，我们没有测试对1 ng/ml或100 ng/ml IL-4或-13的反应性。来自γc的单核细胞−/−小鼠在0.1 ng/ml时对IL-4和-13的反应均较差，在10 ng/ml下对IL-13的疗效略好于IL-4(图4 B). 因此，γc的IL-4敏感性−/−单核细胞与γc相似−/−BMDM。

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I型IL-4受体对于小鼠单核细胞对低浓度IL-4反应的反应至关重要。（A） 从三到四只WT B6小鼠中获得血白细胞。裂解红细胞后，将细胞在含2%FBS的培养基中静置2小时，然后用指定浓度的IL-4和-13刺激15分钟或不刺激。随后，对细胞进行CD11b和F4/80染色，然后进行渗透和Stat6的Y641染色。CD11b的Stat6磷酸化+和F4/80+细胞评估为图1 A.研究IL-4和-13对γc中血单核细胞的影响−/−小鼠（B），在这些小鼠中进行了相同的实验。流式细胞仪图说明了一个具有代表性的实验；细胞因子浓度与ΔMedian的关系图代表三个独立实验的数据；显示了这些独立实验结果的平均值和SEM。

人类单核细胞对IL-4over-13的敏感性依赖于γc，并发生在CD14中你好和CD16你好亚型

人类外周血中大量单核细胞的易获得性和小鼠中相对较少的单核细胞，促使我们检测IL-4和IL-13诱导的人类单核细胞Stat6活化。低至0.1 ng/ml的浓度下，IL-4通过淘洗的人类单核细胞诱导实质性Stat6 Y641磷酸化；在IL-4浓度为1–10 ng/ml时，Stat6磷酸化达到最大值(图5 A). 相反，IL-13在0.1 ng/ml时未引起可检测到的Stat6磷酸化，在1 ng/ml下未引起可监测到的磷酸化；10 ng/ml的IL-13诱导接近最大Stat6磷酸化。与FACS数据一致，如EMSA所示，IL-13在浓度<10 ng/ml时未能诱导Stat6 DNA结合(图5 B)而0.1 ng/ml的IL-4可诱导显著的Stat6 DNA结合。这些结果表明，人类单核细胞对IL-4的敏感性也是IL-13的10-100倍。

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人类单核细胞对IL-4的敏感性高于IL-13。（A） 将来自个体供体的新鲜洗脱的人单核细胞在含有2%FBS的RPMI中培养2小时。使细胞未经处理或用指定浓度的IL-4或-13处理15分钟。随后，将细胞固定、透化并用抗pStat6Y641染色。在指示的流式细胞术单核细胞门检测Stat6磷酸化。对于每个细胞因子浓度，Stat6磷酸化的MFI是通过从单核细胞门（底部）中受刺激样品的中位数减去未受刺激样品中位数得到的。流式细胞仪图显示了五个独立实验的代表性。细胞因子浓度与Δ中位数相关的图表代表了五个独立的实验，包括平均值和SEMs。（B） 去除的人类单核细胞要么不受刺激，要么在37°C下用指定浓度的细胞因子刺激30分钟。然后制备核蛋白提取物，并使用含有放射性标记DNA探针（SBE1）的Stat6结合位点通过EMSA测量Stat6活性水平。（C） 阻断γC可抑制人单核细胞的IL-4反应。实验按B中的方法进行，但细胞用抗人γc的封闭抗体预处理1小时。（D） CD16的差动灵敏度你好和CD14你好单核细胞朝向IL-4和-13。将洗脱的单核细胞按A处理。在固定和渗透细胞之前，用抗CD14和-CD16表面抗体对细胞进行染色。甲醇渗透后，用抗pStat6Y641抗体对细胞进行染色。图中显示了E中4号供者的染色结果。（E） IL-4和IL-13诱导CD14中Stat6磷酸化的结果总结你好和CD16你好来自四个供体的人单核细胞；显示了方法和SEM。（F） CD14中IL-4Rα、γc、IL-13Rα1和IL-13Rβ2的表达你好和CD16你好流式细胞术检测单核细胞数量。通过从同型对照组的MFI中减去特定染色的MFI，并将获得的值除以未染色对照的MFI来量化表达。分析了7名健康献血者的单核细胞；显示了方法和SEM。

