表观基因沉默与人类疾病的关系

摘要

1.DNA甲基化

基因表达改变可能在人类疾病中起到因果作用。在许多情况下，基因或调控序列中的基因损伤导致表达改变。然而，在某些情况下，基因中没有遗传损伤。在这种情况下，基因周围染色质的异常表观遗传修饰是导致表达改变的原因。有两种主要的表观遗传基因沉默机制导致了越来越多的疾病：胞嘧啶DNA甲基化和共价组蛋白修饰。

哺乳动物基因组中CpG二核苷酸的5'胞嘧啶可以通过以下方式甲基化从头开始DNA甲基转移酶，如DNMT3A和DNMT3B[1]. DNMT1利用半甲基化DNA作为底物来维持DNA甲基化。这提供了一种在DNA复制之后传播表观遗传标记的机制。甲基作为基因沉默蛋白的对接位点[2]. 一般来说，DNA甲基化与染色质凝集增加和基因沉默相关[1].

DNA甲基化模式的改变有几种方式导致疾病(表1). 除了位于许多活性基因上游的CpG“岛”的低甲基化外，CpG二核苷酸通常在正常细胞中甲基化[三]. 相反，癌细胞表现出整体低甲基化和CpG岛高甲基化[三]. DNA甲基化模式的这种转变经常导致基因，特别是抑癌基因的不适当沉默，从而导致多种癌症。例如，丝氨酸蛋白酶抑制剂家族成员的表达乳腺丝氨酸蛋白酶抑制剂由于许多晚期癌症中启动子序列的甲基化而减少[4-6].

甲基化模式的改变导致了一些先天性疾病，这些疾病通过印记基因的错误调节影响生长。哺乳动物基因组包含分散的基因簇，其中每个等位基因的表达状态由起源亲本决定[7]. 这些簇内的转录受印迹中心（ICR）调控，印迹中心是DNA区域，通常大小为1-2 kb，富含CpG二核苷酸[8]. ICR表现出等位基因特异性DNA甲基化和组蛋白修饰。位于胰岛素样生长因子之间的ICRIGF2型和H19型基因只在父系等位基因上甲基化，推测是由DNMT1[9]. 这种甲基化阻碍锌指蛋白CTCF的结合[10,11]. 在未甲基化的母系衍生等位基因上，ICR与CTCF结合，CTCF通过阻断IGF2型位于H19型基因。更改的表达式IGF2型由于ICR印记状态的改变，导致两种具有不同临床特征的疾病，即Beckwith-Weidemann综合征（BWS，OMIM I30650）和Silver-Russel综合征（SRS，OMIM180860）[7] (表1). BWS主要由巨舌症、脐带异常和巨人症确定。在一组BWS个体中，ICR处的DNA甲基化发生在母体和父体等位基因上，导致H19型表达和激活IGF2型在两个等位基因上。SRS的特征是出生体重低、出生后生长缓慢、面部特征异常和身体不对称。在SRS个体的一个子集中，任一等位基因的ICR中都没有发生DNA甲基化，导致H19型从两个等位基因和完全丧失IGF2型表达式。

除了DNA甲基化模式的改变外，DNA甲基转移酶的缺失也会导致疾病(表1). 免疫缺陷-着丝粒不稳定-面部异常（ICF，OMIM 24860）是一种常染色体隐性疾病，由DNMT3B催化域内的缺陷引起[1]. ICF的表型包括第1、9和16号染色体的不稳定性，这些不稳定性富集于含有CpG二核苷酸的近心卫星II和III序列。此外，ICF与免疫系统故障、面部异常和预期寿命短有关。鉴于ICF个人缺乏从头开始DNA甲基转移酶，预期DNA甲基化模式的改变将导致基因表达的改变。表达谱分析研究显示，基因表达发生了预期的变化，然而，这些基因的DNA甲基化模式变化很小[1]. 相比之下，卫星序列被发现是低甲基化的[12]. 因此，重复序列的甲基化，如卫星序列，对于建立细胞核内染色体的空间定位可能很重要，而这对于正确的基因调控是必要的[13].

