美国国家科学院院刊。1997年1月21日；94(2): 634–639.
干扰素α/β对白细胞介素12的抑制和干扰素γ的产生在体外以及病毒感染期间的内源性
佛罗里达州普罗维登斯布朗大学生物与医学系02912
*重印请求应发送给谁。
Barry R.Bloom，纽约布朗克斯阿尔伯特·爱因斯坦医学院
摘要
本文报道了干扰素（IFN）-α/β介导的白细胞介素12（IL-12）和IFN-γ蛋白的负调控。IFN-α和IFN-β均抑制固定金黄色葡萄球菌Cowan菌株诱导培养的小鼠脾脏白细胞产生IL-12和IFN-γ。对干扰素-α的扩展研究表明，抑制作用处于生物活性IL-12 p70的水平。效果是选择性的，因为肿瘤坏死因子的诱导不受影响，IL-6的诱导增强。中和鼠巨细胞病毒（MCMV）感染期间内源性表达的IFN-α/β可增强早期IL-12和IFN-γ蛋白的产生。此外，在淋巴细胞性脉络膜脑膜炎病毒（LCMV）感染小鼠的过程中，该治疗揭示了之前未检测到的早期IL-12和IFN-γ蛋白表达，IFN-α/β受体功能缺陷小鼠（而非对照小鼠）也表达了内源性LCMV诱导的IL-12。在感染动物的血清样本和脾白细胞条件培养基中检测了IFN-α/β中和对病毒感染期间IL-12和IFN-γ生成的影响。体外研究表明，从LCMV感染小鼠分离的脾白细胞被激发产生IL-12，以响应金黄色葡萄球菌Cowan菌株，但这种反应对添加IFN-α敏感。此外，LCMV诱导的内源性IFN-α/β抑制体内脂多糖刺激IL-12的产生。这些结果证明了调节细胞因子反应的新途径，并提示了病毒感染期间抑制IL-12依赖性免疫反应的机制。
关键词：细胞因子调节、淋巴细胞脉络膜脑膜炎病毒、小鼠巨细胞病毒
白细胞介素12（IL-12）是一种异二聚体细胞因子，具有多种功能，包括自然杀伤（NK）细胞诱导干扰素（IFN）-γ和产生T辅助因子1（Th1）细胞产生IFN-γ(1). 然而，IL-12在促进病毒感染的内源性保护性免疫反应中的作用才刚刚开始被了解(2，三). 我们对小鼠淋巴细胞性脉络膜脑膜炎病毒（LCMV）感染期间IL-12的给药研究表明，高浓度的因子不利于保护性CD8的扩张+细胞毒性T淋巴细胞（CTL）并与内源性免疫反应协同促进全身毒性(4，5). 这些结果表明，如果内源性IL-12在需要CD8的病毒感染中发挥作用+T细胞对防御的反应，其表达水平必须受到严格调控。有趣的是，HIV感染也与保护性CD8相关+CTL公司(6–9)HIV感染者的细胞产生IL-12的能力受到抑制(10，11).