γc中和抗体阻断人单核细胞I型受体对IL-13诱导的Stat6 DNA结合活性无抑制作用(图5 C)，但IL-4诱导的Stat6 DNA结合显著降低，表明I型IL-4受体对人类单核细胞的IL-4应答至关重要，尽管有足够的II型受体介导IL-13应答。

人类外周血单核细胞至少由两个亚群组成，即CD14你好/CD16型洛和CD14洛/CD16型你好，约75%为CD14你好/CD16型洛对于这些亚群在体内平衡、感染和炎症反应中的作用仍存在一些争议(26,27)，但CD14你好/CD16型洛通常被认为是炎性巨噬细胞的前体，CD14洛/CD16型你好被认为是常驻巨噬细胞的前体。我们希望确定IL-4和IL-13诱导的反应在这些单核细胞亚群中是否不同。为了排除污染细胞，我们用抗CD3、-CD19和-CD56对淘洗过的人类外周血单核细胞制剂进行染色，以排除T、B和NK细胞。在CD16中你好-阳性门，我们检测到极少污染细胞（CD3，～2%；CD19，～0%；或CD56，～1%），CD14你好人群中，有～5%的CD56+和～3%CD3+细胞，但没有检测到CD19-表达细胞（未发表数据）。我们检测了IL-4和IL-13在这两个亚群中诱导的Stat6 Y641磷酸化。IL-4和-13都能在CD14中较低浓度下诱导Stat6激活你好/CD16型洛比CD14中的洛/CD16型你好人口(图5D). 为了进一步证实这一观察结果，我们将四名独立供体的IL-4和-13反应性与类似结果进行了比较(图5 E).

总之，这些结果证实了IL-4在诱导人单核细胞Stat6活化方面的优势，并且，当I型IL-4受体受到抑制时，这种优势就失去了。最后，CD14你好单核细胞亚群对IL-4和-13的敏感性高于CD16你好单核细胞亚群。单核细胞群之间的差异在对10 ng/ml IL-13的反应中尤其明显。在这方面，CD14你好种群类似于PM种群和CD14洛与BMDM人群相似。根据人类单核细胞群体之间IL-4-IL-13敏感性的差异，我们观察到IL-4Rα、γc和IL-13Rα1在CD14中的表达更高你好流式细胞术检测到IL-13Rα2在两种人群中几乎不表达(图5 F).

BMDM、PM和NIH3T3成纤维细胞中的受体链表达

I型和II型受体组分结合特性的测量以及I型和Ⅱ型IL-4受体的最新结构表征(28)提示相对受体链表达可能提供了调节IL-4和-13相对效力的机制。事实上，对人类单核细胞亚群中受体链表达的分析支持了这一观点(图5 F). 我们通过流式细胞术检测了BMDM和PM上不同受体链的表达，典型染色显示于图6 A。我们量化了来自独立染色的数据图6 Bγc在骨髓基质干细胞和骨髓基质细胞上的表达都很明显，骨髓基质细胞的表达量是骨髓基质细胞表达量的四倍。PMs的IL-4Rα表达是BMDM的2.6倍(图6 B).

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BMDM和PM上I型和II型IL-4受体复合体链的表达。（A） WT和γc中γc和IL-4Rα链的表达−/−BMDM和PM。细胞清洗两次，在4°C下染色20分钟，再次清洗两次并进行流式细胞仪分析。显示了每种细胞类型的典型染色。（B） 显示了7个（BMDM）或5个（PM）独立实验的细胞表面染色定量数据。分析按照图5 F（C）BMDM和PM中IL-13受体的表达。2 × 105裂解BMDM和PM，在PAGE凝胶上分离150μg总细胞裂解物，然后进行Western印迹和IL-13Rα1免疫染色。Ponceau S染色验证了等负荷和转移。

对于小鼠IL-13Rα1，没有合适的单克隆抗体可用。我们未能使用多克隆抗IL-13Rα1抗血清通过流式细胞术检测到可靠的特异性信号。因此，我们通过免疫印迹法检测IL-13Rα1的表达。使用抗IL-13Rα1抗体，我们观察到PM提取物中的～50-kD带比BMDM提取物中的强；Ponceau S染色证实载荷相等。通过密度测定，PM表达的IL-13Rα1是BMDM的2.5倍(图6 C).

