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.2019年12月3日;30(6):1120-1130.e5。
doi:10.1016/j.cmet.2019.09.007。 Epub 2019年10月3日。

线粒体DNA异质性的母婴传播调控

附属公司

线粒体DNA异质性的母婴传播调控

安娜·拉托雷·佩利瑟等。 细胞代谢产物. .

摘要

mtDNA在卵母细胞中扩增而来的每个细胞中存在多个拷贝。突变、父系mtDNA泄漏和旨在防止mtDNA-连锁疾病遗传的新型医学技术可能会产生多个mtDNA变体的异质性。异质性表型影响仍不清楚。小鼠研究导致了mtDNA异质性母子传递的随机漂移或单倍型选择的矛盾模型。在这里,我们表明线粒体DNA异质性影响胚胎代谢、细胞适应度和诱导多能干细胞(iPSC)的生成。因此,影响氧化磷酸化(OXPHOS)的遗传和药理学干预改变了卵母细胞发育和/或胚胎早期mtDNA单倍型之间的竞争。我们表明,异质性行为可以在从随机漂移到强选择的范围内发生,这取决于细胞核间的相互作用和代谢因子。了解异质性动力学及其机制为我们提供了基本生物学过程的新知识,增强了我们在临床应用中降低影响线粒体DNA传播风险的能力。