该实验室对IL-12的内源性表达和功能进行评估的研究表明，该因子在小鼠病毒感染的对比中受到不同的调节。虽然早期IL-12蛋白表达在小鼠巨细胞病毒（MCMV）感染期间诱导(12)并导致NK细胞产生IFN-γ(12–14)，LCMV感染期间未观察到IL-12和NK细胞IFN-γ产生的可检测水平(12). IL-12的存在与CTL功能的诱导呈负相关；与MCMV相比，LCMV感染容易诱导高水平的CD8+CTL活动。此外，用中和IL-12的抗体治疗并不会显著改变LCMV感染期间显著的晚期T细胞CTL和IFN-γ反应(12). 这些结果与细菌和寄生虫感染期间T细胞IFN-γ反应的IL-12依赖性形成鲜明对比(1–三，15，16). 总之，这些研究表明，在特定的病毒感染期间，IL-12反应受到不同的调节，并且在病毒感染条件下IL-12诱导的作用与在其他挑战期间观察到的作用不同。
区分病毒感染的条件之一是早期诱导系统性IFN-α/β的产生(17–19). 本实验旨在评估这些因素对IL-12和IFN-γ表达的影响。结果表明，IFN-α/β抑制细胞因子的产生。他们证明IFN-α/β抑制作用于已知的IL-12外源诱导物的表达，是病毒感染期间形成细胞因子表达的内源性成分。
材料和方法
动物。
从Taconic Farms（Germantown，NY）购买雄性无致病性C57BL/6（C57BL/6NTacfBR）、确定的菌群C57BL/6裸体（C57BI/6NTac-nufDF N9）和129（129SvEvTacFBR）小鼠。129个遗传背景的基因突变导致小鼠IFN-α/β受体功能缺陷(19)最初从英国北亨伯赛德的B&K Universal公司购买，在布朗大学的动物设施中与无菌食品、水和笼子严格隔离饲养。雄性C57BL/6严重联合免疫缺陷（SCID）（C57BL/6J-科学情报部/SzJ）小鼠取自杰克逊实验室。实验中使用的所有小鼠年龄均在4至12周之间，并按照动物护理和使用的机构指南进行处理。
在体内治疗方案。
根据以下规定的方案或方案组合对动物进行治疗。在第0天开始感染，感染次数为2×104LCMV、Armstrong株克隆E350或2×10的斑形成单位5唾液腺提取MCMV的斑形成单位，Smith株。在这些条件下，早在LCMV或MCMV感染后1天，在水疱性口炎病毒生物检测中检测到血清IFN-α/β，并达到2000单位/ml的峰值水平。IFN-α／β的诱导使得MCMV侵染后第1天之后产生量下降，但LCMV感染期间持续增加到第2天。体内用0.15 mg羊抗鼠干扰素-α/β或对照羊IgG治疗小鼠，以中和干扰素α/β(20)感染前3–12小时（Ion Gresser的礼物，法国维勒朱伊夫国家科学研究中心），导致MCMV或LCMV感染期间内源性IFN-α/β生物活性抑制>98%。刺激IL-12的产生体内使用已知的IL-12诱导剂(21)小鼠腹腔注射PBS或5μg脂多糖（LPS）肠炎杆菌（Sigma）在杀死前4小时在PBS中。
分析样品的制备在体内细胞因子诱导。
用甲氧氟烷麻醉小鼠，并用少量肝素逆行输血至输血管中，然后通过颈椎脱位和脾脏收获进行处死。以6000 rpm转速旋转全血30分钟，制备血清样本。通过将整个脾脏挑开，并通过氯化铵处理溶解红细胞，分离出脾白细胞。通过台盼蓝排除法测定活产率。为了制备条件培养基，脾白细胞以10的密度培养24小时7含有胎牛血清的RPMI 1640培养基中的细胞/ml。使用Centricon浓缩器（Amicon）采集上清液并浓缩约5倍。
体外试验刺激细胞因子的产生。
