易感宿主细胞的病毒感染激活了许多细胞基因的转录，包括干扰素（IFN），它们参与抗病毒防御、细胞生长调节和免疫激活。干扰素是一组细胞因子，具有通过表达许多干扰素刺激基因（ISG）在细胞中建立抗病毒状态的独特能力。许多ISG编码细胞内酶，其中最著名的是蛋白激酶（PKR）。尽管由干扰素诱导，但PKR仍然不活跃，除非细胞也产生过多的双链RNA（例如，由于病毒感染）。活化的PKR修饰并灭活真核生物起始因子2α，真核生物翻译装置的关键组成部分，导致病毒蛋白合成被阻断(9). 干扰素还诱导2′5′寡腺苷酸合成酶(30)，与RNase L一起导致加速RNA降解，从而抑制蛋白质合成。此外，干扰素下调细胞周期(45)并在细胞中诱导促凋亡状态(三)以及上调I类主要组织相容性复合体（MHC）分子的表面表达，从而增强肽向T细胞的呈现(27).
干扰素的生物活性是由干扰素α/β和干扰素γ与其同源受体的结合启动的，这导致了不同但相关的信号通路的激活。IFN-α/β信号通过受体相关酪氨酸激酶Jak1和Tyk2，磷酸化并激活信号转导子和转录激活子STAT1和STAT2。磷酸化后，STAT1和STAT2形成异源二聚体，转移到细胞核，与DNA-结合蛋白p48结合形成干扰素刺激基因因子3（ISGF3）。ISGF3结合IFN-刺激反应元件（ISRE）以驱动IFN-α/β调节基因的表达。类似地，IFN-γ通过受体相关酪氨酸激酶Jak1和Jak2发出信号，介导STAT1的磷酸化和活化，而不是STAT2。STAT1同源二聚体形成活性转录复合体，即γ激活因子（GAF），与IFN-γ诱导基因调控区的γ激活序列（GAS）元件结合。由于STAT1也被干扰素-α/β激活，因此可以形成GAS复合物以响应干扰素–α/β。因此，Jak1和STAT1是IFN-α/β和IFN-γ信号转导途径的共同组成部分（有关综述，请参阅参考文献43). STAT1基因包含编码两种STAT1形式的多个外显子(37). STAT1α（91 kDa）为750个氨基酸；STAT1β（84 kDa）是差异剪接mRNA的产物，该mRNA编码712个氨基酸的蛋白质(37,50). 已知这两种形式都在一个残基Tyr-701上磷酸化，使其二聚化并移位到细胞核以结合DNA(40,41). 然而，STAT1α是STAT1的唯一转录活性形式，因为STAT1β缺乏包含已知转录激活域的38个C末端氨基酸(24,37). 为了获得最大转录活性，STAT1α也必须在Ser-727上磷酸化(49)，STAT1β中缺失的残基。
对于大多数已知的干扰素诱导的抗病毒活性，存在病毒编码的基因产物拮抗其作用的例子。已经描述了特异性抑制PKR、阻断或下调MHC I类表达、刺激细胞分裂、抑制凋亡或作为诱饵MHC样分子阻止NK细胞活化的病毒产物(31,39,42). 迄今为止，很少有病毒抑制IFN转录反应的例子；某些痘病毒分泌可溶性干扰素受体蛋白，阻止干扰素-γ反应(47); 类似地，痘苗病毒编码可溶性IFN-α/β受体(44). 其他病毒通过改变信号通路关键成分的水平或功能来阻断转录反应。例如，腺病毒的E1A产物被描述为具有通过干扰转录来阻断IFN反应的能力(19)，以及Look等人(20)已经表明，腺病毒E1A蛋白可以直接抑制STAT1功能。研究还表明，人类疱疹病毒8的K9开放阅读框可以阻断对IFN-α/β和IFN-γ的转录反应(52)，有证据表明，人类巨细胞病毒会改变Jak1水平，从而破坏IFN-α/β和IFN-γ信号通路(23). 还注意到，持续感染腮腺炎病毒的细胞中STAT1α水平降低(51).