因为IL-13Rα1的成纤维细胞−/−最近有报道称小鼠对IL-4有反应(8)，我们检测了NIH3T3细胞上γc、IL-4Rα、IL-13Rα1和IL-13Rβ2的表达。我们没有在这些细胞中检测到IL-13Rα2 mRNA，γc mRNA的表达非常低（未公布的数据）。在蛋白水平上，流式细胞术检测到γc和IL-4Rα的表达水平很低。通过免疫印迹，IL-13Rα1在成纤维细胞中的表达高于BMDM；未检测到IL-13Rα2（图S3，可在http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1).

IL-4和-13作用下功能性受体组合的建模

因此，我们的结果表明，单核细胞和巨噬细胞对IL-4非常敏感，而对IL-13相对不敏感。此外，BMDM和γc源单核细胞的IL-4反应−/−供体严重受损，表明对I型受体有强烈依赖性，而PM通过II型受体对IL-4有有效反应。最后，主要或完全依赖II型受体的成纤维细胞对IL-13比IL-4更敏感。我们如何理解这些差异，尤其是解释γc的能力−/−PM对IL-4的反应优于IL-13和γc−/−BMDM对IL-13的反应等同于或优于IL-4，尽管这两种细胞类型都只使用II型受体？

为了使这些观察合理化，需要考虑各种细胞上关键受体链的相对表达以及描述结合事件的平衡常数。根据我们对受体链表达的流式细胞术测量，PMs的IL-4Rα水平是BMDM的2.6倍；PMs的γc水平是BMDM的4倍；PMs中IL-13Rα1水平是BMDM的2.5倍。BMDM、PM和NIH3T3均未检测到IL-13Rα2的mRNA。巨噬细胞系已显示含有160–2300 IL-4Rα，而NIH3T3细胞含有～500 IL-4R(29,30). 据报道，人类单核细胞是巨噬细胞前体，可能代表类似于BMDM的未成熟巨噬细胞群体，表达约120个IL-13结合位点(31)，推测为IL-13Rα1(32). 为了进行分析，我们假设1000 IL-4Rα、1000γc和200 IL-13Rα1由BMDM表达。PM的相应表达水平分别为2600、4000和500。测量了细胞因子与其结合链结合的平衡常数，而膜相关细胞因子/结合链复合物与γc、IL-13Rα1或IL-4Rα结合的二维平衡常数仍然是自由参数，但可以根据类似膜受体的可用数据进行估计(33)从测量的溶液结合常数(28).

为了建模的目的，我们调整了以下值：IL-4与IL-4Rα的结合，kA类= 1010M（M）−1(34); IL-13与IL-13Rα1，k的结合A类= 0.33 × 108M（M）−1(35); γc与IL-4–IL-4Rα结合，二维kA类=0.01微米2(33); IL-13Rα1与IL-4–IL-4Rα结合，二维kA类=0.01微米2(33); IL-4Rα与IL-13/-13Rα1的结合，二维kA类= 0. 3微米2(33).

受体的相对数量和平衡常数的含义如下。IL-4与IL-4Rα具有高亲和力。因此，IL-4在相对较低的细胞因子浓度下使其结合链饱和。然而，IL-4–IL-4Rα复合物与γc或IL-13Rα1的亲和力较低。这实际上意味着，对IL-4作出反应而形成的信号受体数量（即配体-配体受体-第二链复合体）将对γc或IL-13Rα1链的数量高度敏感。然而，提高IL-4浓度效果甚微。对于IL-13来说，情况完全不同。IL-13以低亲和力结合其配体结合链，因此在低浓度细胞因子下无法实现结合链的饱和。因此，结合IL-13的量随着细胞因子浓度的增加而增加。然而，细胞因子结合链复合物高效地与IL-4Rα结合，因此组装成信号链的结合配体结合链比例很高，并且信号链的数量随着配体浓度的增加而不断增加，直到大多数IL-4R链结合。