鉴于DNA甲基转移酶基因内的突变与疾病相关，因此编码与甲基化胞嘧啶结合的蛋白质的基因内的变异也会导致疾病。MeCP2（甲基-CpG-结合蛋白2）是一类DNA甲基结合蛋白（MBD）的成员，可特异性识别甲基化胞嘧啶残基[14]. 这些结合蛋白通过招募组蛋白去乙酰化酶（HDAC）来沉默靶基因来发挥作用。编码MeCP2的X连锁基因突变导致大约95%的典型Rett综合征病例（RTT，OMIM 312750）[15] (表1). RTT是女性中第二常见的精神发育迟滞，估计每10000名女性中就有一名患有RTT。直到6-8个月大时才观察到明显的疾病表型，此时精神异常和运动功能损害变得明显。该综合征的延迟发作表明存在神经元分化问题。该病一个奇怪的方面是MeCP2广泛表达，但似乎只有神经元功能受到影响。因此，有人假设MeCP2的缺失会导致大脑内基因表达的改变。为了解决这一假设，我们使用了来自机械2敲除小鼠模型与对照小鼠的比较[16]. 令人惊讶的是，在脑特异性基因表达中观察到了非常细微的变化。然而，在分析混合细胞类型时，可能没有检测到脑细胞子集内基因表达的变化。MBD敲除研究表明，基因表达缺乏整体变化也可能是由于DNA甲基结合蛋白的功能冗余所致[14]. 因此，RTT导致的表型结果可能是由于脑内有限数量细胞中基因表达的细微变化或基因表达的错误调节。迄今为止，已经确定了几个MeCP2靶基因，包括脑源性神经营养因子(Bdnf公司) [15]. 有趣的是，BDNF蛋白水平在机械2小鼠敲除模型，而不是在MeCP2发挥沉默作用时预期的增加。这种减少可能反映了与神经元分化相关的复杂问题[17]. 支持的令人满意的功能Bdnf公司作为参与RTT表型的关键基因，它在神经分化中起着重要作用，敲除小鼠表现出与RTT综合征小鼠模型重叠的表型，以及BDNF在前脑的过度表达拯救了一些与RTT综合症相关的表型机械2突变小鼠[17]. 虽然这些数据表明MeCP2和BDPF之间存在联系，但与RTT相关的机械缺陷问题仍未解决[18]. 使这个问题复杂化的是，MeCP2似乎通过与Y盒结合蛋白的相互作用在mRNA剪接中发挥作用[19]表明转录后事件可能导致RTT表型。总的来说，很明显，DNA甲基化途径的多个步骤中的缺陷会导致疾病，然而，导致疾病发展的分子缺陷仍有待阐明。

2.组蛋白甲基化

磷酸化、乙酰化和甲基化等修饰经常发生在核小体核心延伸的组蛋白尾部[20]. 这些修饰有助于改变组蛋白尾部与DNA的电荷相互作用，从而影响染色质的包装。此外，这些修饰作为特定因子的结合位点，“读取”拟议的组蛋白代码[21]. 在大多数情况下，特异性修饰与生物功能相关，如染色质凝聚、转录调控和DNA复制。全基因组组蛋白表观遗传修饰的破坏是在癌细胞中观察到的一个普遍特征[22]. 在这里，我们将重点关注参与基因沉默和癌症的两种组蛋白甲基转移酶之间的联系。