我们之前已经证明，副粘病毒猴病毒5（SV5）在人细胞中阻断IFN-α/β信号，但在小鼠细胞中没有阻断(6)从而定义了宿主细胞约束，可以防止SV5跨越物种屏障并在小鼠中引起疾病。在这里，我们通过显示SV5还可以阻断人类细胞中的IFN-γ信号，并确定细胞靶点和负责此抑制的病毒蛋白来扩展这些发现。
SV5是一种包膜病毒，带有一个非片段的负义RNA基因组。单链基因组编码八种蛋白质：核衣壳蛋白（NP）、V蛋白（V）、磷酸蛋白（P）、基质蛋白（M）、融合蛋白（F）、小疏水蛋白、血凝素-神经氨酸酶蛋白和大聚合酶蛋白（关于副粘病毒及其复制的综述，请参阅参考文献17). P和V都是结构蛋白，由单个基因编码。它们共享相同的164个N端氨基酸，但具有唯一的C端。V的C末端富含半胱氨酸，每个分子结合两个锌原子(28)在副粘病毒中高度保守。V mRNA是P/V基因的忠实转录物，但P mRNA包含两个额外的非模板G残基(46)，由病毒RNA聚合酶在基因转录过程中结巴插入(48)虽然已知P是病毒编码的聚合酶复合体的一部分，但V在病毒复制和发病机制中的作用尚不清楚。它对病毒在组织培养细胞中的复制似乎是可有可无的，但对仙台病毒（SeV）的病毒发病机制至关重要(5,13). SV5的V蛋白也被证明能结合可溶性但非聚合形式的NP(33)并与细胞紫外线DNA损伤结合蛋白结合(21). 在这里，我们证明SV5的V蛋白而非P蛋白也通过靶向STAT1以进行蛋白酶体介导的降解来阻断IFN信号。
材料和方法
细胞培养和病毒感染。
人二倍体成纤维细胞2fTGH细胞(29)保存在补充有10%胎牛血清（生长培养基）的Dulbecco改良Eagle's培养基（DMEM）中。SV5（菌株W3[4])在含有2%胎牛血清（维持培养基）的DMEM和还原性血清培养基（Opti-MEM；Gibco-BRL）中分别以10倍感染率（MOI）感染和重组Semliki Forest病毒（SFV）。在吸附1至2小时后，去除接种物并用维护介质替换。用重组人干扰素-αA/D（rHuIFN-αA/D）处理细胞[34])或将人IFN-γ（目录号80-3348-01；Genzyme Diagnostic）添加到1000 IU/ml的维持培养基中。在蛋白酶体抑制剂实验中，在含有0.2%二甲基亚砜（DMSO）的培养基中模拟感染或感染6孔或24孔板中的2fTGH细胞添加或未添加10μM MG132或10μM乳酸菌素（目录号PI-104；BIOMOL Research Laboratories Inc.）。在1至2小时的吸附期后，去除培养基并用补充有0.2%二甲基亚砜或0.2%二甲亚砜（含有10μM MG132或乳酸菌素）的维持培养基替换，然后再培养细胞6小时。在监测IκBα降解的实验中，用或不用肿瘤坏死因子α（TFN-α）处理细胞在感染后8 h（p.i.），以10 ng/ml的速度将细胞单层在磷酸盐缓冲液（PBS）中洗涤两次，并直接在十二烷基硫酸钠（SDS）凝胶负载缓冲液（0.05 M Tris-HCl[pH7.0]，0.2%SDS，5%2-巯基乙醇，5%甘油）中溶解。
免疫印迹法。