基于我们的数据和上述结合常数，我们编写了一个Matlab脚本来预测受体链集合（有关详细信息，请参阅材料和方法）。对于BMDM(图7 A)在有大量IL-4Rα链和γc链，但IL-13Rα1数量有限的情况下，预测IL-4反应良好，因为形成了大量IL-4-IL-4Rα复合物，并且有足够的γc将这些复合物驱动成合理比例的信号链。当γc不存在时，IL-13Rα1的浓度很低，形成的信号复合物数量大大减少。此外，形成的信号复合物的数量大大少于存在的IL-13Rα1链的数量，因为它们被招募到IL-4–IL-4Rα复合物中的效率相对较低。然而，如果使用足够的IL-13，则可以形成响应IL-13的信号链的数量接近IL-13Rα1链的数量，因为IL-4Rα招募到IL-13–IL-13Rβ1复合物是有效的。因此，γc−/−细胞对IL-4的反应很差，但对相对高浓度的IL-13反应很好。

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评估IL-4和-13组装受体复合物的能力。（A） 计算预测IL-4或-13在BMDM中组装受体复合物的能力。计算考虑了受体链组合中的三个主要参数，即：；估计的受体链表达；已知的细胞因子/细胞因子结合受体链的一级结合效率和估计的细胞因子-细胞因子结合接收器与第二受体链的二级结合效率（详细值见正文）。（B） 受体复合物预测组合的计算如下所示图7 A根据我们的研究结果，使用2.6倍的IL-4Rα、4倍的γc和2.5倍的IL-13Rα1图6（C）在NIH3T3中，γC的表达很低或不存在（图S3）。上述计算仅包括分析中IL-4Rα和IL-13Rα1的表达。图S3可在http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1.

在PM中(图7 B)IL-13Rα1水平是BMDM的2.5倍。这导致细胞对IL-13的敏感性更高，因为在相对较低的细胞因子浓度下可以组装足够数量的IL-13–IL-13Rα1复合物，这些复合物可以有效地招募IL-4Rα。由于γc和IL-13Rα1的数量增加，在较低浓度下也能对PM中的IL-4产生反应。事实上，由于IL-13Rα1的数量增加，γc的丢失对IL-4反应的影响不大。

根据模型，细胞因子浓度（100 ng/ml或更低）可形成35-40个信号复合物，从而实现对IL-4和-13的最大反应。IL-13>100 ng/ml的浓度不能引起更大的反应，尽管事实上它们会聚集更多的信号复合物。然而，细胞因子浓度的大幅增加可能导致反应增加，可能是通过招募新的信号中间产物。

该模型表明，在BMDM中，对0.1–1 ng/ml IL-4和～100 ng/ml的IL-13可形成15个信号复合物，但在γc−/−细胞。相反，在PM中，对0.1 ng/ml IL-4和略高于10 ng/ml的IL-13产生反应，形成了>15个信号复合物。删除γc会增加IL-4的所需浓度，以形成15个信号复合物～10倍，但1 ng/ml仍足以达到这个数字。

最后，在成纤维细胞中(图7 C)在细胞因子浓度>10 ng/ml时，IL-13表现出较强的组装功能性受体复合物的能力。对于成纤维细胞分析，根据文献，我们使用了IL-4Rα（500/细胞）和IL-13Rα1（1000/细胞）的表达值(30,36).

讨论

Th2细胞因子IL-4和-13在寄生虫感染和过敏性炎症条件中的作用已得到充分证实(三,37). 虽然大多数结果表明，IL-4在确定将发生的免疫反应的特征方面发挥着主要作用，IL-13是过敏性炎症的主要介质，但相对而言，对这些细胞因子对各种细胞类型的相对效力知之甚少。

最近发表的IL-4-IL-4Rα与γc和IL-13Rα1以及IL-13-IL-13Rα1与IL-4Rα的晶体结构为这些相互作用提供了有价值的信息(28). IL-13Rα1细胞外部分独特的顶部安装的类Ig结构域似乎在决定IL-13–IL-13Rβ1二元复合物与IL-4Rα的结合效率以及IL-4-IL-4Rα二元复合体与IL-13Rγ1相对较弱的结合效率方面发挥了重要作用。前一个绑定事件有一个解决方案KA类0.5×108M（M）−1后者是KA类2.106M（M）−1，表明完全相同的受体链，由不同的“驱动”细胞因子以相反的顺序组装，表现非常不同。该热力学数据以及之前对结合亲和力的溶液测量，构成了我们模型的基础，以解释IL-4和-13如何与具有相同受体的细胞结合，从而使这两种受体的相对丰度决定了对这两种细胞因子的相对敏感性。