将100万C57BL/6脾白细胞添加到96周微滴定板中的单个微孔中，以规定的wt/vol百分比固定金黄色葡萄球菌Cowan菌株（SAC）（Pansorbin；Calbiochem），已知的IL-12诱导剂(22). 添加不同数量的以下物质之一：天然纯化小鼠IFN-α（比活性为6×106单位/mg；圣地亚哥Lee生物分子实验室），小鼠重组干扰素-α（比活性3×104单位/mg；BioSource International，Carmarillo，CA），天然纯化小鼠IFN-β（比活性1.3×108单位/mg；Lee BioMolecular Laboratories）或人类重组IL-2（比活性为3×106单位/mg；Cetus）。将介质混合物添加到10%胎牛血清RPMI 1640培养基中的细胞中，该培养基含有2mM谷氨酰胺、100单位/ml青霉素和100μg/ml链霉素。在37°C和5%CO中培养24小时后2/95%的空气环境、微量滴定板离心，收集细胞上清液。
细胞因子分析。
培养上清液在体外刺激、血清样本或脾白细胞条件培养基体内如前所述，通过夹心ELISA检测操作物中的IL-12 p40、IFN-γ、肿瘤坏死因子（TNF）或IL-6蛋白(12). 简而言之，IL-12 p40 ELISA分别使用C15.1（由费城威斯塔研究所Georgio Trinchieri善意提供的杂交瘤制备）和多克隆羊抗鼠IL-12（马萨诸塞州剑桥遗传研究所）作为主要抗体和次要抗体。第三抗体是一种过氧化物酶结合的驴抗羊抗体（Jackson ImmunoResearch）。小鼠重组IL-12(23)是遗传研究所的礼物，被用作标准。血清样品的检测限为90 pg/ml，条件培养基样品的检测极限为0.9 pg/ml。IFN-γELISA以XMG1.2（加利福尼亚州帕洛阿尔托市Robert Coffman的礼物，DNAX）为捕获抗体，多克隆兔抗IFN-γ（由费城宾夕法尼亚大学Phillip Scott提供）为二级抗体，过氧化物酶结合驴抗兔抗体（Jackson ImmunoResearch）为三级抗体。小鼠重组干扰素-γ作为标准品从PharMinen购买。血清样品的检测限为39 pg/ml，条件培养基样品的检测极限为0.2 pg/ml。对于TNF定量，使用仓鼠单克隆抗体TN3.19-12（由英国斯劳Celltech通过布朗大学Steven Opal提供）捕获该因子，并使用多克隆兔抗TNF-α（Endogen，Wouburn，MA）检测该因子，然后使用过氧化物酶结合驴抗兔抗体（Jackson ImmunoResearch）检测。用从R&D Systems购买的重组小鼠TNF生成的标准曲线表明，该检测的检测限为19 pg/ml。使用大鼠抗鼠MP5-20F3进行捕获，使用生物素化大鼠抗小鼠MP5-32C11（均购自PharMinen）测试IL-6浓度，然后使用2.5μg/ml抗生物素过氧化物酶（Sigma）、，并根据检测限为19 pg/ml的重组小鼠IL-6标准曲线进行计算。对于所有ELISA，使用Dynatech MR 4000阅读器检测添加ABTS（2.2′-叠氮二[3-乙基-苯并噻唑啉硫酸盐6]）底物（克尔凯郭尔和佩里实验室）后的比色变化。为了定量生物活性IL-12 p70，使用非中和C15.1单克隆抗体在微量滴定板上捕获IL-12。正常脾白细胞，密度为106每个孔，添加到平板中，并在37°C和5%CO中培养24小时2/95%的空气环境。然后离心微滴度板，将细胞上清液转移到IFN-γELISA中，如上所述。将IFN-γ产生量与从重组小鼠IL-12标准曲线（遗传学研究所）获得的水平进行比较，以计算每个样品中IL-12 p70的浓度。
结果
评估IFN-α/β在调节IL-12诱导和IL-12驱动IFN-γ诱导中的作用在体外使用已知的IL-12有效诱导剂，SAC(22). 将C57BL/6小鼠的脾白细胞与不同浓度的SAC孵育，并添加或不添加天然纯化的小鼠IFN-α或IFN-β（图。). 收集细胞上清液，并通过ELISA评估细胞因子的表达。添加IFN-α（图。B类)或干扰素-β（图。C类)导致SAC诱导的IL-12的剂量依赖性抑制。干扰素-α（图。E类)或干扰素-β（图。F类)也以剂量依赖的方式抑制SAC诱导的IFN-γ。IFN-α或IFN-β对SAC诱导的IL-12的抑制作用对IFN-α/β是特异性的，因为IL-2不会改变SAC诱导IL-12（图。