收获时，细胞在PBS中清洗两次，在SDS-gel负载缓冲液中刮取，煮沸5分钟。蛋白质通过SDS-7.5%聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，转移到硝化纤维素膜上，并用特异抗血清检测，包括针对N末端194个氨基酸的多克隆抗STAT1抗体、对STAT1的C末端反应的单克隆抗体（MAb）和对STAT2的N末端区域反应的单抗（目录号分别为G16930、S21120和S21220；转导实验室）和对任一磷酸酪氨酸的多克隆抗体（701）STAT1或磷酸丝氨酸（727）STAT1（目录号分别为06-657或06-802；Upstate Biotechnology）。除非另有说明，否则用STAT1 N末端的抗体检测STAT1。还应注意，针对STAT1的N端和C端（分别为G16930和S21120）产生的抗体与STAT1α和STAT1β反应。MAb 10B检测到IκBα(12). 使用辣根过氧化物酶偶联的绵羊抗小鼠或驴抗兔免疫球蛋白G（Amersham International Ltd.，Little Chalfont，United Kingdom）通过增强化学发光检测所有蛋白质-抗体相互作用。
质粒DNA。
IFN-α/β应答质粒p（9-27）4tkΔ（−39）luctor包含IFN-诱导基因9-27与萤火虫荧光素酶基因融合的ISRE的四个串联重复序列(16); IFN-γ应答质粒p（GAS）2tkΔ（−39）lucter含有一个最小胸苷激酶（TK）启动子和两个与萤光素酶基因融合的IRF-1 GAS位点串联重复序列(16). pJATlacZ是一种用作转染标准的质粒，在大鼠β-肌动蛋白启动子的控制下含有β-半乳糖苷酶基因(22).
构建pEF。SV5-P和pEF。SV5-V载体、SV5-P和V cDNA序列是从最初克隆P和V基因的pGEM3表达质粒中获得的(32). cDNA插入Nco公司我和Xho公司EF1a启动子载体pEFlink2的I位点（皇家癌症研究基金会R.H.Treisman赠送的礼物）。
瞬时转染。
根据制造商的说明，用0.5μg DNA和2μl Lipofectamine（Life Technologies Inc.）转染在24孔板中生长至50%至70%汇合处的2fTGH细胞单层。16小时后，细胞感染或未感染SV5，并在24小时内以每毫升1000 IU的rHuIFN-αA/D进行诱导。在IFN诱导4小时后，收集细胞并按前述方法检测荧光素酶和β-半乳糖苷酶活性(15). 通过将荧光素酶值除以β-半乳糖苷酶值计算相对表达水平。实验重复了几次，结果相当。
电泳迁移率变化分析（EMSA）。
全细胞提取物(25)由模拟感染或SV5感染的细胞制备，这些细胞在24小时p.i收获前已经或没有用rHuIFN-αA/D处理1小时。通过在30°C下用1 ng探针（用[A]标记32P] 在含有20 mM Tris（pH 8.0）、12%甘油、2 mM MgCl的20μl反应混合物中，用Klenow酶填充GATC 5′悬液中的其他双链寡核苷酸5′AGGAAAGAAACTG 3′[ISRE]或5′TGATTTCCCGAAATG 3′[CAS]）上的dATP20.6 mM二硫苏糖醇和375 ng聚（dI-dC）·聚（dI-dC）。配合物在含0.5×三硼酸盐-EDTA的6%天然聚丙烯酰胺（1:30双丙烯酰胺/丙烯酰胺）凝胶上分解，干燥凝胶通过放射自显影术显示。
结果
SV5可防止人类细胞中ISGF3和GAF复合物的形成。
使用荧光素酶报告分析，我们先前证明SV5阻断了人类细胞中的IFN-α/β信号传导（图。a） 但不是小鼠细胞(6). 使用类似的方法，我们在这里显示SV5也阻断人体细胞中的IFN-γ信号（图。b） 但在小鼠细胞中没有（数据未显示）。为了确定SV5对人细胞中IFN-α/β和IFN-γ信号的抑制是否反映了不能形成转录复合物ISGF3和GAF，进行了EMSA。与用干扰素处理的模拟感染细胞中ISGF3和GAF复合物的诱导相反，在SV5感染细胞提取物中未检测到ISGF3及GAF复合体（图。c和d）。（在存在干扰素的情况下，很容易在SV5感染的小鼠细胞中检测到ISGF3和GAF复合物[数据未显示]。）
