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美国国家科学院院刊。2008年9月2日；105(35): 12979–12984.
2008年8月27日在线发布。 数字对象标识：10.1073/pnas.0806437105
预防性维修识别码：项目经理2529074
PMID：18753622

PC3前列腺癌细胞株中Polycomb抑制标记的频繁转换和DNA超甲基化

Einav Nili Gal-Yam公司,*†‡ 格尔达·艾格,*‡ 利奥·伊尼古兹,§ 希瑟枪套,§ 施泰因格里穆尔·埃纳尔松,§ 张新民,§ 乔伊·C·林,* 梁刚宁,* 彼得·琼斯,*和阿莫斯·塔奈‖
作者信息 文章注释 版权和许可信息 PMC免责声明

关联数据

补充资料

摘要

表观遗传重编程在癌症中常见，并被假设涉及多种机制，包括DNA甲基化和多梳抑制复合物（PRCs）。在这里，我们设计了一种新的实验和分析策略，使用定制的高密度瓷砖阵列来研究基因表达、DNA甲基化和Polycomb标记的协调模式，这些标记将前列腺癌细胞与正常细胞区分开来。表观基因组景观中的三个主要变化区分了这两种细胞类型。含有CpG岛的发育重要基因在正常细胞中被PRC沉默，获得DNA甲基化沉默并失去PRC标记（表观遗传转换）。因为这些基因通常是沉默的，这个开关不会引起从头开始抑制，但可能显著降低表观遗传可塑性。另外两组基因被其中一组沉默从头开始DNA甲基化无PRC占用（5mC重编程）或从头开始无DNA甲基化的PRC占用（PRC重编程）。我们的数据表明，这两种沉默机制平行作用于对癌症表观基因组进行重新编程，DNA超甲基化可能取代关键调控基因附近基于多囊的抑制，可能降低其调控可塑性。

关键词：空间聚类、DNA甲基化、MeDIP标准化、Polycomb

生化过程包括DNA胞嘧啶甲基化和组蛋白修饰相互作用，以确保表观遗传状态的稳定性。这些过程在癌症中明显改变，并有助于建立和维持恶性表型(1). 最近的发现和技术发展极大地扩展了我们对细胞表观遗传结构的理解，揭示了丰富的组蛋白修饰和蛋白质复合物的调控库(2,三). 染色质调节复合物，尤其是Polycomb抑制复合物（PRCs）家族，在H3K27处介导三甲基化，在癌细胞中高度活跃(4). 多能干细胞（ESC）中多梳活性的研究(5–7)揭示了关键发育调节因子附近的基于多聚体的广泛抑制模式，其中许多是已知的癌症DNA超甲基化靶点(8). 因此，有必要在一个相干细胞集中同时综合观察DNA甲基化和组蛋白修饰，在该细胞集中，适当的假定正常细胞对应物与其恶性状态进行比较。

关于PRC和DNA甲基化机制之间相互作用的证据是部分的，有时是相互矛盾的。ESC PRC靶点与肿瘤高甲基化的相关性(8)或报道H3K27me3标记在特定的超甲基化CpG岛富集(9)，导致了对潜在过程的多重机械假设。胚胎癌细胞PRC区DNA甲基化缺失(10)以及癌细胞中PRC2组分（EZH2）敲除后DNA低甲基化(11)进一步证明PRC和DNA甲基化之间的相互作用可能不像之前所建议的那样直接(12). 事实上，最近对胚胎干细胞的分析表明，DNA甲基化和PRC针对不同的基因集进行抑制(13,14). 同样，对前列腺癌细胞的系统分析表明，癌细胞中具有高H3K27me3水平的启动子通常不是高甲基化的(15). 进化分析表明，中华人民共和国占用率与CpG岛屿之间存在紧密联系(16)但提示ES细胞中的PRC活性与生殖系中的甲基化是对抗的，而不是允许的。综上所述，目前的证据对DNA甲基化与Polycomb系统之间相互作用的性质留下了许多疑问。

结果

基于阵列的综合表观基因组分析。

我们开发了一种系统的方法来表征一组精心选择的1800个启动子在原代前列腺上皮细胞（PrEC）和PC3前列腺癌细胞系中的组合表观遗传学状态[支持信息（SI）图S1]。我们选择了具有高和低CpG含量的平衡启动子组和四个PC3/PrEC表达谱（PC3被抑制、组成不活跃、组成活跃和PC3诱导，参见方法). 围绕这些启动子的区域[其注释转录起始位点（TSS）上游2.5 kb和下游1 kb]以20 bp的分辨率平铺在高密度阵列上。HOXA和ApoB集群周围的额外半兆基址邻近区域被纳入额外控制。