2.1 E（z）和疾病

Zeste增强子（EZH2）是果蝇E（Z）的两个哺乳动物同源物之一，果蝇E是一种甲基化K27H3的SET域蛋白[23]. E（Z）是一种参与果蝇同源基因抑制的多梳群（PcG）蛋白[24]. 已经阐明了两种多梳复合物，多梳阻遏物复合物1和2（PRC1和PRC2）[25]. 虽然不同物种的成分不同，但哺乳动物的核心PRC1成分是BMI-1、环-1、HPH和HPC。PRC2核心部件为EED、EZH2、SU（Z）12。PRC2被招募到启动沉默的靶基因。PRC2通过与EED的相互作用与I型HDAC关联，如HDAC1和2[26] (图1a). 此外，EZH2和EED的免疫沉淀显示与DNMT1、3A和3B的相互作用，表明组蛋白甲基化和DNA甲基化之间存在联系[27] (图1a). 这一点得到了实验的支持，在这些实验中，用5'-氮杂脱氧胞苷或RNAi敲除任何DNMT的细胞都显示EZH2靶基因失去沉默[27]. PRC2沉默后，招募PRC1维持沉默状态。总的来说，这些数据支持一个模型，即多梳沉默通过组蛋白去乙酰化、随后的组蛋白甲基化和DNA甲基化发生，由PRC2启动，并由PRC1维持[28] (图1a).

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图1

显示表观遗传基因沉默因子之间联系的图表。（a）与K27H3相关的基因沉默。HDAC脱乙酰核小体，允许EZH2使K27H3甲基化，为Polycomb提供结合位点。Polycomb复合物的成分与参与胞嘧啶残基甲基化的DMNT相互作用（小填充圈）。线表示基因沉默因子之间的相互作用。（b）与K9H3甲基化相关的基因沉默。HDAC脱乙酰核小体，允许SUV39h使K9H3甲基化，为HP1提供结合位点。DNA甲基转移酶修饰胞嘧啶残基（小填充圈）以抑制基因表达。线表示基因沉默因子之间的相互作用。在癌细胞中，高甲基化通常发生在启动子区域的CpG岛内，而在其他位置分离的CpG是低甲基化的（小的开放圆圈）。

纯合EZH2基因敲除小鼠在胚胎发生过程中死亡，而EZH2基因组织特异性敲除导致B细胞成熟缺陷[29,30]. 染色质免疫沉淀实验结合微阵列分析证实了EZH2在发育调节基因表达中的作用[31]. PRC1和PRC2组分主要与参与胚胎干细胞分化的沉默基因相关；分化后，与这些基因相关的表观遗传标记发生改变[31,32]. 有趣的是，甲基化的K4（激活标记）和K27（沉默标记）都发现于编码调控多能性转录因子的胚胎沉默基因启动子的“二价结构域”中[32,33]. 表观遗传标记的这种二重性在分化时得到了解决，因为细胞谱系基因上的适当表达或沉默标记在承诺特定细胞命运时得以保留。令人惊讶的是，这种标记的组合导致类似于分化细胞中甲基化K27介导的沉默。这表明多囊沉默是在胚胎发生过程中开始的，而表观遗传标记在分化时的保留导致沉默在发育后期的持续[32]. 分化细胞内这种基因沉默系统的缺陷（见下文）与许多癌症的预后较差相关，这也许并不奇怪，因为沉默的丧失可以增加癌细胞的可塑性。

EZH2水平对控制细胞周期调节很重要，其水平升高会导致癌症[34]. 控制EZH2水平的一种机制是通过p53的转录调控[35]. EZH2和Rb可能竞争E2F介导的基因沉默中的组分HDAC1的结合[36]. 激活的p53沉默EZH2型转录，允许Rb通过HDAC抑制E2F调节的细胞周期基因[37]. 一般来说，EZH2通过增加转录或基因扩增上调与癌症相关[38]. EZH2在多种癌症中过度表达，包括前列腺癌、乳腺癌和淋巴瘤(表1). 在前列腺癌中，EZH2随着转移而上调，而EED水平保持不变[39]. 细胞增殖依赖于EZH2的SET结构域，而EZH2的RNAi敲低导致细胞生长抑制和G2/M停滞。事实上，高EZH2表达与中低E-钙粘蛋白的结合是前列腺癌进展的最佳标志物之一[38,40].