SV5抑制2fTGH细胞中IFN-α/β（a）和IFN-γ（b）信号传导以及ISGF3（c）和GAF（d）复合物的形成。用IFN-α/β（a）-或IFN-γ（b）-应答质粒和pJATlacZ转染细胞，转染后16 h，细胞被模拟感染或感染SV5。在24小时p.i.时，用rHuIFN-αA/D（A）或IFN-γ（b）补充培养基或不处理。4小时后，测量细胞裂解液中的荧光素酶和β-半乳糖苷酶活性。荧光素酶活性（以相对光单位表示）归一化为β-半乳糖苷酶活性。对于EMSA，用SV5模拟感染或感染细胞24小时，然后用rHuIFN-αA/D（c）或rHuIFN-γ（D）处理（+）或不处理（−）1小时。使用32P标记的ISRE（c）或GAS（d）探头。
蛋白酶体介导的SV5感染细胞中STAT1的降解。
由于STAT1是ISGF3和GAF复合物的唯一常见成分，因此通过免疫印迹分析，使用对C反应的抗体来检测模拟或SV5感染的人类细胞中STAT1的水平（图。a） 或N（图。b） STAT1的终点。尽管STAT1在模拟感染细胞中很容易检测到（图。a和b），SV5感染细胞中未检测到STAT1（图。a和b）。（应该注意的是，STAT1α和STAT1β在SV5感染细胞中都被降解。b和后面的数字不是STAT1β[参见图的图例。].) 使用针对磷酸酪氨酸（701）和磷酸丝氨酸（727）形式STAT1的抗血清进行的免疫印迹分析表明，磷酸化形式的STAT1也在SV5感染细胞中降解（数据未显示）。相反，模拟和SV5感染细胞中STAT2的水平具有可比性（图。c） ●●●●。
STAT1（而非STAT2）在受SV5感染的人类细胞中降解。利用对STAT1（a）的C末端或STAT1的N末端或STAT2（C）的反应性抗体，通过免疫印迹分析在模拟或SV5感染的2fTGH细胞的全细胞提取物中检测STAT1和STAT2。应该注意的是，抗STAT1抗体都与STAT1α和STAT1β反应（在低百分比的SDS-聚丙烯酰胺凝胶上可以更清楚地分辨它们）。模拟感染细胞和SV5感染细胞（b）中均存在较低的显著带，估计分子量为75kDa，尚未确定。
STAT1没有明显的降解产物，例如可能用于序列特异性内蛋白酶（如半胱天冬酶）的降解产物(16)在SV5感染细胞的免疫印迹中可见。未能观察到分解中间产物表明，蛋白质被一种加工蛋白酶降解，如蛋白酶体介导的降解。为了验证这一点，我们检测了用蛋白酶体抑制剂MG132和乳胱氨酸蛋白酶（有效且结构无关的蛋白酶体作用抑制剂）处理过的细胞中STAT1的水平[8,26,35]). 这些结果（图。a） 明确显示，在SV5感染细胞中，STAT1在没有MG132的情况下降解（第2和第3通道）；然而，MG132治疗（第4和第5道）阻断了这种效应。在同一实验中，MG132还阻止了TNF-α诱导的IκBα降解（图。b；比较通道3和通道5），证明抑制剂在阻断蛋白酶体介导的降解过程中有效(1,36). Lactacystin还抑制SV5感染细胞中STAT1的降解（数据未显示）。
蛋白酶体抑制剂MG132阻断SV5感染的2fTGH细胞中STAT1的降解和TNF-α刺激的2fTGH细胞中IκBα的降解。从感染时起，将模拟感染细胞（泳道1）和SV5感染细胞（泳道2-5）在含有（泳道4和5）或不含有（泳道1-3）蛋白酶体抑制剂MG132（10μM）的培养基中孵育。在p.i.第8小时，培养基（第3和5道）或未（第1、2和4道）进一步补充TNF-α；30分钟后，收集细胞，通过免疫印迹分析检测STAT1（a）和IκBα（B）的水平。