我们通过结合5-甲基胞嘧啶免疫沉淀[MeDIP(17–19)]靶DNA和用M.SssI处理至完全甲基化的DNA。M.SssI数据为我们在不同G+C含量区域的实验读数和CpG密集位点的富集饱和度提供了校准。结合新的计算归一化方案，这使得DNA甲基化水平在高分辨率下的精确和仔细控制量化成为可能(方法,图S2和S3).

将定量DNA甲基化图谱与PRC组分（SUZ12）和PRC组蛋白标记H3K27me3在两种细胞类型中的占有率的高分辨率数据相结合，并用新算法对整合图谱进行了剖析。使用单个实验平台来探测几个表观遗传标记的分布对于解释数据至关重要。通过我们的实验设计、改进的DNA甲基化分析方法以及综合实验和分析策略，我们能够全面表征将正常前列腺上皮细胞与PC3癌细胞系区分开来的表观遗传重编程。

沉默的CpG群岛中广泛的PC3 DNA超甲基化。

我们首先研究了基因表达和DNA甲基化空间模式之间的相关性。我们比较了不同CpG含量启动子的甲基化(19)使用M.SssI处理的对照作为基线，以反映全部潜在甲基化(图1A类). 我们观察到甲基化的活性依赖性缺失(图1B类和图S4)两种细胞类型中CpG含量（LCG）较低的启动子的TSS周围。按照类似的趋势，具有中间（ICG）和高（HCG）CpG含量的活性启动子在PC3和PrEC中均未甲基化。然而，虽然正常细胞中的非活性HCG启动子通常也未甲基化，但PC3细胞在这些启动子处几乎表现出完全甲基化（79%的低表达基因CpG岛探针的PC3标准化MeDIP值>-5，图S5). 因此，这些细胞几乎完全甲基化了它们所有的非活性启动子（包括那些在PrEC细胞中已经不活跃的启动子和那些从头开始压抑，见下文）。与高CpG含量启动子未甲基化的正常细胞相比，无论基因中CpG的含量如何，都可以观察到这种超甲基化。

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甲基化和基因表达。(A类)M.SssI控件。所示为相对于TSS的空间容器中免疫沉淀M.SssI处理DNA的标准化甲基化水平的中位数。我们分别绘制了三个CpG含量范围的启动子[高CpG（HCG）含量、中等CpG浓度（ICG）和低CpG内容（LCG）](19). 在每个组中，我们将高表达基因（log2表达>10）与低表达基因（log2表达<7）进行比较。正如预期的那样，对照组三组中每一组的活性和非活性基因的甲基化能力相似。当标准化MeDIP数据时，我们使用M.SssI数据来补偿可变CpG含量。(B类)空间甲基化模式。显示了PrEC的中位数(上部)和PC3（下）相对于TSS，空间盒中的归一化甲基化值。正常细胞在LCG的起始位点附近表现出活性依赖性甲基化缺乏，在ICG中表现出较小程度的甲基化缺乏。在所有CpG含量范围内，癌细胞表现出与不活动相关的甲基化。(C)表达-甲基化相关性。图中所示为计算出的与TSS和基因表达相关的200 bp基因座甲基化之间的Spearman相关系数。这些图表证实了甲基化和低CpG含量TSS在两种细胞类型中的表达之间的负相关。数据还表明，在癌细胞中建立的高CpG含量启动子的甲基化-表达呈强负相关。

如所示图1C，低CpG含量启动子的甲基化和表达在两种细胞类型中均观察到显著的负相关[PrEC，P（P）< 10−8; PC3、，P（P）< 3 × 10−4（矛兵）]。这个结果与最近的一项研究不一致(19)对成纤维细胞进行的研究表明，低CpG含量TSS区域的甲基化与RNA PolII活性无关。我们表明，根据我们的增强协议对先前研究中的数据进行重新规范化解决了这一矛盾(SI文本和图S4). 我们还提供了实验验证（亚硫酸氢盐测序和RNA PolII ChIP），以证实PC3细胞和成纤维细胞中低CpG含量启动子的特定示例的相关性(图S4). 我们得出结论，TSS周围的低密度DNA甲基化很少与PolII占用和/或活性转录共存。对HOX簇的高甲基化和低甲基化的额外观察表明，表观遗传重编程可以跨越单个基因以外的区域(SI文本).