乳腺癌和淋巴瘤也有类似的EZH2数据(表1)表达水平的增加与肿瘤增殖和不良预后相关。重要的是，SET结构域的甲基转移酶活性在细胞侵袭中起着重要作用[41-44]. 在正常分化细胞中，BMI-1（PRC1的一种成分）和EZH2（PRC2的一种组分）存在几乎互斥的表达模式。BMI-1和EZH2似乎只在癌细胞中高度共表达[45,46]. 虽然在生发中心的模式可能略有不同，但一般来说，B细胞缺乏EzH2表达，在静止或分化良好的细胞中BMI-1高表达。在循环或低分化细胞中，情况正好相反[46,47]. 这些数据产生的一个可能模型是，在分化和癌症形成过程中，当细胞进入和退出增殖阶段时，PRC1和PRC2交换沉默职责。这些转变是通过HDAC在靶基因上的组蛋白去乙酰化、PRC2的招募以及随后的组蛋白和DNA甲基化来完成的，PRC1的最终定位保持沉默状态[28,47,48]. 该模型得到了果蝇研究的支持，可能是Polycomb表观遗传调控的一般范式[25].

3.HP1与疾病

K9H3甲基化的一个功能是作为HP1的结合位点(图1b). HP1在物种之间是保守的，小鼠和人类各自拥有三个编码HP1样蛋白的基因[61]. 在人类中，这些被称为HP1^Hsα，HP1型^Hsβ和HP1^Hsγ这些蛋白质具有重要的氨基酸序列同源性，但具有不同的染色体定位模式[61-63]. HP1蛋白包含一个结合甲基化K9H3的染色结构域和一个二聚化的染色阴影结构域[64]. 二聚建立了一个包含PxVxL五肽基序的核蛋白相互作用的平台[65]. HP1与靶基因的关联通过尚未完全理解的机制导致染色质结构的改变和基因沉默[66,67].

了解HP1在染色体动力学和基因调控中的功能对于确定疾病机制具有重要意义。HP1水平的降低会导致动粒缺陷、染色体凝聚力和凝集力的丧失以及染色体异常分离[68-73]. 除了这些与着丝粒功能相关的缺陷外，端粒功能也受损。在果蝇中，在缺乏HP1的突变体中观察到端粒融合[74]. 在哺乳动物中，HP1过度表达^Hsα或HP1^Hsβ，但不是HP1^Hsγ，由于与端粒酶催化成分hTERT的相互作用减少，导致端粒融合和端粒缩短[75-77]. 因此，HP1水平的调节可能有助于癌症进展期间发生的非整倍体和端粒融合事件。

考虑到HP1蛋白在核功能的许多方面发挥的多重作用，很容易理解HP1的减少如何影响与细胞生长和癌症进展相关的过程。HP1与乳腺癌之间的联系来源于对具有不同侵袭/转移潜能的乳腺癌细胞系的比较研究[78]. 入侵属性基于在体外化验，化验[79]，而转移的能力是基于注射到免疫受损小鼠体内后细胞的行为[80]. HP1型^Hsα与乳腺癌患者的低侵袭性/非转移性乳腺癌细胞和转移组织相比，发现在高侵袭性/转移性细胞中表达下调[81] (表1). HP1的调节已证明在侵袭中起因果作用^Hsα水平[82]. HP1水平增加^Hsα在高侵袭性/转移性细胞中，侵袭性降低。相反，HP1的击倒^Hsα低侵袭性/非转移性细胞的RNAi增加了侵袭性。侵袭力的改变并没有伴随着细胞生长速度的改变[82]. 然而，观察到基因表达的变化，表明HP1^Hsα调节侵袭性表型所需的基因（T.J.M和L.L.W，未发表的数据）。总之，这些发现表明HP1^Hsα是一类被称为转移抑制因子的蛋白质的成员。与改变原发肿瘤生长的肿瘤抑制因子不同，转移抑制因子在不影响癌细胞生长的情况下调节转移[83,84]. 其中HP1的研究^Hsα人类乳腺癌细胞中的水平发生改变，需要在小鼠模型中检测转移情况以确定HP1^Hsα是一种转移抑制因子。除了HP1水平的变化^Hsα在乳腺癌细胞中，HP1降低^Hsα与多种人类癌症的肿瘤进展相关。HP1型^Hs公司α晚期甲状腺乳头状癌mRNA水平降低[85].HP1型^Hsα髓母细胞瘤mRNA表达下调；这种下调与治疗失败相关[86]. 因此，HP1^Hsα可能在多种癌症的进展中起作用。

