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实验-治疗-医学。2018年8月;16(2): 1529–1537.
2018年6月12日在线发布。 数字对象标识:10.3892/等2018.6290
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蛋白激酶C-α/血红素加氧酶-1信号通路的激活改善脂多糖活化NR8383细胞的线粒体动力学

关联数据

数据可用性声明

摘要

线粒体的功能和形态是由融合和分裂动态调节的。血红素加氧酶-1(HO-1)可能被蛋白激酶C-α(PKC-α)上调,通过控制融合和裂变之间的平衡改善线粒体动力学体内在体外然而,PKC-α/HO-1信号通路是否是调节脂多糖(LPS)激活的巨噬细胞线粒体动力学的潜在机制之一尚不清楚。为了探讨这一点,NR8383细胞预先用PKC-α抑制剂Go6976或PKC-β激活剂佛波醇-12-嘧啶-13-乙酸酯处理30分钟,然后用LPS刺激24小时。然后,观察PKC-γ、HO-1、丝裂原1(Mfn1)和丝裂原2(Mfn 2)、视神经萎缩1(OPA1)、动力相关蛋白1(Drp1)和裂变1(Fis1)的表达检测以评估PKC-α/HO-1信号通路在LPS诱导的NR8383细胞中的可能意义。结果表明,PKC-α/HO-1信号通路的激活增加了超氧化物歧化酶活性和呼吸控制率(RCR),降低了丙二醛、活性氧(ROS)、Drp1和Fis1的水平,同时提高了Mfn1、Mfn2和OPA1的水平。相反,PKC-α抑制剂降低NR8383细胞中RCR、Mfn1、Mfn 2和OPA1的表达,增加MDA和ROS的表达。结果表明,激活PKC-α/HO-1信号通路是平衡巨噬细胞线粒体动力学和氧化应激所必需的,这为探索对抗脓毒症和其他疾病状态有害影响的新策略提供了线索。

关键词:血红素氧化酶-1、线粒体动力学、蛋白激酶C-α

介绍

线粒体是动态的细胞器,在融合、分裂和有丝分裂等动态过程中不断重塑(1). 融合和裂变是对立的行为,对维持线粒体的数量、大小、形状和功能至关重要(2,). 线粒体融合受3种GTPase调控,即线粒体融合蛋白1(Mfn1)、线粒体融合蛋白2(Mfn2)和视神经萎缩1(OPA1),而动力相关蛋白1(Drp1)和裂变1(Fis1)在线粒体断裂中起作用(4,5). 线粒体融合有助于线粒体网络的形成,并促进缺陷线粒体之间蛋白质、脂质和核酸的交换(6,7). 相反,线粒体分裂分裂管状线粒体网络,以确保存在足够数量的正常功能线粒体(8). 因此,平衡的线粒体动力学不仅对维持正常的线粒体形态至关重要,而且对调节其在真核细胞内的功能也至关重要(9).

血红素加氧酶(HO)-1是一种低分子量的热休克蛋白,被认为可以防止多种因素引起的血红素前氧化释放,包括脂多糖(LPS)、细胞因子和活性氧(ROS)(10,11).体外体内HO-1通过调节细胞凋亡和炎症、保护机体免受氧化损伤以及促进血管生成而发挥有益作用(1214). 作为细胞保护酶之一,HO-1清除血红素并产生一氧化碳(CO)、胆绿素和游离铁。在这十年里,大量研究表明,内源性CO还通过调节抗氧化、抗凋亡、抗增殖和抗炎过程来传递保护作用(1517). 除此之外,一氧化碳通过与细胞色素氧化酶结合增加线粒体活性氧泄漏,细胞色素氧化酶促进线粒体生物发生相关基因的表达(10,18).