II型IL-4受体广泛表达，而I型IL-4主要局限于造血细胞。由于小鼠淋巴细胞不表达IL-13Rα1，巨噬细胞是少数同时表达I型和II型IL-4受体的细胞类型之一，为研究IL-4和IL-13通过这两种类型的IL-4受体诱导的信号传递提供了一个容易获得的模型。此外，由于缺乏γc不会干扰巨噬细胞的发育(20)I型IL-4受体在不同巨噬细胞群中的作用很容易解决。我们还测试了小鼠成纤维细胞和人气道上皮细胞的反应，这两种非造血细胞类型被认为只表达II型受体。我们仅限于研究IL-4和-13对Stat6激活和Stat6介导的基因表达的影响。然而，值得注意的是，据报道，IL-4在诱导Stat6完全激活的IL-4和-13浓度下以γc依赖方式激活IRS-2的能力优于IL-13（未公布的数据）。

当我们完成这项研究时，我们发现，使用来自IL-13Rα1的PM和BMDM−/−小鼠体内替代性巨噬细胞激活并不绝对需要IL-13(8). 与这些发现一致，我们发现IL-4比IL-13对WT BMDM中Arg1表达的上调作用更强。此外，我们观察到PM中IL-4和-13反应性增强的模式。考虑到这里使用的不同细胞类型，IL-4和-13反应的比较表明，相对未成熟的巨噬细胞（单核细胞和BMDM）严重依赖I型受体；这导致他们对IL-13相对不敏感。较成熟的组织巨噬细胞（PM）对IL-4仍极为敏感，但缺乏I型受体表达对IL-4反应的影响不大。这表明PM有一种额外的机制来维持IL-4信号，而BMDM没有这种机制。很明显，IL-13Rα1的表达程度可以解释这种差异。事实上，PMs中IL-13Rα1的表达升高。

人类单核细胞至少由两个亚群组成，即CD14你好/CD16型洛和CD14洛/CD16型你好细胞。尽管对这些细胞的功能特性仍存在争议，但基于其通过正常内皮细胞迁移的能力，CD14你好/CD16型洛细胞被认为是炎症性的，而CD14洛/CD16型你好细胞是“寄居”单核细胞，向寄居的巨噬细胞池中摄取(26). CD14的敏感性你好/CD16型洛与CD14相比，IL-4和-13的细胞数量增加洛/CD16型你好细胞。事实上，小鼠BMDM和人类CD14之间Stat6的Y641的磷酸化模式惊人地相似洛/CD16型你好单核细胞，而小鼠PM和人类CD14你好/CD16型洛单核细胞彼此相似。尽管我们观察到阻断γc使表面健康供体的人单核细胞对IL-4无反应，但值得注意的是，患有功能失调Jak3激酶的严重联合免疫缺陷病（SCID）患者的单核细胞对于IL-4和-13的反应具有相对相似的效力(38). 因此，详细研究该患者单核细胞中IL-13Rα1的表达水平将是非常有意义的，因为该患者可能具有升高的IL-13Rα1表达以补偿功能失调的I型IL-4R信号传导，这可能解释了与我们的发现的差异。

由于IL-13Rα1缺陷小鼠在寄生虫感染期间表现出加剧的Th2反应，因此有人认为II型IL-4受体在体内Th2反应中起抑制作用(8). 然而，也可以认为IL-13Rα1的无能−/−驱逐老鼠巴西尼波氏线虫寄生虫使小鼠受到更长时间的抗原刺激，从而增强Th2反应，类似于在IL-13缺陷小鼠中观察到的情况，尽管Th2细胞因子反应强烈，但这些小鼠也无法排出寄生虫(39).

IL-13Rα2被认为是IL-13的诱饵受体；它以高亲和力结合IL-13(40). 尽管进行了不懈的努力，但我们在BMDM、PM或NIH3T3细胞中没有检测到任何IL-13Rα2 RNA表达（未发表的数据），这表明BMDM与PM中IL-13诱导信号强度的观察差异不是由抑制性IL-13受体的表达引起的。

在NIH3T3成纤维细胞中，IL-13在诱导Stat6磷酸化方面优于IL-4。IL-4和-13在人肺上皮细胞系（H292）中诱导了相当程度的Stat6磷酸化。结合Th2应答中产生的IL-13多于-4的观察结果，IL-4Rα和-13Rα1的相对丰度解释了IL-13而非IL-4在非造血细胞介导效应器功能中的中心作用(9–11).

