《维罗尔杂志》。2000年8月；74(16): 7478–7484.
麻疹病毒逃避宿主防御：野生型麻疹病毒感染干扰α/β干扰素的诱导
,1,* ,2 ,1 ,1 ,2和1
丹尼斯·纳尼奇
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
安妮·叶
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达健康科学大学制服服务学院病理学系，邮编：208142
丹妮尔·埃托
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
玛丽安·曼彻斯特
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
罗伯特·弗里德曼
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
迈克尔·B·A·奥尔德斯通
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
加利福尼亚州拉霍亚斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，邮编：92037，1马里兰州贝塞斯达市卫生科学制服服务大学病理学系，邮编：208142
*通讯作者。通讯地址：斯克里普斯研究所神经药理学系病毒学部，加利福尼亚州拉霍拉市托里松树北路10550号，邮编92037。电话：（858）784-8737。传真：（858）784-9981。电子邮件：ude.sppircs@ehcinan. 收稿日期：1999年12月21日；2000年5月17日接受。
摘要
麻疹是一种高度传染性疾病，目前导致100多万儿童死亡，尤其是在发展中国家。由于α/β干扰素（IFN）在非特异性抗病毒免疫和特异性细胞反应中起着关键作用，因此麻疹病毒（MV）对其的诱导或抑制可能会影响病毒感染的结果。在本研究中，我们比较了实验室传播的减毒MV株Edmonston和Moraten与仅在人类外周血单个核细胞（PBMC）或B958绒猴B细胞系上分离和传代的新近野生型病毒的IFN诱导和敏感性。我们报告，与Edmonston和Moraten麻疹株相比，两株PBMC生长的野生型麻疹分离株和两株B958培养的MV株诱导植物血凝素刺激的外周血淋巴细胞（PBL）产生IFN的量降低了10到80倍。PBL预先感染这些非干扰素诱导的MV分离物可以阻止Edmonston诱导但不是双链RNA诱导的干扰素生成。这表明野生型病毒可以积极抑制Edmonston诱导的干扰素合成，而这不是通过双链RNA实现的。此外，野生型MV对干扰素的影响比Edmonston-MV更敏感。因此，MV能够抑制最早的抗病毒免疫介质IFN-α/β的合成。这可能对MV的毒力和传播有重要影响。
麻疹是一种高度传染性疾病，导致许多儿童死亡，尤其是在发展中国家。尽管对麻疹病毒（MV）产生了强有力的免疫反应，但对其他病原体的免疫却受到抑制。这种暂时性全身免疫抑制可导致机会性感染，并导致许多与麻疹相关的并发症（参考文献综述14). 间接证据表明，麻疹的死亡率和发病率与病毒复制程度相关。先前接种过疫苗且表现出弱免疫力或部分免疫力的个体的MV感染在系统上比未接种疫苗的个体轻(7,36). 因此，MV复制的早期控制可以决定疾病的严重程度。
早期非特异性免疫反应的主要参与者是α/β干扰素（IFN-α/β）诱导、补体激活、自然杀伤细胞（NK）和巨噬细胞激活以及IFN-γ和白介素-12（IL-12）的产生。尽管体外细胞系的MV感染已被证明能诱导IFN(47)，关于体内野生型MV感染的结果是相互矛盾和不确定的。在一项研究中，发现MV自然感染后体内存在活性IFN-α/β(6,39,45). 用减毒活疫苗接种MV后，血清IFN和IFN诱导的2′-5′寡腺苷酸合成酶（2-5A）基因转录物的水平已被证明升高(45). 关于其他先天性防御机制，MV似乎不妨碍体外补体激活或体内IFN-γ的产生(16,40). 然而，MV已被证明在体外抑制IL-12的合成，并在体内抑制NK细胞的活性(15,18,37). 我们想研究MV对干扰素-α/β反应的影响，因为干扰素/α/β和IL-12是限制早期病毒传播以及抗原提呈细胞激活和启动事件的关键因素。
干扰素-α/β诱导许多细胞基因的表达，如2-5A、双链RNA依赖性蛋白激酶（PKR）和Mx，这些基因赋予细胞抗病毒特性(17,46). 除了抗病毒功能外，干扰素-α/β在调节特异性免疫反应方面也有强大的作用(41). 它们被认为可以增强树突状抗原呈递细胞的分化，并有助于延长T淋巴细胞的寿命(22,26). 因此，病毒已进化出对抗干扰素抗病毒作用的机制，或在某些情况下抑制其产生。
对干扰素抗病毒作用的抵抗是通过主动抑制干扰素诱导的基因功能介导的。通过细胞培养可以分离出对干扰素耐药和敏感的MV菌株，有人认为对干扰素耐药的MV菌株有助于建立中枢神经系统（CNS）的持续感染(4). 这与罕见的中枢神经系统持续MV感染引起亚急性硬化性全脑炎（SSPE）有关，这是一种致命的疾病。目前尚不清楚哪些MV产物有助于干扰素抵抗，但对密切相关的仙台病毒的研究表明，非结构C蛋白可对抗干扰素介导的抗病毒状态(12).