SV5的V蛋白靶向STAT1进行蛋白酶体介导的降解。
我们之前构建了许多SFV载体，包括那些表达SV5融合（F）或V蛋白的载体。为了确定这些蛋白质中的任何一种是否可能对观察到的STAT1降解负责，我们用这些病毒或表达β-半乳糖苷酶的病毒感染细胞（MOI较高），并通过免疫印迹分析估计STAT1的水平（图。a） ●●●●。在感染表达SV5的V蛋白的重组SFV的细胞中，STAT1的水平可以忽略（recSFV/V；图。a、 车道4）。相反，STAT1的水平与模拟感染细胞中观察到的水平相似（图。表达SV5 F蛋白（recSFV/F）（通道2）或β-半乳糖苷酶（recSFV/lacZ）（通道3）的重组SFV感染的细胞中存在。
SV5的V蛋白诱导蛋白酶体介导的STAT1降解。（a） 2fTGH细胞被模拟感染（第1道）或感染recSFV/F（第2道）、recSFV/lacZ（第3道）或recSFV/V（第4道）8小时，如前所述，检测总细胞提取物中的STAT1。（免疫荧光分析证实，>95%的细胞在收获时表达了适当的病毒蛋白。）（b）2fTGH细胞被模拟感染（通道1和2）或感染recSFV/V（通道3和4）。在感染时，蛋白酶体抑制剂MG132（10μM）被添加到或未添加到培养基中（通道2和4）。在每天8小时时，收获细胞，并通过免疫印迹分析估计STAT1的水平。
为了证实SV5的V蛋白诱导STAT1降解的机制与SV5感染细胞中观察到的相同，检测了蛋白酶体抑制剂MG132处理的细胞中STAT1的水平。这些结果表明，MG132抑制了感染recSFV/V的细胞中STAT1的降解（图。b；比较车道3和4）。在同一实验中，在有或无抑制剂的情况下，在表达SV5 F或β-半乳糖苷酶蛋白的细胞中未观察到STAT1降解（数据未显示）。
前164个N端氨基酸在SV5的V和P蛋白之间很常见，但V和P具有唯一的C端。因此，重要的是要确定P是否也能阻断干扰素信号。为了解决这个问题，我们将P和V基因克隆到EF1α启动子载体pEFlink2中，并测量表达的蛋白阻断IFN-α/β应答质粒激活的能力。从图中可以清楚地看到。P和V的表达对TK控制启动子没有影响（图。a） ●●●●。然而，V而不是P阻断了IFN-α/β应答启动子的激活（图。b） ●●●●。
SV5的V蛋白（而非P蛋白）阻断人细胞中IFN-α/β应答启动子的激活。在单纯疱疹病毒TK启动子（a）或干扰素-α/β应答启动子（b；0.1μg）的控制下，用含有荧光素酶基因的质粒混合物和0.3μg的pEFlink2（对照）pEF转染2fTGH细胞。SV5-P（表达SV5-P蛋白）或pEF。SV5-V（表达SV5 V蛋白）。转染混合物中还包括0.1μg质粒pJATlacZ，其中lacZ公司该基因受大鼠β-肌动蛋白启动子的控制。在转染后40 h，培养基中添加或不添加IFN。4小时后，测量细胞裂解液中的荧光素酶和β-半乳糖苷酶活性。以相对光单位表达的萤光素酶活性被标准化为β-半乳糖苷酶活性。
感染病毒可以在没有病毒蛋白合成的情况下诱导STAT1降解。