我们提出了一个模型，该模型基于三个受体链的相对表达以及这些链对配体的相对亲和力，解释了这些不同细胞类型的效力差异。对IL-4和-13反应的“逻辑”的基本区别是，IL-4与IL-4Rα的亲和力非常高，允许其在非常低的浓度下捕获细胞因子。然而，信号复合物的构建相对低效，因为IL-4–IL-4Rα复合物对γc或IL-13Rα1的亲和力非常低，因此当这些链受到限制时，IL-4的反应会严重减弱。相反，IL-13Rα1结合IL-13的效率较低。组装IL-13–IL-13Rα1复合物需要高浓度的IL-13，但随后的步骤，即IL-4Rα的结合相对有效，因此如果使用足够多的IL-13.，就可以组装大量的信号复合物。应该指出的是，其他更复杂的模型是可能的，特别是如果信号复合物形式的多聚体以及这些形式是否具有独特的信号能力。

有两个功能重叠的细胞因子受体的原因可能是什么？如前所述，IL-4对免疫球蛋白类别转换和Th2分化至关重要。这很容易解释，因为在小鼠中，淋巴细胞上不表达IL-13Rα1，因此这些细胞不能与IL-13结合。相反，IL-13是关键的效应细胞因子。阻断IL-13而非IL-4可以抑制小鼠的气道超敏反应(9–11). IL-13（而非IL-4）对驱除体内寄生虫至关重要巴西诺卡菌感染(8,39). 这些发现可以用IL-13对非造血细胞的效力相等或更大以及过敏性炎症反应中产生的IL-13量更大来解释，这些炎症反应在炎症部位持续（或产生）的时间可能比IL-4长(41). 过敏性炎症反应期间的血清IL-13浓度通常可以检测到，而IL-4的含量很少可以测量。例如，在比较特应性患者PBMC对螨变应原的反应时，细胞培养上清液中IL-13的水平比IL-4高约28倍(42). 在另一项研究中，用抗CD3单克隆抗体刺激48小时的健康供体PBMC表达的IL-13比-4多10倍，这是ELISA从上清液中测定的结果(43). 同样有趣的是，短期（3天）给B6小鼠注射IL-4比同样量甚至更多量的IL-13产生的毒性大得多（未公布的数据）。

当只有IL-4Rα和IL-13Rα1可用时，与用于控制IL-4-IL-13系统相对敏感性的调节机制不同，其他具有共同信号机制的细胞因子系统通过控制键结合链的表达来调节其对不同配体的敏感性。在IL-3细胞因子家族中，特定α链（IL-3Rα-、IL-5Rα-或GM-CSFRα-链）的表达触发了普通β链的异二聚化，从而启动信号传导。因此，髓系细胞通过控制α链的表达来调节其对这些细胞因子的反应性(44). 对于IL-2和-15，两者都使用IL-2Rβ–IL-2Rγ复合物，特异性取决于IL-2Rα或IL-15Rα的表达(45)对于共享IL-7Rα链的IL-7和TSLP，特异性取决于γc和TSLPR的相对表达(46). 在这方面，IL-4–IL-13系统显示了一种新的机制来调节不同细胞类型对这两种细胞因子的反应，这两种因子在结构上相似，但功能上却截然不同。

总之，这些观察结果和本文的结果与以下情况一致。在Th2应答期间，早期低浓度IL-4的产生可引发有效的Th2型单核细胞应答。随着炎症的持续，IL-13的产生增加，血清中IL-13浓度也会增加，从而可以诱导造血细胞和非造血细胞的有效反应。与IL-13相比，IL-4的高毒性可能解释了为什么IL-4浓度保持在低水平，而IL-13可以大量产生。IL-13对非造血细胞具有同等或更大的刺激能力，使其成为主要的效应细胞因子。