病毒感染必须在诱导抗病毒状态之前触发IFN合成。对仙台病毒或水泡性口炎病毒（VSV）等病毒的研究表明，同一病毒的不同毒株可以诱导高度可变数量的IFN-α/β。这些研究表明，低干扰素诱导病毒可以积极抑制高干扰素诱生菌株的干扰素生成(25,28).
在本研究中，我们比较了实验室传递的减毒Edmonston（MV-Ed）和Moraten（疫苗株）MV与仅在人外周血单个核细胞（PBMC）或B958绒猴B细胞系上分离和传代的近期野生型病毒的IFN-α/β诱导和敏感性。我们报告，与麻疹MV-Ed实验室株相比，两株PBMC生长的野生型MV株和两株B958生长的MV株通过植物血凝素（PHA）刺激的外周血淋巴细胞（PBL）诱导的IFN生成显著降低。此外，我们的证据表明，这些wt-MV菌株对干扰素的影响更为敏感，并积极抑制干扰素合成。
材料和方法
淋巴细胞制剂、培养条件和MV制剂。
通过Ficoll-Hypaque离心法从正常健康供体分离PBMC。粘附细胞在组织培养处理的塑料上粘附2小时后被清除。PBL在添加10%热灭活胎牛血清（FBS）、每毫升50 U青霉素和每毫升50μg链霉素的RPMI培养基中培养6细胞/ml。
MV Edmonston（MV-Ed；马里兰州Rockville的American Type Culture Collection）和Moraten菌株（马里兰州Baltimore的Johns Hopkins医学院Alexandra Valsamakis善意提供）在无支原体的Vero细胞上传代和培养。1991年至1994年麻疹暴发期间，在美国PBMC（JW和IV）或西班牙B958细胞（Bcl94和FV93）上分离到野生型病毒(9,35). JW-、IV-、Bcl94-和FV93-Vero毒株是通过在Vero细胞上盲目传代亲本野生型病毒并在10代后收集病毒而获得的(23). 由于亲本野生型分离物不会在Vero细胞上产生斑块，因此标准斑块分析无法用于测定这些病毒的滴度。因此，所有病毒的滴定度都是通过用10μg PHA（Difco）/ml刺激PBMC的系列稀释液来测定的。感染4天后，将细胞溶解在0.1%十二烷基硫酸钠（SDS）中，并应用于Nytran过滤器（Schleicher&Schuell），然后用32麻疹N基因的P放射性标记DNA探针。50%组织培养感染剂量（TCID50)根据前面描述的三个重复井进行计算(9). 病毒上清液用于感染。
流式细胞术用于表面染色和细胞增殖。
瑞典斯德哥尔摩卡罗琳斯卡研究所的Ewa Bjorling好心地提供了麻疹血凝素抗体I41。为了标记用于流式细胞术的细胞，将细胞与一级抗体在含有1%FBS和0.05%叠氮化钠的磷酸盐缓冲盐水中孵育30分钟。细胞清洗两次，并用与藻红蛋白结合的二级抗体孵育。孵育30分钟后，在进行FACScan分析之前，将细胞清洗并固定在1%甲醛中（Becton Dickinson）。
为了通过羧基荧光素琥珀酰酯（CFSE；Molecular Probes，Eugene，Oreg.）的荧光降低来测量细胞增殖，在感染前用CFSE标记淋巴细胞。在37°C下以2×10的浓度进行标记10分钟6细胞/ml，在含有50μM CFSE的培养基中。将细胞清洗两次以去除未结合的染料，并与PHA和IL-2一起培养。
MV诱导干扰素生成分析。
以0.003 TCID的多重感染率（MOI）将标记细胞感染到各种MV分离物50/单元格。对于Vero细胞生长菌株，PFU中的等效MOI为0.8 PFU/cell。将细胞与病毒原液在37°C下孵育3小时，造粒，并在10℃下重新悬浮6每毫升培养基中含有5μg PHA（美国生化制剂）和50 U IL-2（马里兰州贝塞斯达国家癌症研究所生物制剂）。感染后72小时，收集上清液并在110000×克持续45分钟以清除游离病毒。通过使用脑心肌炎病毒（ECMV）的细胞病变效应（CPE）检测，对无病毒上清液进行干扰素活性检测(49). 通过流式细胞术分析细胞的增殖和MV血凝素的表面表达。