一个)并导致IFN-γ产生增强（图。D类)与之前观察到的IL-12和IL-2之间的协同作用一致(24). 干扰素-α/β的抑制活性是选择性的，添加浓度足以抑制IL-12 p40的产生（图。G公司)对TNF没有影响（图。H（H）)并适度增强IL-6（图。我)蛋白质。进一步分析表明，抑制作用延伸至生物活性因子水平，因为添加100或10000单位/ml外源性IFN-α可降低SAC对IL-12 p70的诱导，使其低于检测限（图。). 重组小鼠IFN-α也有抑制作用，因为添加10000单位/ml的小鼠重组IFN-α抑制了0.030%SAC诱导的IL-12 p40的75%以上和IFN-γ的95%以上（数据未显示）。总的来说，这些在体外实验表明，IFN-α和IFN-β是IL-12生成和IFN-γ生成诱导的有效选择性抑制剂。
IFN-α/β对IL-12和IFN-γ蛋白产生的抑制在体外在培养24小时的1×10刺激后，检测IFN-α、IFN-β或IL-2对SAC诱导的IL-12、IFN-γ、TNF和IL-6产生的影响6从C57BL/6小鼠分离的脾白细胞。用SAC进行了0.12%的刺激(□), 0.03% (▵), 和0.004%（⋄），或没有规定的（•）SAC。将纯化的天然IFN-α、IFN-β或人重组IL-2的系列稀释液添加到试验条件中，如图所示。制备培养上清液，并通过特异性蛋白ELISA测定IL-12 p40、IFN-γ、TNF或IL-6的产生。如下所示：IL-2对SAC诱导的IL-12 p40的影响(一个)，干扰素-α(B类)和干扰素-β(C类)SAC诱导IL-12 p40的作用，IL-2对SAC诱导IFN-γ的作用(D类)，干扰素-α(E类)和干扰素-β(F类)对SAC诱导的IFN-γ产生的影响，以及IFN-α对SAC诱发的IL-12 p40的影响(G公司)、TNF(H（H）)和IL-6(我). 显示了检测的置信限（虚线）。
干扰素-α对生物活性IL-12 p70产生的影响在体外24天后，在培养基中检测IFN-α对SAC诱导的IL-12 p70产生的影响 刺激1×10小时6从C57BL/6小鼠分离的脾白细胞。按照规定，使用0.004%或不使用SAC进行SAC刺激。如图所示，将浓度为100单位/ml或10000单位/ml的纯化天然干扰素-α添加到测试条件中。制备培养上清液，并通过生物测定测定IL-12p70的产生。结果显示为每组四只小鼠的平均值±SE。SAC在不含IFN-α和存在100或10000单位/ml IFN-α的情况下刺激IL-12 p70的差异在学生的t吨测试。**，P（P）< 0.05.
为了检测病毒感染背景下内源性产生的IFN-α/β对IL-12和IFN-γ表达的作用，在MCMV感染的小鼠中进行了研究。该病毒诱导早期血清IL-12和脾白细胞向条件培养基中产生因子(12，14). 在正常C57BL/6、T细胞缺乏C57BL/6裸鼠和T细胞和B细胞缺乏C57 BL/6 SCID中评估感染前用对照抗体或中和小鼠IFN-α/β的抗体治疗的效果。体内MCMV感染后第2天，干扰素-α/β的中和作用导致C57BL/6、C57BL/6裸鼠和C57BL/6 SCID的IL-12 p40分别增加1.5倍、11.2倍和3.7倍（表). 脾脏IL-12 p40生成也增加；在24小时的培养过程中，C57BL/6小鼠的细胞产生的IL-12增加了2.1倍，而C57BL-6裸鼠的细胞产生了11.4倍体内MCMV感染期间IFN-α/β中和（表). 因此，内源性IFN-α/β抑制了MCMV感染期间IL-12蛋白的产生。
表1
IFN-α/β在MCMV中调节IL-12生成中的作用 感染
| 小鼠应变 | 治疗 | 血清IL-12 p40，pg/ml±SE | 脾脏IL-12 p40产生量，pg/百万细胞±SE |
|---|
| C57BL/6型 | 对照抗体 | 814 ± 96 | 19.9 ± 3.8 |
| 抗IFN-α/β | 1239 ± 272 | 42 ± 4.9 |