由于V蛋白是SV5病毒的一个结构成分，因此有兴趣确定STAT1在SV5感染后消失的速度以及是否需要病毒蛋白合成。在高MOI（10 PFU/cell）下细胞感染后的一个时间过程实验中，STAT1的数量每小时显著减少4小时，STAT1的完全丢失每小时8小时（图。a、 车道4和车道5）。相反，STAT2水平在整个实验期间保持不变（数据未显示）。此外，免疫荧光分析和免疫沉淀35S标记的多肽显示，到p.i.4小时时，几乎没有病毒蛋白合成（数据未显示），这表明STAT1可能在没有病毒蛋白质合成的情况下降解。为了确定是否是这种情况，细胞被感染了SV5，这种SV5已经被紫外线灭活，以至于病毒无法再合成可检测到的病毒蛋白。这些结果表明，紫外线活化病毒也诱导STAT1降解（数据未显示；另请参见图。b） ●●●●。
在没有病毒蛋白合成的情况下，STAT1在SV5感染细胞中迅速降解。（a） 通过免疫印迹分析，对模拟感染（1区）或感染SV5 1、2、4或8小时（2至5区）的2fTGH细胞的总细胞提取物进行STAT1检测。（b） 2fTGH细胞被模拟感染（泳道1）或用UV灭活的SV5感染（泳道2-6）。在第6小时（通道1和2）和第24、48、72和96小时（通道3至6），通过免疫印迹分析检测总细胞提取物中的STAT1。（根据免疫荧光判断，在后一个实验的任何时候，细胞均未出现病毒抗原阳性。）
为了确定在没有病毒蛋白合成的情况下，细胞恢复正常STAT1水平所需的时间，用紫外线活化病毒感染细胞并在不同时间p.i.收获，并估计STAT1的水平（图。b） ●●●●。在p.i.第3天，STAT1蛋白水平仍然可以忽略不计（图。b、 车道5），检测到大量STAT1需要4天时间（图。b、 车道6）。
在SV5感染细胞中，STAT1的降解不需要病毒（和细胞）转录和蛋白质合成，这一发现分别通过使用放线菌素D和放线菌酮（转录抑制剂和蛋白质合成抑制剂）得到证实。未经处理的模拟感染细胞中STAT1的水平（图。a） 与用放线菌素D或放线菌亚胺处理8小时的模拟感染细胞相似（图。a） 从而证明未感染细胞中STAT1的转换缓慢。相反，STAT1在感染SV5的细胞中迅速降解，这些细胞在整个感染过程中曾用或未用放线菌素D或放线菌酮进行处理（图。b） ●●●●。
抑制转录和蛋白质合成并不能阻止SV5感染细胞中STAT1的降解。2fTGH细胞未经处理（Un）或用放线菌素D（Act.D；10μg/ml）或放线菌酮（Cx；50μg/ml。放线菌素D或环己酰亚胺（视情况而定）也存在于整个感染期。在每天6小时制备总细胞提取物，并通过免疫印迹分析检测STAT1的水平。
STAT1通过感染病毒在IFN预处理的细胞中降解。
用干扰素对细胞进行预处理，可将病毒蛋白合成的开始延迟至24至48小时p.i.，而未经处理的细胞约为8小时p.i(6). 对这种延迟的一种解释是，用IFN预处理细胞诱导了有效抑制病毒复制的抗病毒状态。然而，在缺乏持续的干扰素信号（由于感染病毒导致STAT1降解）的情况下，这些细胞中的抗病毒状态无法维持，从而允许感染病毒最终复制。与此模型一致，SV5感染诱导干扰素预处理细胞中STAT1的降解。从图中可以看出。IFN刺激STAT1表达（STAT1基因受IFN应答启动子控制），因为用IFN预处理的模拟感染细胞中的水平显著高于未处理细胞（图。; 比较车道1和2）。然而，在感染SV5的干扰素预处理细胞中，在每次6小时时只检测到少量STAT1，而在每次24小时时未检测到STAT1（图。（分别为第4和第6车道）。
干扰素预处理细胞中STAT1降解。在模拟感染（通道1和2）或SV5感染（通道3至6）之前，2fTGH细胞（通道2、通道4和通道6）或未（通道1、通道3和通道5）接受rHuIFN-αA/D治疗24小时。从在p.i.6（泳道1-4）或24（泳道5和6）小时收获的细胞中制备总细胞提取物，并通过免疫印迹分析检测STAT1的水平。