干扰素治疗和评估对干扰素的复制敏感性。
人PBL在2×10条件下进行电镀5细胞/孔，并与在完全培养基中稀释的不同浓度的IFN-α/β（Sigma）一起孵育。24小时后，将细胞制成颗粒，并在0.003 TCID的MOI下感染病毒50/单元格。将细胞与病毒原液在37°C下孵育3 h，造粒，并重新悬浮在含有5μg PHA（美国生化制品）和50 U IL-2/ml的培养基中。感染后4天，通过流式细胞仪检测细胞增殖和血凝素表达。通过将细胞点印在Nytran膜上（Schleicher&Schuell），用探针检测核蛋白的表达32P标记的核蛋白探针，并在磷光成像仪上进行定量。用亲环素探针重制印迹，并对其进行定量，以控制相同的RNA含量。
复合感染和多聚（I-C）治疗。
PBL感染的MOI为0.004 TCID50/细胞培养2 h。将细胞清洗并重新悬浮在完整的培养基中，每ml补充5μg PHA（美国生化制剂）和50 U IL-2。在感染后72 h，细胞以0.002 TCID的MOI感染Edmonston50/细胞（相当于0.5 PFU/细胞的MOI）培养2小时或每毫升200μg聚（I-C）（Sigma）处理。在Edmonston感染后48小时和聚（I-C）处理后24小时采集上清液。
蛋白质印迹。
HeLa细胞感染48 h和人类PBL感染72 h后，在TNE（Tris，10 mM；NaCl，100 mM；EDTA，1 mM；NP-40，0.5%）中溶解感染或IFN处理的细胞7细胞/ml，相当于2×105细胞在裂解缓冲液中煮沸（Tris-HCl，100 mM；SDS，4%；甘油，30%；二硫苏糖醇，250 mM），并加载到8%丙烯酰胺凝胶上，并进行SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳。将这些蛋白电转移到聚偏二氟乙烯膜（Millipore）上，并用STAT-1α/β特异性抗体（Pharmingen）和兔抗小鼠次级过氧化物酶结合抗体（Gibco）进行Western印迹。使用超强信号化学发光系统（Pierce）进行增强化学发光，并暴露于柯达Biomax胶片。
结果
MV弱毒株诱导的IFN明显多于野生型毒株。
设计实验以测定不同弱毒株和野生型MV株在感染原代人PBL后的相对IFN诱导潜能。不同供体的PBL在0.003 TCID的MOI下感染50各种MV菌株。在与PHA孵育4天后，对无病毒上清液中存在的生物活性干扰素进行量化。IFN活性通过测定CPE减少的ECMV感染进行测定，并按照国际单位进行标准化。用抗IFN-γ抗体中和IFN-α/β。表显示减毒的Vero细胞生长的MV的Edmonston株和目前使用的疫苗株Moraten诱导了高水平的IFN产生。相比之下，PBMC-冠野生型菌株JW和IV以及B958生长菌株诱导的IFN比Edmonston和Moraten菌株少10-20倍。此外，IV、JW、FV93和Bcl94病毒的Vero细胞适应分离物诱导的IFN数量是其各自亲本病毒的10-20倍（表). 由于紫外线激活的MV-Ed诱导的干扰素很少（313到500 U/ml），并且MV-Ed感染的非刺激性PBMC中的MV复制不良，产生的干扰物少于PHA刺激细胞，因此病毒复制在一定程度上似乎是诱导干扰素所必需的（数据未显示）。不同供体PBL分泌IFN的能力和效率存在很大差异。这两个实验代表了从五个不同的健康献血者的PBL上观察到的变异程度。所有感染导致所有淋巴细胞类型（B和T）的表面血凝素表达水平相似，75%以上的细胞被所有病毒感染（数据未显示）。
表1