PRC2和DNA甲基化在PC3细胞中发生转换。

接下来，我们研究了参考生殖细胞肿瘤（NCCIT）和前列腺细胞中三种多囊相关蛋白（H3K27me3和PRC2成分SUZ12和EZH2）的水平。我们发现，与正常细胞相比，NCCIT和PC3细胞中PRC2组分和H3K27me3标记的总丰度显著高于正常细胞(图2A类). 然后，我们使用我们的阵列来研究H3K27me3和SUZ12占用率的分布，并将其与我们的DNA甲基化谱进行比较。出乎意料的是，尽管Polycomb系统在全球PC3中更为活跃，但我们在阵列上检测到PRC占用率下降和增加的情况(图2B类). 值得注意的是，我们的数据显示，与PrEC相比，PC3细胞中几乎所有丢失H3K27me3的基因座都出现了大规模DNA超甲基化(图3A左边对于CpG岛，图S6非CpG岛屿）。H3K27me3标记减少至少两倍的基因座中，88%的基因座在PC3中被甲基化（甲基化>−5个单位），相比之下，只有26%的基因座没有观察到H3K27me3水平的变化(图3A中间，PrEC甲基化<−10单位探针的统计数据，P（P）< 10−150KS检验，显著性独立于阈值）。在获得H3K27me3标记的基因座中未观察到DNA甲基化的急剧变化(图3A正确). 相反，获得DNA超甲基化的位点经常但不总是从PC3的H3K27me3标记中耗尽(图3B右侧). PC3 DNA甲基化水平不变或降低的位点(图3B中心和左侧)我们通常观察到没有变化的H3K27me3标记。

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PC3细胞中Polycomb标记的增加和减少。(A类)NCCIT、PC3和PrEC细胞中的PRC成分和标记。显示了蛋白质印迹结果，描绘了PrEC、PC3和参考NCJIT（生殖细胞肿瘤）细胞中SUZ12、EZH2和H3K27me3的水平。PC3中这些酶和H3K27me3标记的水平很高，与多功能、未分化NCCIT细胞中的水平相当。PrEC细胞中的多梳成分和标记明显较低，但仍有表达。(B类)PC3细胞中H3K27me3/SUZ12的增益和损耗。显示了两个基因组区域。FAM58A区域显示PC3中PRC标记的增加以及DNA甲基化的最小变化。PAX7区域PC3中PRC标记缺失，并获得广泛的DNA超甲基化。

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表观遗传转换和重编程。(A类)差异DNA甲基化作为H3K27me3的功能改变。所示为标准化PrEC(x个-轴）和PC3(年-轴）反映两倍下降的探针MeDIP值(左侧)，没有变化(中心），或增加两倍(赖特)PC3中H3K27me3占用率相对于PrEC。H3K27me3缺失意味着90%的病例中存在高甲基化(左侧). 仅显示了CpG岛探针的数据；看见图S6低CpG含量地区的趋势。(B类)差异H3K27me3作为DNA甲基化变化的函数。所示为PrEC(x个-轴）和PC3(年-轴）反映DNA低甲基化的CpG岛探针的H3K27me3值（>10个标准化MeDIP单位，左侧)，不变的DNA甲基化(中心）和DNA超甲基化（>15个标准化MeDIP单位，赖特). H3K27me3标记的耗竭是在显著部分中观察到的，但不是所有的高甲基化位点。请参见图S6获取非CpG岛探测器的数据。(C)表观遗传转换和重编程的趋势。为了概率地概括上述散点图中显示的观察结果，并整合来自相邻探针的信息，我们开发了一种基于HMM的新算法，将阵列上的每个探针指定为表观遗传模式(方法和图S7和S8). 图中显示了三种表观遗传变化模式的基因组示例，这三种模式在散点图中得到了识别，并通过算法得到了确认。PC3中失去PRC标记并获得DNA甲基化的区域被定义为切换位点。在PC3中独立获得PRC标记或5mC标记的区域分别被定义为PRC-或5mC重编程基因座。阵列上被注释为三种模式中每一种模式的探针百分比显示在基因组示例下面；请注意，这些并不一定代表基因组百分比，因为CpG岛在阵列上的代表性过高。(D类)空间表观遗传模式的功能分析。显示的是根据与其相关的表观遗传模式（红色，切换；蓝色，PRC重编程；黄色，5mC重编程）进行颜色编码的基因启动子（行）。我们绘制了不同启动子组的数据(上部)和低(下部)CpG含量和不同的表达特性(方法). 白框表示缺失的数据（在重复序列或启动子中，我们的数组中只覆盖了一部分）。数据表明，表观遗传转换在PrEC和PC3细胞中组成性低表达的高CpG含量启动子中起主导作用。受PRC和5mC重编程影响的基因座富含从头开始在PC3中被抑制。