除了HP1与癌症之间的联系外，病毒还篡夺了HP1与宿主细胞内复制相关的功能(表1). 在病毒允许的细胞中，人巨细胞病毒裂解基因得到表达；在非许可细胞HP1中^Hsβ与病毒启动子序列相关并与病毒潜伏期相关[87]. 分化为巨噬细胞后，HP1^Hsβ关联消失，基因激活[87-89]. 同样，在卡波西肉瘤相关疱疹病毒的病例中，病毒潜伏相关核抗原与外源性供应的小鼠HP1α和HP1β的相互作用导致转录抑制[90]. 对于HIV-1，转录抑制通过一种不同的机制发生，其中CTIP2和HP1组成的复合物隔离病毒反式-活化剂Tat[91]. 除了HP1控制病毒转录控制的这些例子外，多瘤JC病毒还通过独立机制与HP1协同作用。病毒编码蛋白Agno破坏了HP1与核膜蛋白层粘连B受体（LBR）的结合，导致核膜灵活性增加，病毒颗粒更有效地逃逸[92]. 因此，病毒利用HP1进行转录控制和核结构调控。

4.表观遗传基因沉默系统之间的联系

通过研究表观遗传修饰在疾病中的作用，DNA甲基化、组蛋白乙酰化和组蛋白甲基化之间的联系变得明显(图1). 对模型生物的研究明确揭示了DNA甲基化和组蛋白甲基化之间的联系。在神经孢子菌属，对缺乏CpG DNA甲基化的突变体进行筛选，确定了K9H3组蛋白甲基转移酶[93]. 在拟南芥，缺乏组蛋白H3甲基转移酶的突变体显示CpNpG甲基化改变和内源性反转录转座子的重新激活[94,95]. 相反的情况也可能存在，甲基化CpG位点位于拟南芥K9H3甲基化的直接位点[96-98]. 类似地，在哺乳动物中，中心周围重复DNA元件中CpG岛的甲基化是由组蛋白甲基化决定的[99-102]. 相反，在某些情况下，DNA甲基化先于组蛋白修饰，因为甲基-CpG结合蛋白如MeCP2招募组蛋白脱乙酰化酶和组蛋白甲基转移酶[103-105]. 事实上，HDAC与许多与表观遗传沉默有关的因素相互作用[106] (图1). 因此，DNA甲基化和组蛋白修饰之间的相互作用似乎有助于加强转录沉默状态。

5.表观遗传修饰和治疗的动力学

表观遗传基因调控的动态性质在疾病背景下需要考虑。靶基因沉默的损失和获得都有可能通过药物治疗逆转[106]. 抑制DNA甲基化的药物可以重新激活癌细胞中沉默的基因，可能重建细胞周期控制[107]. 抑制组蛋白去乙酰化的药物通过未知机制阻断细胞周期进展并导致细胞凋亡[107]. 虽然HDAC抑制剂改变乙酰化组蛋白的丰度，但其他可能的靶点包括调节细胞周期的乙酰化染色质蛋白，如E2F和p53。这种表观遗传修饰网络可能有利于短暂药物治疗，因为在没有长期药物治疗的情况下，基因转录状态的初始逆转可以通过其他表观遗传改良剂进行繁殖。另外，表观遗传修饰之间的联系可能会阻碍药物治疗的成功。这方面的证据来自最近的一项研究，其中药物治疗导致基因激活，但仍有一部分表观遗传基因沉默标记存在[108]. 这些标记可以作为记忆，在没有持续药物治疗的情况下引发随后的沉默事件。组蛋白去甲基化酶的最新发现为逆转转录沉默状态提供了额外的药物靶点[109]. 改变DNA甲基化、组蛋白乙酰化和组蛋白甲基化的药物组合可能最终是对抗疾病的最有效手段。

鸣谢

脚注

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