| C57BL/6裸色 | 对照抗体 | 271 ± 73 | 1.9 ± 3 |
| 抗IFN-α/β | 3041 ± 355 | 21.7 ± 4.4 |
| C57BL/6 SCID | 对照抗体 | 1055 ± 272 | ND（无损检测） |
| 抗IFN-α/β | 3872 ± 589 | ND（无损检测） |
与MCMV感染相比，正常小鼠的LCMV感染不会诱导可检测的IL-12蛋白(12). 为了确定内源性IFN-α/β是否导致LCMV感染期间IL-12诱导的明显缺乏，研究是在干扰素-α/β中和条件下进行的，无论是用干扰素/α/β特异性抗体治疗的结果，还是在小鼠中，由于干扰素α/β受体基因（IFN-α/βR KO）的遗传突变而使干扰素－α/β无反应的结果（图。). 由于已知的干扰素-α/β表达动力学(17–19)，在此处测试的条件下表征IFN-α/β反应(材料和方法)以及MCMV感染期间IL-12表达的动力学(12)在LCMV感染后的早期，对C57BL/6小鼠进行疗效评估。与我们之前的结果一致(12)，在LCMV感染的第2天，对照组小鼠的血清IL-12水平未检测到（图。一个). 相反，用中和IFN-α/β抗体治疗的第2天感染LCMV的小鼠具有显著水平的因子；血清IL-12 p40蛋白水平达到>1000 pg/ml（图。一个). 在感染后第1天，经抗干扰素-α/β治疗但未经对照治疗的感染小鼠中也观察到类似水平的IL-12诱导（数据未显示）。为了评估感染小鼠细胞产生IL-12的情况，用从第2天LCMV感染的对照治疗小鼠和IFN-α/β-中和小鼠的脾白细胞分离的条件培养基制备。从控制治疗的第2天LCMV感染小鼠的细胞中分离出的细胞产生的IL-12 p40水平低于检测限，而从用中和IFN-α/β抗体治疗的小鼠中分离出细胞释放出约每百万个细胞4 pg（图。B类). 在四个独立的实验中重复了这些结果。作为检测IFN-α/β对IL-12诱导的调节作用的另一种方法，对129只正常小鼠的LCMV感染与129只干扰素-α/β受体功能缺陷（IFN-α／βR KO）小鼠的LCCV感染进行了比较。IL-12 p40（图。E类)和生物活性p70（图。F类)在LCMV感染后第2天和第3天，在IFN-α/βR KO中检测到，但在野生型小鼠中未检测到。综上所述，这些研究表明，在病毒感染期间，IL-12蛋白的表达被内源性IFN-α/β严重抑制，这些细胞因子导致某些病毒感染期间缺乏可检测的IL-12蛋白质。
LCMV感染期间内源性IFN-α/β对IL-12和IFN-γ表达的影响。通过中和抗体治疗评估IFN-α/β功能(一个–D类)或在IFN-α/βR KO小鼠中(E类和F类). 小鼠感染2×104斑形成单位Armstrong株LCMV克隆E350。收集血清样本，并在指定时间从未感染和感染的小鼠中采集脾白细胞。用脾白细胞在10时制备条件培养基7细胞/ml培养基培养24小时，收集并浓缩上清液。用特异性ELISA测定IL-12 p40和IFN-γ蛋白水平，用捕获生物测定法测定IL-12p70。每个分析的检测置信限显示为（··）。用干扰素-α/β中和羊抗体治疗C57BL/6小鼠(▪) 或对照羊IgG(□) 感染前3小时(一个–D类). 如下所示：(一个)每组三只小鼠血清样本中IL-12 p40；(B类)每组三只小鼠的条件培养基样品中的IL-12 p40；(C类)每组6只小鼠血清中IFN-γ；(D类)每组6只小鼠条件培养基样品中的IFN-γ。野生型129(□) 和干扰素-α/βR KO(▪) 小鼠感染LCMV 0、2或3天，每组4只小鼠(E类和F类). 显示血清样本中的IL-12水平，通过IL-12 p40-特异性ELISA定量(E类)和IL-12 p70生物测定(F类). 结果为平均值±SE。抗干扰素-α/β-和对照处理的样品之间的差异(一个–D类)，或干扰素-α/βRKO和野生型感染小鼠(E类和F类)学生的t吨测试。**，P（P）< 0.05.