PC3细胞开关和重编程的系统特性。

PC3细胞中DNA甲基化重编程和H3K27me3之间的显著相关性可归纳为三种模式或模式（参见图3C). 丢失H3K27me3标记的位点获得DNA甲基化(表观遗传转换). 在H3K27me3中观察到额外的DNA超甲基化没有变化(5mC重新编程). 最后，从头开始观察到H3K27me3没有DNA甲基化的变化(PRC重新编程). 为了进一步描述这些模式，并确保它们概括了我们数据中表观遗传变化的所有全球模式，我们开发了一种新的无监督分析方法，以剖析综合表观遗传剖面。我们的新算法（“空间聚类”）使用几个模式每一个都代表了两个品系中Polycomb标记和DNA甲基化的特定水平。该算法进一步假设相邻位点可能由相同的模式表示，并学习一组模式和它们之间基于隐马尔可夫模型（HMM）的连接，以便对数据进行最佳解释(方法). 重要的是，我们的算法学习到的最佳模型符合上述三种趋势（除了几种静态表观遗传模式外）(图S7和S8). 我们的结论是，在很大程度上，PrEC和PC3之间的表观遗传差异是由DNA超甲基化和H3K27me3水平的三种相关和独立的变化机制引起的。也可以观察到其他趋势（如DNA低甲基化），但在我们的数据中反映了更多的局限性和特异性病例。

组分抑制基因发生转换，德诺沃PRC2和DNA甲基化与德诺沃基因抑制。

表观遗传转换和重编程如何影响邻近基因的调控？为了解决这个问题，我们使用我们的PC3/PrEC表观遗传重编程模型来研究具有不同调控动力学的基因附近表观遗传变化的分布。结果(图3D类)反映了表观遗传模式和基因调控之间的紧密联系。红色显示的表观遗传转换几乎完全与构成性抑制基因相关(P（P）< 10−50超几何），在从头开始在PC3中被抑制。有趣的是，与这种表观遗传学趋势相关的基因是人类ESC（hESC）中的PRC靶点（见图S7并包括癌症中DNA超甲基化的一些特征明确的标记（例如，GATA4、MYOD1等，表S1). 因此，数据表明，中华人民共和国在人胚胎干细胞中靶向的CpG岛DNA超甲基化与从头开始PC3中的基因抑制与PRC标记缺失共存。另一方面，在以下基因附近观察到蓝色显示的PRC重编程：从头开始PC3细胞中被抑制(P（P）< 10−50超几何检验）。值得注意的是，这种模式的特点是DNA甲基化水平不变，其空间分布偏向TSS上游区域。黄色显示的5mC重编程也在从头开始受抑制的基因，但其空间分布集中于TSS本身。密切观察(图4C,赖特)表明这两种重编程趋势有时可能发生在同一启动子上，但通常是脱节的。[注意，围绕组成性高表达基因映射的超甲基化分布在远离TSS的地方（参见图S9)].