材料和方法

小鼠和细胞培养。

野生型，γc−/−和Stat6−/−C57BL/6J小鼠从杰克逊实验室获得。日本3−/−老鼠(47)由J.O'Shea（马里兰州贝塞斯达国立卫生研究院国立关节炎、肌肉骨骼和皮肤病研究所）提供。小鼠保存在国家过敏和传染病研究所特定的无病原体动物设施中，实验是根据国家过敏和感染病研究所动物护理指南批准的方案进行的。为了获得BMDM和PM，使用了先前描述的方法(48). 在含有10%FBS、青霉素/链霉素、2 mM的eMEM培养基中分化BMDM我-谷氨酰胺、0.02%碳酸氢钠和30 ng/ml M-CSF（研发系统）。通常，在8-10天后，BMDM培养物中>95%的细胞的CD11b和F4/80表面标记物呈阳性。在用细胞因子刺激BMDM之前，细胞在含有2%FBS且不含M-CSF的培养基中处于饥饿状态。腹腔冲洗后，在含有2%胎牛血清、谷氨酰胺、10 mM Hepes、青霉素/链霉素、50μM 2-巯基乙醇和非必需氨基酸的RPMI中培养PMs过夜。在一个典型的实验中，培养的细胞对CD11b和F4/80的阳性率为80-90%。BMDM和PM均培养在非组织培养处理的平板上，以减轻细胞从平板上的机械剥离。NIH3T3和H292细胞取自美国型培养物收集，在与含有10%FBS的PMs相同的培养基中生长；它们在含有2%FBS的RPMI中培养2小时，然后用人IL-4（R&D Systems and Peprotech）或人IL-13（R＆D Systems andPeprotecH）刺激。所有细胞保持在37°C和5%CO2.

抗体。

对于Western blotting，使用从细胞信号技术和表观学获得的抗pStat6和-Stat6抗体。对于小鼠，用于流式细胞术的抗体如下：pStat6、γc、IL-4Rα、CD11b、F4/80（BD Biosciences）。对于人类细胞，用于流式细胞术的抗体如下：CD3、CD14、CD16、CD56、CD124、CD132、pStat6（BD Biosciences）、CD19（eBioscision）和IL-13Rα2（Diaclone）。用生物素化多克隆抗IL-13Rα1抗体（R&D系统）测定人细胞上的IL-13Rβ1。先前已经描述过针对IL-4Rα链（M1）的阻断抗体(49); γc阻断抗体来自R&D Systems。用Santa Cruz Biotechnology的多克隆抗IL-13Rα1抗体对小鼠IL-13Rβ1表达进行Western blot分析。用单克隆抗小鼠IL-13Rα2抗体（R&D Systems）对小鼠IL-13R-α2进行Western blot分析。抗凝集素抗体购自圣克鲁斯生物技术公司。

逆转录聚合酶链反应。

根据制造商的说明，使用RNeasy试剂盒（QIAGEN）从受刺激细胞中分离出总RNA。使用SuperScript II RT-PCR第一链合成系统（Invitrogen）将等量的总RNA反转录到cDNA。使用7900HT序列检测系统（Applied Biosystems）进行定量PCR反应。用于检测Arg1、IL-4Rα、IL-13Rα1、γc-chain、IL-13R-α2（FAM-MGB探针）的引物/探针组，以及用于检测18S核糖体RNA的TaqMan核糖体核糖核酸控制试剂（VIC-MGB探针。检测基因的mRNA水平归一化为18S核糖体RNA。

电泳迁移率变化分析。

核蛋白提取物是从细胞因子处理的细胞中通过修饰制备的(50)原始方法的(51). 基于人类IL-1ra基因启动子中的DNA序列的双链寡核苷酸探针（SBE1）被用作凝胶位移分析的探针(52). 该寡核苷酸含有N4型GAS元件，该元件优先结合Stat6，但不结合Stat1。如前所述进行结合反应(53). 使用0.25x三硼酸-乙二胺在非变性6%聚丙烯酰胺凝胶（Invitrogen）上电泳每个结合反应混合物的一部分（每个样品8μl）-N个,N个,N个′,N个四乙酸缓冲液（22 mM Tris-HCl，pH 8.0，22 mM硼酸盐和0.5 mM乙二胺-N个,N个,N个′,N个′-四乙酸）。随后将凝胶干燥并通过放射自显影术进行可视化。

