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比较研究
.2011年8月1日;254(3):299-310.
doi:10.1016/j.taap.2011.05.004。 Epub 2011年5月12日。

芳香烃受体与ATP合酶复合体的亚单位ATP5α1相互作用,并调节线粒体功能

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比较研究

芳香烃受体与ATP合酶复合体的亚单位ATP5α1相互作用,并调节线粒体功能

多萝西·M·塔彭登等。 毒理学应用药理学. .

摘要

二恶英,包括2,3,7,8四氯二苯并对二恶英(TCDD),对哺乳动物产生广泛的毒性作用。大多数(如果不是全部)这些毒性效应是由芳基烃受体(AHR)调节的。AHR是一种配体激活的转录因子,已被证明与许多能够影响受体功能的蛋白质相互作用。次级蛋白改变AHR介导的转录事件的能力是毒性的必要步骤,这使我们决定是否可以识别其他相互作用蛋白。为此,我们在Hepa1c7细胞中采用了AHR的串联亲和纯化(TAP)。对AHR进行TAP,然后进行质谱分析(MS),确定ATP5α1是ATP合成酶复合物的一个亚单位,在缺乏配体的情况下是一个强大的AHR相互作用物。接触TCDD后,这种相互作用消失。多个细胞系的联合免疫沉淀证实了这种关联。此外,细胞分馏实验表明,AHR的一部分存在于线粒体中。为了将潜在的功能作用归因于AHR:ATP5α1相互作用,TCDD显示出以AHR依赖和转录依赖的方式诱导线粒体膜超极化。这些结果表明,总细胞AHR池的一部分定位于线粒体,并有助于细胞器的体内平衡。