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DNA甲基化和PRC招募模型。图示为示意图。箭头代表转录；填充（空）圆圈表示甲基化（非甲基化）CpG基因座。(A类和B类)PC3细胞中被动DNA甲基化的示意模型。根据该模型，甲基化系统盲目地甲基化所有未被物理掩盖的CpG。显示了两种可能的掩盖机制，第一种涉及活性基因TSS周围的转录起始复合物（RNA PolII和相关染色质标记），第二种涉及PRC。只有在从头开始DNA甲基化机制是活跃的，无论是在发育早期[其中掩蔽减少了进化中的CpG丢失并促成了CpG岛的出现(16)]或作为癌症异常监管计划的一部分。支持该模型的实验观察包括PC3中沉默TSS的扫查超甲基化(图1)以及PC3中失去PRC标记的位点的大规模甲基化(图3A类). 通过Polycomb相互作用实现超甲基化的另一种活性模型可以解释在DNA超甲基化建立期间或之后PRC标记的减少。(C)转录沉默从头开始PRC目标。从头开始PRC占据区域位于我们研究的许多受抑制基因的TSS上游，在hESCs中不被PRC占据的区域，有时是DNA甲基化的区域。因此，根据我们的数据，从头开始癌症PC3细胞中正常活性基因的抑制与两个空间上不重叠的系统联合发生(A类)和PRC(C)]. 这两种空间分离机制之间的相互作用是可能的（在某些情况下，我们在同一启动子上观察到两者），但相关基因不是那些与人胚胎干细胞中PRC相互作用的基因（面板B类)获得PRC标记的区域与获得DNA甲基化的区域在物理上是分开的。

癌症细胞系、肿瘤和干细胞中开关和重编程基因的特征。

我们在PC3和PrEC细胞中描述的表观遗传重编程与正常和恶性前列腺细胞以及一般癌症有何关系？为了初步了解切换过程的普遍性，我们测试了一组4个切换基因（MYOD1、PAX7、EDNRB和Onecut1）和5个PRC重编程基因在几个正常和癌症细胞系中的H3K27me3和DNA甲基化水平(图S10A类和表S2). 总体而言，我们观察到H3K27me3水平升高的基因座的DNA甲基化水平显著低于H3K27me3水平较低的基因座[P（P）<0.0002（KS检验）]，表明DNA超甲基化和PRC标记不易共存。例如，在我们分析的两个正常细胞系（PrEC和LD419）中，MYOD1和PAX7基因座都用H3K27me3标记，但在所有癌症细胞系中都没有这种标记(表S2). 此外，在所有被检测的癌细胞株中都观察到这些基因座的高甲基化。

为了进一步验证在PC3/PrEC模型中观察到的调控动力学，我们分析了已发表的肿瘤和正常前列腺组织的基因表达数据集，并将其与我们模型的表达数据进行了比较(图S10B类). 我们根据三种定义的表观遗传模式将基因分组，并测试它们在PrEC和PC3细胞中的差异表达(左侧)和两块纸巾(20). 我们发现，PC3和PrEC之间的转换基因表达没有变化，而正常组织和肿瘤组织之间的表达也没有变化(图S10B类 赖特). 然而，两个重编程组在肿瘤中的表达显著降低[P（P）< 10−6（KS测试）]，类似于我们模型细胞中的行为。如所示图S11，开关基因通常不在前列腺组织中表达，进一步支持表观遗传开关发生在组成性沉默基因附近的观点。

如所示图S10C（另请参见图S12)表观遗传转换组包括ESCs中PRC的靶基因。PRC和5mC重编程组中的基因不被ESCs中的多梳占据。可以得出的结论是，除少数组织特异性病例外，ESCs中PRC靶向的基因组通常在正常前列腺细胞中保持被抑制和PRC占据，因此不是前列腺癌的主要靶向从头开始抑制癌症。我们在这组基因中观察到的表观遗传转换可能比实际表达水平更能影响其调节灵活性。这是因为DNA甲基化可能构成一种更持久和可遗传的表观遗传状态。另一方面，PRC重编程并没有使PC3细胞的表观遗传结构更接近ESC模式，因为它发生在干细胞中非Polycomb系统正常靶基因的基因上。

讨论

我们的结果可以用几种替代的机械模型来解释。一个关键的观察结果是PC3细胞的高甲基化程度(图1)，几乎发生在所有非活性CpG岛基因上（参见图3D类). 第二个关键观察结果是，当PRC标记缺失时，我们观察到PC3超甲基化(图3A类). 一个可以解释这些观察结果的可能模型假设PC3细胞中的DNA甲基化会扫过所有没有物理保护（或“屏蔽”）的CpG(图4). 根据这种“被动”甲基化模型，TSS[RNA PolII和相关染色质标记处的转录起始复合物(21)]可以用作一个掩蔽机制(图4A类)和多囊抑制复合物可以作为另一种(图4B类). 最近关于小鼠胚胎干细胞DNA甲基化模式的数据也支持这一观点(13). 被动模型的替代方案表明，高甲基化是由PRC标记的存在主动介导的。为了使这一替代方案合理化，我们必须描述一个涉及首次招募DNA甲基转移酶的场景[如病毒等。(12)]然后清除H3K27me3标记，从而解释PC3中PRC标记缺失和DNA超甲基化的共同发生。值得注意的是，即使Polycomb复合物掩盖了来自从头开始DNA甲基化，可能PRC活性（或招募）没有被DNA甲基化掩盖(图4C). 在一些从头开始我们观察到PRC靶向PC3中受抑制的近基因。