野生型MV（毒株IV、JW、Bcl94和FV93）诱导的IFN-α/β比减毒的Edmonston、Moraten或Vero细胞适应的IV、JW、Bcl和FV毒株少10-80倍一
| 病毒株 | IFN/ml上清液的IU
|
|---|
| 出口1 | 出口2 |
|---|
| 镍 | 250 | 120 |
| 埃德蒙斯顿 | 2,000 | 4,000 |
| 莫拉滕 | 5,000 | 10,000 |
| JW公司 | 120 | 120 |
| 四、 | 120 | 250 |
| Bcl94类 | 120 | 120 |
| FV93型 | 120 | 250 |
| IV维罗 | 10,000 | 1,250 |
| JW-维罗 | 2, 500 | 10,000 |
| Bcl-Vero公司 | 1,250 | 2,000 |
| FV-Vero公司 | 1,250 | 2,000 |
这些结果表明，Vero细胞上野生型MV的衰减和/或传代将病毒从非干扰素诱导表型转化为干扰素诱发表型。
野生型病毒复制比Edmonston病毒对干扰素的影响更敏感。
为了确定Edmonston和野生型MV的复制对IFN的敏感性是否不同，在感染前用外源性IFN治疗PBL后分析MV的表达水平。PBL用不断增加的IFN治疗24小时，然后感染Edmonston或野生型MV病毒。3至4天后，用流式细胞仪测定血凝素的表达，用麻疹NP特异性放射标记DNA探针通过RNA斑点杂交测定NP的表达。Edmonston的复制对IFN的作用相对不敏感，而干扰素治疗后野生型MV株JW和IV的复制减少（图。). NP和血凝素的表达都减少了40到50%（图。).
野生型JW和IV病毒的复制对干扰素的敏感性高于Edmonston病毒。人PBL与不同浓度的IFN-α/β孵育过夜。用Edmonston、IV或JW病毒感染细胞，并在感染后第4天通过斑点杂交和磷光成像（A）定量NP RNA相对于亲环素RNA，以及通过流式细胞术（B）定量血凝素的表面表达来检测复制。
为了确定Edmonston和野生型MV是否能够阻断IFN信号在靶IFN-α/β受体承载细胞中的转导，在MV感染后评估信号转导中间产物STAT-1α和STAT-1β的水平。这些蛋白质已被证明通过IFN治疗上调(21,30). 当HeLa细胞在0.1或0.5 PFU的MOI下感染Edmonston MV时，STAT-1α和STAT-1β蛋白的表达增加到与IFN治疗后观察到的水平相当的水平（图。A） ●●●●。STAT-1的上调依赖于病毒剂量。这一发现与0.5 MOI比0.1 MOI感染的细胞比例更高一致。由于野生型IV和JW MV不会感染HeLa细胞，并且自身不会诱导显著水平的IFN，因此将外源性IFN-α添加到PBL培养物中，以评估野生型MV阻断IFN信号的能力。与干扰素处理的未感染细胞相比，静脉注射或注射JW的PBL预感染导致干扰素治疗后STAT-1α和-β蛋白水平略有下降（图。B） ●●●●。轻微的差异表明MV没有显著阻断IFN信号转导。因此，STAT-1基因诱导下游的事件可能解释了MV-Ed对干扰素效应的上述抗性。
MV-Ed不抑制干扰素诱导的STAT-1因子介导的上调。（A） HeLa细胞在Edmonston 0.1或0.5 PFU的MOI下感染，或用1000或10000 U IFN-α/β/ml处理。感染后48小时，细胞被裂解。（B） 人类PBL预先感染IV或JW MV，MOI为0.004 TCID50在感染后72小时，向培养物中加入每毫升1000U的IFN，并在24小时后裂解细胞。用识别STAT-1α（91 kDa）和STAT-1β（84 kDa。如文中所述，进行了增强化学发光。这个数字代表了几个实验。
野生型MV在干扰素处理的非增殖细胞中的复制效率低于增殖细胞。