讨论
干扰素反应的潜在有效性，如果没有被阻断，可以通过干扰素诱导后小鼠细胞中SV5蛋白合成的快速关闭来判断（SV5不阻断小鼠细胞中的IFN信号[6]). 相比之下，感染SV5的人类细胞不再对干扰素有反应，因此一旦病毒蛋白合成建立，就会关闭病毒蛋白合成(6). 在本报告中，我们显示SV5特异性地靶向STAT1，以在人类（但不是小鼠）细胞中进行蛋白酶体介导的降解，从而通过抑制ISGF3和GAF转录复合物的形成来阻断I型和II型IFN信号。我们还证明SV5可以诱导进入抗病毒状态的人类细胞中STAT1的降解，这可能在病毒发病机制方面具有重要意义。据推测，在缺乏持续信号的情况下（由于STAT1的丢失），细胞无法保持抗病毒状态并无限期抑制病毒复制。因此，细胞内病毒保持存活与细胞重新合成足够水平的STAT1之间必须存在竞争，以应对干扰素，从而维持其抗病毒状态。
SV5在阻断I型和II型干扰素信号方面显然有许多潜在优势。例如，除了阻断感染细胞分泌的IFN-α/β的自分泌作用外，SV5感染细胞对活化的白细胞和T细胞释放的IFN-γ和IFN-α都不敏感。此外，由于干扰素可以作为白细胞活化细胞因子，增加NK细胞活性，并作为记忆CD8的生长因子+T细胞，一旦SV5感染这些细胞，细胞免疫反应可能会受到不利影响。事实上，SV5可以导致STAT1在没有病毒蛋白合成的情况下降解，这可能会加剧这种情况。此外，由于V是与病毒粒子核衣壳相关的结构蛋白（每个病毒粒子约350个分子[28])，缺陷病毒颗粒也可能导致观察到的任何影响。
V有几个特性，包括它与病毒NP的相互作用(33)和手机(21)蛋白质。然而，很明显，V与NP的相互作用对于其阻断IFN信号的能力或STAT1靶向蛋白酶体介导的降解都不是必需的。因此，V很可能是一种多功能蛋白，在SV5复制和发病机制中具有许多独立的作用。其他成员的V蛋白副粘病毒亚科家族发挥与SV5的V蛋白完全相同的作用仍有待建立，但似乎不太可能。因此，在审查本报告时，Garcin等人(第九章)据报道，是SeV的C蛋白，而不是V，抵消了IFN诱导的抗病毒状态（SV5和其他rubulavirus不编码C蛋白）。由于我们之前报道过SeV也阻断IFN信号传导(6)SeV和SV5阻断IFN信号传导的分子机制可能在细节上有所不同。事实上，SV5的V蛋白是如何靶向STAT1以进行蛋白酶体介导的降解的，尚待确切阐明。V可能直接与STAT1相互作用，从而以某种方式使其泛素化和降解。或者，V可以激活参与STAT1转换的正常细胞途径。在这方面，值得注意的是，Kim和Maniatis(14)据报道，活化（磷酸化）STAT1被泛素蛋白酶体途径降解。然而，对于去磷酸化/核导入机制是否是STAT1下调的更重要机制而非蛋白水解降解机制，仍存在一些争议(10,18). 关键的导入机制是STAT1下调的更重要机制，而不是蛋白水解降解(10,18). 这里报告的观察结果的关键区别在于，磷酸化和非磷酸化形式的STAT1在SV5感染细胞中都被降解。
还有其他一些以细胞蛋白为靶点的病毒用于蛋白酶体介导的降解。人乳头瘤病毒的E6和E7蛋白分别以p53和pRB为靶点，用于蛋白酶体介导的降解(2,11,38). 在单纯疱疹病毒感染过程中，蛋白酶体依赖性过程也会破坏被称为ND10或PML核体的核结构，这些核结构与许多细胞过程有关（例如，对压力和IFN的反应、肿瘤发生和病毒感染）(7). 因此，针对蛋白酶体介导降解的重要细胞控制蛋白可能是病毒篡夺细胞途径的一般机制。