无论潜在机制如何，我们的数据概述了PC3细胞表观遗传程序的一个根本性变化，其中许多最初被PRC沉默的基因获得DNA甲基化作为另一种沉默机制，而其他基因则是从头开始受到Polycomb招募的压制，与另一项最新研究一致(15). 受这种转变影响的许多基因是与人胚胎干细胞中PRC复合体相关的中枢发育调节因子。人们可以假设，表观遗传转化为DNA甲基化介导的阻遏降低了调控程序的可塑性，锁定了关键调控因子的沉默，并导致细胞的异常生长潜能。因此，PC3癌系的表观基因组与其来自hESCs的正常体细胞对应物的表观基因组有根本不同（例如从头开始我们观察到的多梳结构域通常与人类胚胎干细胞中的PRC无关，图S9和S10C). 如果PC3调节程序具有干细胞特征，则必须通过改变正常的表观遗传机制来实现永生和多能性，这种变化可能极不灵活。

我们的观察结果对前列腺肿瘤（以及一般癌细胞）的适用性应该进一步研究。尽管在这些研究中使用上皮细胞的短期培养有局限性，但它们至少代表了PC3细胞对应的正常细胞的相对均匀群体。虽然PC3细胞在培养过程中确实积累了许多额外的遗传和表观遗传变化，但我们实验室以前的研究表明，这些变化通常表示肿瘤中现有缺陷的增强，而不是从头开始获取此类变更(22). 这一点得到了未培养肿瘤中基因表达分析和我们获得的一组细胞系数据的支持。我们的研究强调了癌症表观基因组表征的综合方法的重要性，并证明了使用连贯的实验系统绘制多个表观遗传因子图的益处。将这里开发的方法应用于其他细胞系统和表观遗传标记，并使用更广泛的基因组覆盖来揭示有助于癌细胞表观遗传重编程的其他过程，这将是一件有趣的事情。

方法

MeDIP公司。

如前所述进行MeDIP(16)发生以下变化：10μg经超声处理的基因组DNA（长度100–400 bp）变性，在4°C下用20μg抗甲基胞嘧啶抗体（比利时Diagenode）培养O/N，然后用60μl蛋白A/g珠（Upstate Biotechnologies）在4°C下培养2小时。将珠子清洗并与消化缓冲液和蛋白酶K孵育3 h，然后通过酚氯仿和EtOH沉淀提取DNA。对于阵列实验，将3个MeDIP反应的输出合并（起始DNA总计30μg），构成一个复制，以消除全基因组扩增的需要。声波DNA作为输入。MeDIP阵列一式三份。

对于M.SssI对照组，在如上所述的超声和免疫沉淀之前，用M.SssI（每1μg DNA 4个单位，新英格兰生物实验室）处理人类基因组DNA 4小时。对M.SssI处理的DNA（起始DNA总计20μg）进行的2个MeDIP反应的输出合并为一个复制。声波M.SssI处理的DNA作为输入。Nimblegen（威斯康星州麦迪逊）对我们的定制阵列进行了标记和杂交。M.SssI和MeDIP实验的验证如所示图S13和S14.

完整数据可从加入号获得GSEX公司。有关更多详细信息，请参阅SI文本和图S15和表S3–S5.

补充材料

支持信息：

鸣谢。

这项工作得到了国家卫生研究院拨款RO1CA 82422（给P.J.）和ISF融合技术项目（A.T.）的支持。A.T.是Alon Fellow。

脚注

作者声明没有利益冲突。

数据沉积：阵列数据可在NCBI/GEO上获得（登录号：。GSE12334标准).

本文包含在线支持信息，网址为www.pnas.org/cgi/content/full/0806437105/DC补充.

工具书类

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