干扰素对野生型麻疹复制的抑制作用可能是由于干扰素的抗病毒作用或对宿主细胞的抗增殖作用。因此，我们观察了MV感染细胞在增殖细胞和非增殖细胞中的分布。用CFSE标记细胞以监测增殖。如上所述进行干扰素治疗和感染。感染后4天，用抗血凝素抗体对细胞进行染色，并用流式细胞仪进行分析。在未经处理的细胞中，感染野生型病毒的大多数细胞是增殖细胞（图。A） ●●●●。在干扰素治疗后，干扰素如预期一样阻断了有效的细胞分裂，分裂细胞更少，感染野生型MV的细胞更少（图。B） ●●●●。然而，在Edmonston感染的情况下，干扰素治疗减少了增殖细胞的数量，但Edmonston-infected细胞的比例保持不变。因此，在IFN处理的细胞中，Edmonston可以通过感染更多的非增殖细胞来弥补分裂细胞的不足。虽然这些细胞没有增殖，但它们被激活，正如之前通过活化标记CD69和CD71的表面表达所确定的那样(33). 这些结果表明，在激活的非分裂细胞中，野生型MV的复制比Edmonston的复制更受限制。
野生型IV和JW菌株在干扰素处理的非分裂细胞群中的复制效率低于Edmonston。用CFSE标记人PBL并用每毫升2000 U IFN-α/β培养过夜。然后用Edmonston、IV或JW病毒感染细胞。用双色流式细胞术定量细胞增殖和血凝素的表面表达。在缺乏干扰素（A）或干扰素存在的情况下，根据表面血凝素的表达绘制增殖曲线。这个数字代表了几个实验。
野生型MV预感染部分抑制Edmonston诱导的IFN产生，但不抑制poly（I-C）诱导的IFN产生。
为了确定野生型MV的低干扰素诱导表型是否是一个活跃的过程，我们用野生型病毒预先感染细胞。PBL在与Edmonston混合感染之前，感染JW或IV病毒72小时。第二次感染后采集的上清液中IFN的定量显示，PBL预感染IV或JW可抑制约75%至80%由Edmonston单独诱导的IFN生成（图。). 这可能不是因为主要MV受体CD46的下调导致MV-Ed无法感染靶细胞，因为JW和IV都没有下调CD46（数据未显示），也没有下调标志物（血凝素蛋白481位的氨基酸Y）(23).
人类PBL预先感染IV或JW株MV会抑制Edmonston MV诱导的IFN生成，但不会抑制poly（I-C）（PI-C）诱导的IFN-生成。人类PBL感染IV或JW，MOI为0.004 TCID50在感染后72小时，细胞以0.002 TCID的MOI再次感染Edmonston50（0.5 PFU）或每毫升200μg poly（I-C）处理。收集上清液，并在24小时后对poly（I-C）处理的样品和48小时后对Edmonston感染的样品检测IFN-α/β生物活性。用Edmonston感染或poly（I-C）单独诱导的IFN量作为最大IFN量（分母），与感染前和添加MV-Ed或poly。该实验代表了用PBL从三个捐赠者处获得的平均值。
为了确定IV或JW是否能够抑制干扰素的双链RNA诱导，与之前的实验一样对细胞进行预感染，并用200μg poly（I-C）/ml处理细胞。然后在24小时后对上清液进行干扰素活性测定。IV和JW感染都不能阻止poly（I-C）诱导的IFN生成（图。). 所有聚（I-C）处理的样品产生相似量的IFN，无论它们接受了何种预处理。作为对照，在干扰素生物检测中，聚（I-C）单独在培养基中培养24小时，并与其他上清液一起处理，不会干扰ECMV感染（数据未显示）。
因此，野生型MV可以干扰MV-Ed诱导的干扰素生成，但不会干扰双绞线RNA诱导的干酪根生成。然而，Ed诱导的IFN的抑制作用并不是完全的。与VSV的情况一样，这可能是由于在异质病毒库中存在一些表现出IFN抑制表型的变体亚群，而其他亚群则表现出IFN-诱导表型(11,24).