关键词:胚胎;种系选择;异质性;线粒体;线粒体置换;线粒体DNA竞争;线粒体DNA遗传。

PubMed免责声明

利益冲突声明

作者声明没有相互竞争的利益。

数字

无
图形摘要
图1
图1
异质性敏感且线粒体DNA在产前分离(A)卵巢间异质性比例收敛(红色,p=1.2×10−4反对零分离)和卵母细胞(蓝色,p=3.7×10−4(n=110个卵母细胞,n=13个卵巢,来自13 BL/6C57-新西兰元雌性)。(B) 睾丸间异质性比例的差异(红色,p=7.6×10−6反对零分离)和精子(蓝色,p=1.5×10−4反对零偏析)(n=18)。在(A)和(B)中,烛台显示了异质性统计随着时间的推移而融合,而不是零变化的零假设。(C) 21日龄时取样的母尾巴和21日龄取样的幼崽尾巴之间的异质性变化(垂直轴),作为幼崽出生时母尾巴年龄的函数(水平轴)。红线显示,95%置信区间(CI)与转化异质性(STAR方法)随母亲年龄线性下降相吻合。黑线表示推测的发育变化和卵巢分离的预测趋势;仅此一项,它无法解释观察到的母子之间异质性的变化(幼崽=819只,来自43 BL/6C57-新西兰元雌性,卵巢=BL/6中的73C57-新西兰元雌性)。(D) 相对于卵巢异质性,在每个多能性类别的变化中观察到异质性的变化。类别为0(卵巢,n=73),I(卵母细胞,n=110),II(2.5 dpc胚胎,n=101),III(5.5 dpc胚胎),n=21,p=1.0×10−13防止零偏析,p=4.7×10−6与II)和IV(13.5 dpc胚胎,n=161,p=3.0×10−9反对零隔离)。粉红色圆点表示所示胚胎类别样本中的异质性水平,蓝色圆点表示从IV类胚胎建立的MEF系衍生的多能干细胞中的异质。针对零变化零假设和类之间的异质性变化进行测试。(E和F)13.5(n=9)(E)或17.5 dpc(n=10)(F)时同一窝胚胎之间以及指示组织之间的异质性变异。在(A)–(C)、(E)和(F)中,利用尾部作为参考组织转化异质性转移。在(E)和(F)中,通过Mann-Whitney检验和单向方差分析评估比较;用于多次比较的Tukey距离测试修正(p<0.05;∗∗p<0.01;∗∗∗p<0.001)。
图2
图2
异质性调节MEF和胚胎代谢(A)MEF中C57和NZB mtDNA单倍型的鉴定就地荧光。蓝色标记为细胞核;绿色,mtDNA C57;红色,mtDNA NZB。(B–F)来自同质或异质小鼠12.5 dpc胚胎的MEF的代谢性能。异质性表示NZB mtDNA的%。SeaHorse在(B)5mM葡萄糖和(C)5mM半乳糖下估计完整细胞的耗氧率(OCR)。(D) 线粒体膜电位和(E)H2O(运行)2每细胞产量或每最大呼吸(OCR)容量(F)。(G) 不同营养条件下MEF线粒体DNA分离动态:25 mM葡萄糖无分离(右);5 mM葡萄糖呈线性分离(左);半乳糖显示出对模型的显著支持,在该模型中,早期治疗没有异质性变化,随后在21天后迅速下降(中心,似然比检验,p<0.05)(n=3 BL/6C57-新西兰元在培养62天期间,每个处理的永生化MEF系。初始异质性水平:分别为NZB mtDNA的43%、46%和47%)。(H和I)确定[18F] -FDG(H)或[18F] -用γ计数器测量12.5 dpc不同异质性胚胎的FMISO(I)摄取。每个点代表一个单独的胚胎;颜色表明胚胎来自同一窝。(J) BNE显示所示12.5dpc胚胎中呼吸复合物的组装和超组装状态(左)和CI超组装状态的比例(右)(n=3个同质胚胎和n=4个异源胚胎)。(K) Western blot(顶部)和代谢BEC指数(ATPB/GADPH)量化(底部)所示胚胎菌株(n=5个同质胚和n=8个异质胚)中糖酵解与氧化能力相对比例(平均值±SD,单向方差分析测试,p<0.05;∗∗p<0.01;∗∗∗p<0.001;∗∗∗∗p<0.0001)。western blot和挂锁探针中使用的抗体分别见表S1和S2。
图3
图3
异质性调节多能性(A)左:异质性在MEF集合的平均值和单个衍生iPSCs之间移动,显示出明显偏离零(n=80个来自4个不同MEF的iPSCs克隆BL/6C57-新西兰元线,p=1.4×10−11反对零隔离)。异质性随iPSC传代而变化,以第一代的异质性为参考值,x轴标记后续传代(n=8 iPSCs BL/6C57-新西兰元线路);行显示平均线性拟合和95%置信区间。(B)BL/6的iPSC重编程效率第57页,BL/6新西兰银行和BL/6C57-NZB型21%O以下的MEF2(每个基因型n=7),21%O2(每个基因型4个)加上1 mM NAC和4%O2(每个基因型4个)(平均值±SD,双尾t检验,p<0.05;∗∗p<0.01;∗∗∗p<0.001)。(C) 转座子介导的基因转移14天后,iPSC集落的碱性磷酸酶(AP)染色。(D) MEFs集合的平均值和个体MEFs之间的异质性转移,个体iPSC在21%O下重新编程2(n=50个iPSC克隆),21%O2加上1 mM NAC(n=45个iPSC克隆)和4%O2(n=9个iPSC克隆)(平均值±SD,方差分析测试,p<0.05;∗∗p<0.01)。(E) NAC处理小鼠的母鼠和幼鼠之间的异质性转移。红线显示,未经处理的动物的转化异质性随母亲年龄线性下降(对照平均值和从图1C数据点获得的CI)。蓝线显示,母鼠在21 dpc时的尾巴和幼崽在21 dpc时的异质性转变符合95%的置信区间,妊娠期间在饮用水中给予NAC(n=52只幼崽,9 BL/6C57-NZB型接受NAC治疗的女性)。
图4
图4
卵母细胞生物发生和胚胎发育中的MtDNA单倍体竞争由核背景决定(A)与BL/6的F1相比,近交(纯合子)C57BL/6核背景中的母体对母体异质性转移(数据来自图1C)C57-新西兰元NZB女性新西兰银行男性产生非繁殖(杂合子)背景。每个点对应不同的个体。(B) 与原始异质性动物相比,具有所示核基因改变的异质性雌性动物的卵巢异质性与母亲年龄的评估(见图1A)。每个点代表不同雌性卵巢的异质性转移。(C) 异质菌株中母体对母体异质性转移与母体年龄的比较行为,以及指示的核基因的改变。每个点对应不同的个体。(A–C)显著非零斜率,线性回归,p<0.05,∗∗p<0.01,∗∗∗p<0.001。(D) 异质系中多能性0类(卵巢)和III类(5.5–6.5 dpc胚胎)之间的异质性发育,所示核基因发生改变(平均值±SD,双尾t检验,p<0.05)。用眼睛和尾巴作为参考组织来计算异质性转移。

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