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图1
图1
用AHR特异性抗体进行Western blot分析以确认蛋白表达。表达TAP标记GFP的细胞株(GFP-螺纹接头)或鼠AHR(AHR-分接头)在AHR空(−/−)MEF中建立。AHR+/+(重量)MEF作为阳性对照(A类). GFP-TAP和AHR-TAP也在Hepa1c7细胞中表达。亲代Hepa1c1c7细胞作为阴性对照(碳纳米管). β-actin作为负荷控制(B类). AHR-TAP的功能活性(C类)通过野生型Cyp1A1诱导的qRT-PCR测定(重量)表达AHR-TAP的AHR−/−(−/–),以及表达AHR-/–的GFP-TAP MEF。将细胞株暴露于二甲基亚砜(0.01%载体对照)和TCDD(10nM)中6 h,分离RNA并使用SYBR绿定量Cyp1A1水平。Cyp1A1水平归一化为HPRT。*=与同一细胞系内经二甲基亚砜处理的细胞相比,p<0.05。
图2
图2
TAP样品的银染色凝胶。AHR-TAP和GFP-TAP Hepa1c1c7的TAP最终洗脱样品在4–12%梯度SDS-Page凝胶上分离,并使用银染色进行可视化(A类). 凝胶切片(黑匣子)按照材料和方法进行分析。(B类)AHR和细胞溶质复合物蛋白Hsp90和ARA9的MS鉴定。突出显示的区域显示已识别的肽序列。使用ProteinProfit算法以>95%的置信度对所有数据进行了识别。(C类)AHR TAP后通过已知相互作用物的质谱鉴定的肽总数。
图3
图3
TCDD时间过程实验的银染凝胶,泳道代表GFP-TAP、AHR-TAP(无剂量,30120240分钟)10nM TCDD暴露。黑框表示凝胶切片,其中ATP5α1仅为已鉴定的蛋白质之一(A类). AHR TAP后的ATP5α1质谱数据,包括错误概率、信号强度测量和与蛋白质序列对齐的肽序列覆盖率(突出显示)(B类).
图4
图4
AHR和ATP5α1的共免疫沉淀。用AHR特异性抗体或IgG对照物免疫沉淀DMSO(0.01%溶媒对照)或TCDD处理的AHR-TAP Hepa1c7细胞提取物(10ηM,120分钟)。通过凝胶电泳分离得到的沉淀物。用ATP5α1特异性抗体进行Western blotting检测(A类). WT Hepa1c17提取物(B类)或CH12.LX(C类)用ATP5α1特异性抗体或IgG对照物进行免疫沉淀。用αAHR对分离的蛋白质样品进行蛋白质分离和蛋白质印迹分析。
图5
图5
对暴露于二甲基亚砜或TCDD(10ηM,120分钟)的WT Hepa1c1c7进行细胞分馏(A类),CH12LX电池(B类)或C57Bl/6小鼠肝脏样本(C类). 全细胞裂解物(WCL公司),细胞溶质(细胞),粗线粒体(MF1型)和纯线粒体(MF2型),线粒体内膜间隙(MF3型)和有丝分裂体(MF4型)按照材料和方法中的描述制备组分,线粒体部分由原始WT Hepa1c1c7制备(D类). 使用AHR特异性抗体通过Western blot分析细胞分级样品(顶部面板),ATP5α1(从顶部算起的第二个面板),乳酸脱氢酶(LDH,从顶部算起的第三个面板)和细胞色素C氧化酶亚基IV(COXIV,底部面板). 使用AHR特异性抗体(左面板)和ATP5α1特异性抗体对分离线粒体进行免疫荧光成像(中央面板)显示了AHR和ATP5α1在孤立细胞器中的定位和叠加图像(右侧面板)显示了两种蛋白质共同定位在分离的细胞器(E)中。
图5
图5
对暴露于DMSO或TCDD(10ηM,120分钟)的WT Hepa1c1c7进行细胞分级(A类),CH12LX电池(B类)或C57Bl/6小鼠肝脏样本(C类). 全细胞裂解物(WCL公司),胞质(细胞),粗线粒体(MF1型)和纯线粒体(MF2型),线粒体内膜间隙(MF3型)和有丝分裂体(MF4型)按照材料和方法中的描述制备组分,线粒体部分由原始WT Hepa1c1c7制备(D类). 使用AHR特异性抗体通过Western blot分析细胞分级样本(顶部面板),ATP5α1(从顶部算起的第二个面板),乳酸脱氢酶(LDH,从顶部算起的第三个面板)和细胞色素C氧化酶亚基IV(COXIV,底部面板). 使用AHR特异性抗体(左面板)和ATP5α1特异性抗体对分离线粒体进行免疫荧光成像(中央面板)显示了AHR和ATP5α1在孤立细胞器中的定位和叠加图像(右侧面板)显示了两种蛋白质共同定位在分离的细胞器(E)中。
图6
图6
对暴露于DMSO(0.01%载体对照)或TCDD(3、10和30nM)6h的CH12.LX(AHR+/+)细胞系进行线粒体膜电位的流式细胞术分析。与对照组相比,TMRM强度表现出剂量依赖性右移(阴影部分)(A类). 仅在CH12.LX细胞(AHR)中观察到超极化+/+)而在BCL1细胞系AHR中未观察到−/−小鼠B细胞系。CCCP被用作阳性对照,显示了电子传输链解偶联对膜极化的影响。将数值归一化为DMSO处理的CH12.LX信号(B类). 超极化不依赖于AHR介导的转录,因为在有无转录抑制剂丝裂霉素C的情况下都可以观察到超极化。再次,CCCP被用作阳性对照,其值被归一化为DMSO处理的对照(C类).
图6
图6
对暴露于二甲基亚砜(0.01%溶媒对照)或TCDD(3、10和30 nM)6小时的CH12.LX(AHR+/+)细胞株进行线粒体膜电位的流式细胞术分析。与对照组相比,TMRM强度表现出剂量依赖性右移(阴影部分)(A类). 仅在CH12.LX细胞(AHR)中观察到超极化+/+)并且在BCL1细胞系中未观察到,AHR−/−小鼠B细胞系。CCCP被用作阳性对照,显示了电子传输链解偶联对膜极化的影响。将数值归一化为DMSO处理的CH12.LX信号(B类). 超极化不依赖于AHR介导的转录,因为在有无转录抑制剂丝裂霉素C的情况下都可以观察到超极化。再次,CCCP被用作阳性对照,其值被归一化为DMSO处理的对照(C类).
图7
图7
western blotting检测来自Hepa1c1c7和Hepa C12细胞系的等量全细胞裂解物的AHR表达水平(A类)对Hepa1c1c7(AHR)进行线粒体膜电位的流式细胞术分析+/+)和Hepa C12(AHR缺乏)细胞株暴露于二甲基亚砜(0.01%溶媒对照)或TCDD(30 nM)6小时。在Hepa1c1c7细胞系中,与溶媒对照组相比,TMRM强度显示TCDD诱导的向右移动。在HepaC12(AHR缺乏)细胞系中未观察到这种变化(B类). 将B中所示的TMRM信号标准化为MitoTraker Green(MTG)信号,以确认TMRM信号的增加并不依赖于线粒体数量的增加,并进一步表明其依赖于AHR。将数值标准化为DMSO处理的Hepa1c1c7信号(C类).
图8
图8
为了确定线粒体内膜超极化对细胞能量的影响,检测了CH12.LX细胞中的ATP水平。使用荧光素酶报告试验,在初始、DMSO(0.1%载体对照)和TCDD(30nM)剂量的CH12.Lx细胞中测量细胞ATP。将数据归一化为细胞数,并将未给药(ND)的ATP水平设置为1。各组之间未观察到显著差异(D类).

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引用人

工具书类

    1. Aly HA,Domenech O。2,3,7,8-四氯二苯并对二恶英(TCDD)在离体大鼠肝细胞中的细胞毒性和线粒体功能障碍。毒物快报。2009;191:79–87.-公共医学
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