为了评估IL-12调节的功能性后果，进行了平行研究，检查IFN-α/β对IFN-γ蛋白生成的影响。IFN-α/β中和也促进了IFN-γ的产生（图。 C类和D类). 来自对照治疗的LCMV感染小鼠的血清和条件培养液中不含可检测的IFN-γ蛋白，然而，来自抗IFN-α/β治疗小鼠的可比样品中有显著水平的因子-即，血清中IFN-γ为172 pg/ml（图。C类)条件培养基中每百万细胞约3.5 pg（图。D类). 由于在IFN-α/β中和后，IL-12和伴随的IFN-γ反应都被揭示出来，数据表明这种抑制具有功能性和生物学相关性。
要确定体内IFN-α/β介导的抑制作用发生在细胞对表达的反应性水平，从LCMV感染的小鼠中分离出脾白细胞，并与从未感染的小鼠分离出的脾白细胞进行比较，以了解其在培养中产生IL-12的能力。虽然感染小鼠的细胞群体没有被诱导自发释放IL-12 p40，但它们对SAC的反应性提高了≈3倍，以产生相对于未感染小鼠细胞的蛋白质（图。一个). 随着干扰素-α的添加，IL-12的生成增加被阻断（图。B类)然而，这种反应对IFN-α/β介导的抑制仍然敏感。这些结果表明，LCMV感染小鼠的细胞被激发产生IL-12，并表明抑制IL-12需要持续存在IFN-α/β。
LCMV感染过程中IFN-α/β对细胞反应性的影响在体外和体内刺激IL-12的产生。检测病毒诱导的IFN-α/β效应在体外通过用SAC刺激未感染或LCMV感染的C57BL/6小鼠制备的脾白细胞，并评估IL-12的产生(一个和B类). 细胞，从未经处理的细胞中分离(□) 或第2天LCMV感染(▪) 刺激小鼠在体外单独使用2倍SAC系列稀释液（0.12–0.001%）(一个)或在10人在场的情况下4单位/ml干扰素-α(B类). 24小时后采集上清液，用ELISA测定IL-12 p40。体内在病毒诱导的IFN-α/β的情况下，通过给予5μg肠炎链球菌-未感染或第1天LCMV感染C57BL/6小鼠的衍生LPS(C类和D类). 在LPS给药后4小时，用ELISA法制备血清样本以检测IL-12 p40。仅用PBS治疗的未感染和感染小鼠未产生显著水平的血清IL-12 p40（数据未显示）。所有实验均显示每组三只小鼠的结果平均值±SE。体内显示LPS在未感染和第1天LCMV感染小鼠中诱导IL-12(C类). 用对照抗体治疗未感染和第1天感染LCMV的小鼠，检测内源性IFN-α/β在抑制LCMV感染小鼠IL-12刺激中的作用(□) 或抗IFN-α/β(▪) (D类). 未感染和感染LPS小鼠的样本(C类和D类)与LCMV感染后一天给予LPS的对照处理小鼠相比，抗IFN-α/β的小鼠也有显著差异（*）t吨测试(P（P）< 0.05) (D类).