讨论
本研究表明，与减毒Vero细胞生长的Edmonston和Moraten株MV相比，一系列野生型病毒不会诱导产生大量IFN-α/β。这些野生型MV可以积极抑制MV-Ed感染诱导的IFN生成。此外，在Vero细胞上10代野生型MV足以将其表型从干扰素抑制剂转变为干扰素诱导剂。与MV-Ed相比，这些野生型病毒的复制对干扰素治疗更为敏感，尤其是对于干扰素诱导的靶细胞生长停滞更为敏感。
许多病毒已开发出中和干扰素系统抗病毒作用的机制，从而可能增加病毒的早期传播。特别是，病毒已被证明可以对抗干扰素与干扰素受体结合所触发的细胞内级联反应。策略包括通过干扰JAK–STAT-1通路阻断IFN受体信号和/或阻止IFN诱导的基因产物的表达或激活，例如2-5A和PKR在通过IFN受体发出信号后诱导的表达或活化(46). 我们的结果表明，MV-Ed并不干扰早期STAT-1蛋白诱导或体内平衡，而是干扰干扰素应答下游的事件。MV-Ed感染诱导IFN的产生和转录激活物STAT-1α/β的成功上调。这与两种与MV相关的副粘病毒仙台病毒和猴病毒5（SV5）形成对比，这两种病毒通过两种不同的机制阻断STAT-1的表达。仙台病毒阻止STAT-1的上调，而SV5促进STAT-1蛋白的降解(8,12). 这表明，在副粘病毒科家族（在这个家族中，仙台病毒和SV5属于副粘病毒属的亚类），存在多种干扰素逃逸策略(50). 进一步的研究可能揭示MV所属的麻疹病毒属中所采用的各种机制。
许多研究分析了病毒干扰素抵抗机制；然而，很少有人关注针对干扰素分泌上游分子事件的病毒感染。仙台病毒和VSV的研究表明，除了阻断STAT-1启动的干扰素的下游效应外，一些病毒株还积极抑制干扰素合成(25,28). 我们的结果表明，野生型PBMC-grown和B958-grown MV的非干扰素诱导表型比Edmonston的干扰素诱发表型占优势。这表明这些病毒，如仙台病毒和VSV，可以干扰导致干扰素产生的途径。阻止IFN产生的病毒在激活特异性免疫反应之前有更多的时间传播，因此可能更具毒性。野生型MV阻止MV-Ed而非poly（I-C）诱导IFN的观察结果表明，MV-Ed诱导IFN是通过一条不涉及双链RNA的途径实现的。其他病毒（例如，人类免疫缺陷病毒、单纯疱疹病毒、巨细胞病毒）也显示了这一点病毒蛋白与细胞的相互作用可以诱导干扰素(1,13,42). 因此，Edmonston诱导干扰素可能需要一个或多个MV蛋白，但非诱导MV的预感染会阻止成功诱导。或者，由于CD46的结合最近被证明能传递导致干扰素产生的信号(19)CD46结合亲和力可能影响IFN的产生水平。MV和其他干扰素抑制病毒影响干扰素-α/β合成调节的确切机制尚不清楚。
大多数关于MV的研究都是用Edmonston或生长在Vero细胞系上的其他菌株进行的，Vero细胞对干扰素的反应有缺陷。事实上，由A.Billiau及其合作者对Vero细胞生长MV分离物进行的早期研究表明，强毒株麻疹比弱毒株诱导的IFN更少(47,48). 早期研究中称为“强毒株”的菌株适应于Vero细胞，因此很可能比天然MV更弱。然而，该研究为MV的毒力可能与阻止细胞IFN-α/β诱导的能力有关的假设开创了先例。MV的适应是Vero细胞传代的结果(38,43). 