蛋白质印迹。

2 × 105在Triton裂解缓冲液中裂解BMDM或PM细胞。在12%PAGE-gel上分离150μg来自BMDM和PM的总细胞裂解液，然后进行Western印迹并用IL-13Rα1抗体探测过滤器（Santa Crutz Biotechnology）。根据制造商的说明，使用SuperSignal West Dura Extended Dura Substrate-kit（Thermo Fisher Scientific）进行检测，并通过Ponceau s染色或用肌动蛋白抗体重制过滤器来确认等负荷。

流式细胞术。

用FACS缓冲液（1X PBS，0.1%BSA）洗涤后，用上述抗体对细胞表面标记物进行染色。对于pStat6细胞内染色，用4%多聚甲醛固定细胞，用冰镇90%甲醇渗透，然后在RT下染色30分钟，然后用FACSCalibur清洗细胞并进行分析。对于每种不同的细胞类型，pStat6抗体的特异性通过使用非特异性的同型对照进行验证。与未刺激的细胞相比，在任何细胞类型的同种型对照下，在100ng/ml的IL-4或-13刺激下均未检测到移位。

统计分析。

图表上的所有误差条均显示±SEM图3 B，其中仅显示+SEM，以使图形更易于阅读。所有P值均使用未配对学生的t吨测试。

数学建模。

我们使用Matlab计算了与细胞因子（IL-4或IL-13）和第二受体链（γc或IL-13Rα1分别用于IL-4结合，仅IL-13Rβ1用于IL-13结合）结合的受体（IL-4Rα）的比例，作为细胞因子浓度的函数。详细脚本如图S4所示（可在http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1). 对于平衡时结合的简单受体（R）-配体（L），连接受体的浓度[R:L]除以自由受体[R]和配体[L]浓度的乘积等于结合常数KA类对于反应：

方程式M1

因为受体的总浓度[R0]等于游离[R]和连接受体[R:L]的浓度之和，我们可以用[R]替换[R]0]–[R:L]以获得作为配体浓度[L]和关联常数K函数的配体受体分数A类:

方程式M2

对于IL-4或IL-13与IL-4Rα，然后与γc或IL-13Rα1的两步结合，我们首先计算了与细胞因子结合的IL-4Rβ链的分数，然后类似地计算了与γc和IL-13Rβ1结合的这些链的分数。第二步是二维结合过程，使用二维浓度（每个膜面积的受体数量）和二维结合常数进行处理。IL-13结合被类似地对待，除了第二步只涉及与一个可能的结合伙伴IL-4Rα结合。

在线补充材料。

图S1和S2显示了Stat6对WT小鼠BMDM和H292人气道上皮细胞中IL-4和-13的酪氨酸磷酸化反应。图S3显示NIH3T3细胞中IL-4Rα、γc、IL-13Rα1和IL-13Rβ2的表达。图S4提供了用于计算受体复合物组合的Matlab脚本。本文的在线版本位于http://www.jem.org/cgi/content/full/jem.20080452/DC1.

补充材料

【补充材料索引】

致谢

作者希望感谢细胞因子生物学部门的支持。我们特别感谢L.Guo博士、R.Yagi博士和J.Zhu博士的宝贵意见，感谢J.D.Milner博士与我们分享未发表的结果。感谢J.Hu-Li、C.Watson和X.Chen博士的出色技术援助。感谢N.Heller博士、X.Qi博士、K.A.Shirey博士、S.N.Vogel博士和A.D.Keegan博士与我们分享未发表的结果。M.Janka-Junttila博士在人类单核细胞研究方面提供了宝贵的技术援助。感谢雪莉·斯塔恩斯的编辑协助。

这项工作得到了国家过敏症和传染病研究所校内项目、芬兰文化基金会、芬兰医学基金会和埃米尔·奥尔顿基金会的支持。

作者没有相互冲突的经济利益。

笔记

使用的缩写：Arg、Arginase；BMDM、BM源性巨噬细胞；电泳迁移率漂移分析；γc、IL-2受体γ链；胰岛素受体底物IRS；MFI，荧光强度中值；PM，腹腔巨噬细胞；Tg，巯基乙酸盐；TLR，Toll样受体。

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文章来自实验医学杂志由以下人员提供洛克菲勒大学出版社