通过用LPS治疗LCMV感染小鼠，测试了内源性病毒诱导的IFN-α/β对IL-12诱导的作用，以响应已知的因子诱导剂。在未感染C57BL/6小鼠中进行的动力学和剂量实验表明，在LPS治疗后4小时，血清中IL-12 p40蛋白的产生达到峰值，超过10μg的LPS剂量已饱和，而低至0.2μg的内毒素治疗可诱导可检测的血清IL-12 p 40水平。与5μg LPS在4小时诱导未感染小鼠血清IL-12 p40 1911±454 pg/ml相比，LPS治疗前1天感染LCMV的小鼠受到90%的抑制，仅产生194±120 pg/ml（图。C类). 为了证明这种作用是由干扰素-α/β特异性介导的，在未感染和感染的小鼠中检测了脂多糖对IL-12的刺激作用。干扰素-α/β-中和、未感染和感染小鼠对LPS的反应分别为血清IL-12水平5845±460和7827±360 pg/ml（图。D类). 这似乎不是LCMV诱导IL-12的结果，因为在LCMV感染的第1天，IFN-α/β的中和作用仅导致1266±115 pg/ml，而在感染LCMV的第1天后，LPS对IFN-α／β的中和小鼠的治疗诱导了6倍多的IL-12 p40。因此，在干扰素-α/β中和条件下，LCMV可能与LPS协同作用，但病毒感染本身不足以刺激LPS治疗后LCMV感染的IFN-α/β中性小鼠中观察到的IL-12 p40水平。由于LPS是IL-12的非复制刺激物，因此IFN-α/β的作用与微生物负荷的变化无关。这些实验表明，在病毒感染期间，内源性IFN-α/β通过对非病毒刺激信号的反应损害IL-12的表达。
讨论
这里提出的实验最终证明了IFN-α/β抑制IL-12和IFN-γ表达的能力，以响应已知的这些因子诱导物在培养和体内内源性IFN-α/β介导的对这些细胞因子的抑制体内感染LCMV期间（图。和). 对MCMV感染的研究表明，IFN-α/β的调节作用并非仅限于LCMV感染，因为MCMV诱导的IL-12的可检测水平(12)之后进一步升高体内干扰素-α/β的中和（表). 中和IFN-α/β后，IL-12和IFN-γ的内源性水平升高不是病毒负荷增加的结果，因为(我)使用高达2 log剂量的LCMV感染不可能诱发任何一种因子的可检测水平（数据未显示）(二)IFN-α介导的对LCMV感染小鼠细胞的特异性抑制作用，以诱导IL-12（图。B类)、和(三)在LCMV感染期间，内源性IFN-α/β也抑制了LPS对IL-12的诱导（图。 C类和D类). 因此，在抗病毒免疫反应期间诱导IFN-α/β对感染的内源性免疫反应具有显著影响。
本文报道的IFN-α/β的新调节功能扩展了能够调节IL-12和IL-12功能的细胞因子列表。其他已知的抑制剂是转化生长因子β（TGF-β）和IL-10。与IFN-α/β不同，据报道TGF-β可以抑制IL-12的作用，而不会显著改变因子产生水平(16，25–27). 另一方面，据报道，IL-10通过抑制IL-12的表达间接抑制NK细胞IFN-γ的产生(27，28). 我们在这里表明，IFN-α/β负调节IL-12以及由此产生的IFN-γ。此外，正在进行的评估IFN-γ表达直接影响的研究表明，在高浓度下，IFN-α/β也抑制IL-12诱导IFN-γ（数据未显示）。用中和TGF-β或IL-10的抗体进行的初步研究表明，TGF-α没有作用，IL-10可能是观察到的部分但不是全部抑制作用的原因。因此，这些细胞因子可能在几个不同和/或重叠的水平上调节IL-12和IFN-γ途径。然而，由于病毒感染可以很好地诱导IFN-α/β，它们可能是病毒感染中IL-12调节的关键介质。