因此，生长在Vero细胞上的非干扰素诱导病毒在阻止干扰素合成方面不再具有选择性优势，可能会被人群中的其他变体所竞争。我们的结果表明，与亲本PBMC-grown MV相比，非IFN诱导的IV、JW、Bcl94和FV93 MV株在Vero细胞上的10代传代导致PBL上IFN诱导增加。然而，由于供体之间存在差异，所有病毒的表型变化可能并不完全。实现完全IFN诱导表型所需的Vero细胞的数量无疑根据病毒株和改变表型所需的突变数量而变化。最近的证据表明，Vero细胞上的IV、JW、Bcl94和FV93的10代传代导致负责CD46亲和力和下调的血凝素分子中氨基酸的变化（氨基酸481的N到Y）。然而，这种表型转换不是绝对的，因为只有IV和JW在10代后改变，而Bcl94和FV93没有改变(23).
病毒感染的小鼠模型清楚地表明，破坏IFN-α/β反应会破坏免疫反应，并导致大量病毒复制。干扰素-α/β受体（IFNRI）缺陷小鼠的感染−/−)对于VSV，淋巴细胞性脉络膜脑膜炎病毒或痘苗导致10三-到105-病毒滴度增加一倍(32). 然而，在缺乏IFN-α/β的情况下，IL-12可以通过补偿来增强细胞反应并诱导IFN-γ分泌(5). 对某些病毒来说，感染是可以控制的，但它可以引起持续感染(32). 已知会导致人类慢性感染的病毒，如丙型肝炎病毒或人类免疫缺陷病毒，都有阻断干扰素反应的机制(三,44)并影响IL-12的合成(27). 尽管MV很少在宿主中持续存在，但体外的MV感染已显示抑制巨噬细胞和树突状细胞中IL-12的产生(10,18). 巨噬细胞、树突状细胞、上皮细胞和NK细胞提供了IFN-α/β、IL-12和IFN-γ的初始来源。MV可能已经建立了一种冗余机制来减缓先天免疫反应，以允许早期传播。MV干扰IFN-α/β诱导和IL-12合成的程度可能决定特定菌株的毒力。因此，这种强毒株可以更有效地复制，并更快地进入骨髓，在极少数情况下，进入中枢神经系统。骨髓细胞感染可能是麻疹严重程度的重要因素，一些报告表明，佩吉特病患者的骨髓破骨细胞中存在MV(20,31,34). 在导致SSPE的罕见病例中，CNS持续感染MV。抑制IFN-α/β和IL-12的潜力是否决定了毒力和/或感染骨髓和可能感染中枢神经系统的潜力，这个问题仍然没有解决。
这些假设基于体外研究。现有猴子模型的进一步研究(2,29)可能有助于确定干扰素-α/β的抑制是否是毒性指标。如果体内人类感染的发病机制反映了此处和其他地方的体外观察结果，那么MV可能能够通过抑制最早的抗病毒免疫介质IFN-α/β和IL-12的合成来增加毒力。我们正在通过从麻疹重症和轻症病例中分离野生型MV菌株，并在体外测试它们抑制IFN-α/β和IL-12产生的能力来实现这一假设。
致谢
我们感谢加利福尼亚大学欧文分校的Don Forthal提供了最初的IV和JW分离株，感谢马德里大学的Rafael Fernandez-Muñoz提供了最初FV93和Bcl94分离株。我们还感谢约翰·帕特森的有益讨论。
这项工作得到了NIH拨款AI39466（M.B.A.O.）和AI41514（M.M.）以及世卫组织拨款V21/181/119（D.N.）的支持。
参考文献
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