虽然IFN-α/β介导的IL-12和IFN-γ表达抑制的分子机制尚不清楚，但我们检测IFN-γmRNA的能力(29)在没有IFN-γ蛋白的情况下（参考。12; 图。C类)以及启动IL-12表达（图。)LCMV感染期间的影响可能是转录后的。这些观察结果强调了评估蛋白质表达的重要性。虽然有可能记录在许多不同的病毒感染期间IL-12 p40 mRNA的诱导(30)目前尚不清楚在所有这些条件下是否会产生蛋白质和/或该因子是否会发挥生物作用。
由于LCMV和MCMV感染均诱导IFN-α/β(17–19)，内源性IFN-α/β表达的动力学和/或大小必须保持平衡，以便在MCMV感染期间允许IL-12表达，但不允许LCMV感染(12). 评估对LCMV和MCMV的IFN-α/β反应的对比研究表明，LCMV诱导的IFN-γ/β水平更高(材料和方法). 虽然IFN-α/β生成的动力学和大小可能很重要，但也可能有其他机制对其产生影响。MCMV对IL-12的表达有较强的刺激作用。另外，这两种病毒对不同细胞类型的感染也可能导致观察到的差异。将感染靶向优先产生IFN-α/β的细胞将导致抑制可能诱导其他类型细胞表达IL-12的后续事件。相反，早期靶向巨噬细胞系细胞感染可能会促进IL-12和IFN-α/β同时表达的条件。这与化学聚肌苷酸：多囊藻酸诱导的IFN-α和IL-12依赖性效应相一致(31). 然而，即使在MCMV感染期间，IL-12也只在很短的时间内观察到(12)并被内源性IFN-α/β降低（表). 因此，在这些条件下，IL-12的表达也受到IFN-α/β的调节。
IFN-α/β介导的对IL-12的抑制可能会产生有益和有害的后果。IL-12促进某些保护性免疫反应，并促进宿主中毒性休克(三). 本实验室先前的工作表明，LCMV感染小鼠对IL-12介导的效应极为敏感，LCMV-感染期间给予IL-12可导致严重的免疫毒性，CD8应答降低+T细胞和病毒负荷增加(4，5). 考虑到IL-12诱导毒性的可能性，干扰素-α/β抑制该因子的一个有益后果是保护抗病毒CD8的生成+T细胞。
然而，如果IL-12需要用于防御，即细胞内细菌和寄生虫感染，那么抑制IL-12的IFN-α/β途径可能会使宿主更容易受到致病性挑战。慢性病毒感染期间持续产生IFN-α/β可能会带来极大的问题。已知在各种持续性病毒感染（包括人类HIV感染）期间存在血清干扰素-α水平(32). 推测病毒的持续存在会导致IFN-α/β持续升高。HIV感染期间IFN-α/β的这种慢性诱导可能是有益的，因为HIV复制已被证明对IFN-α或IFN-β敏感(33，34). 根据本文提供的证据，慢性IFN-α/β诱导的缺点可能是随后抑制IL-12诱导和反应性。HIV感染者更容易感染需要IL-12才能形成保护性免疫的传染源，HIV感染者的细胞在受到刺激后产生IL-12的能力降低(10，11). 因此，干扰素-α/β的慢性表达可能对HIV感染患者产生类似的影响。为了支持这一假设，实验证明了IFN-α在HIV感染过程中的抑制作用，表明抗IFN-α可以防止HIV感染者血清对在体外细胞增殖(35). 本报告中提出的由干扰素-α/β介导的调节机制在与病毒持续性和干扰素α/β的慢性水平相关的情况下可能具有普遍和显著的影响。
致谢
我们感谢P.Scott博士、G.Trinchieri博士、S.Opal博士和I.Gresser博士提供的抗体，以及遗传研究所提供的抗体和小鼠重组IL-12。这项工作得到了美国国立卫生研究院RO1 CA41268和T32 ES07272的资助。H.C.S.是霍华德·休斯医学研究所的博士前研究员。
脚注
缩写：干扰素、干扰素；IL、白细胞介素；囊，金黄色葡萄球菌考恩株；小鼠巨细胞病毒；淋巴细胞脉络膜脑膜炎病毒；LPS、脂多糖；CTL，细胞毒性T淋巴细胞；TNF、肿瘤坏死因子。
工具书类
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