值得注意的是,我们小组以前的研究已经证实LPS诱导HO-1/CO可以保护大鼠器官免受感染性休克(1820). 此外,体内在体外我们小组的实验还表明,HO-1/CO系统通过增加线粒体融合蛋白的表达和降低线粒体裂变蛋白的水平,有助于减轻LPS诱导的急性肺损伤(20,21). 因此,众所周知,在感染性休克期间,线粒体动力学可能受HO-1/CO系统的调节,但其确切机制尚待系统论证。

蛋白激酶C(PKC)家族包括一组在信号转导中起关键作用的多功能丝氨酸/苏氨酸激酶(22). PKC家族根据其激活模式和初级结构可分为三大类(传统PKC、新型PKC和非典型PKC)(23,24). PKC-α属于传统的经典PKC(cPKCs;类型α、βI、βII和γ),依赖钙和二酰甘油/佛波酯进行活化(23). 已经证明PKC-α是LPS刺激人单核细胞HO-1上调的重要调节剂(25). 然而,PKC-α/HO-1信号通路是否参与LPS活化巨噬细胞线粒体动力学的调节尚待阐明。

因此,在本研究中,假设HO-1可能通过PKC-α/HO-1信号通路保护细胞免受氧化应激,并改善LPS刺激的大鼠巨噬细胞线粒体动力学。据我们所知,本研究的结果首次支持PKC-α/HO-1信号通路通过改变融合蛋白和裂变蛋白的表达来调节线粒体动力学的观点。

材料和方法

试剂

小鼠NR8383巨噬细胞系取自美国型培养物收集中心(美国弗吉尼亚州马纳萨斯)。脂多糖(大肠杆菌血清型O111:B4)、Go6976和佛波醇-12-吡啶-13-醋酸盐(PMA)购自Sigma-Aldrich(默克公司,德国达姆施塔特)。PKC-α(cat.no.ab32376)、HO-1(cat.no.ab13248)和β-actin(cat.no ab8227)的特异性抗体从英国剑桥的Abcam获得。针对Mfn1(目录号sc-50330)、Mfn2(目录号sc-50331)、OPA1(目录号sc-367890)、Drp1(目录编号sc-32898)、Fis1(目录编号sc-376447)的特异性抗体从圣克鲁斯生物科技公司(美国德克萨斯州达拉斯)获得。超氧化物歧化酶(SOD)试剂盒和丙二醛(MDA)试剂盒由南京建成生物工程研究所(中国南京)提供。

细胞培养

肺泡巨噬细胞(AM)在含有15%热灭活胎牛血清(均为Invitrogen;Thermo Fisher Scientific,Inc.,Waltham,MA,USA)、100 U/ml青霉素和100 pg/ml链霉素的Ham’s F-12K培养基中培养,培养温度为37°C,湿度为5%CO2细胞以1×10的密度接种在6孔板中6每2–3天更换一次培养基。通过台盼蓝排除法评估细胞活力。

实验分组

将含AMs的微孔随机分为7组(每组5个):对照组(C组)、LPS组(L组)、脂多糖+Go6976组(LG组)、脂蛋白+PMA组(LP组)、脂质体+DMSO组(LD组),Go6976(G组)和PMA(P组)。L组用10µg/ml LPS(L2630;Sigma-Aldrich;Merck KGaA)刺激建立实验性内毒素血症模型。C组细胞接受等量生理盐水。为了阻断PKC-α/HO-1信号通路,在用LPS刺激之前,LG组用5µM Go6976(PKC-a抑制剂)预处理30分钟。相反,使用直接PKC激活剂PMA激活PKC-α;在LP组LPS孵育前,添加100 nM PMA 30 min。LD组用等量的药物载体二甲基亚砜(DMSO)进行预处理。G组和P组分别用Go6976和PMA进行预处理。将Go6976和PMA溶解在0.1%二甲基亚砜的生理盐水中。

细胞内活性氧生成的测量

通过使用二氯二氢荧光素二乙酸酯(DCFH-DA)探针(Beyotime生物技术研究所,中国南京)检测细胞内ROS水平。简言之,用LPS处理24小时后,将巨噬细胞与10µM DCFH-DA在37°C下孵育20分钟,然后在PBS中洗涤两次(26). 用485和535nm的激发和发射波长监测DCF荧光。结果被记录为相对于初始值的荧光差异。

SOD和MDA的评估

采用商品试剂盒(南京建成生物工程研究所)测定SOD活性和MDA含量。所有测量和计算都是根据制造商的协议进行的。MDA含量和SOD活性分别表示为毫克/毫克和U/毫克蛋白质。

线粒体呼吸控制率

根据卡尔森描述的方法(27)分离线粒体,并将其保存在0°C的缓冲液中,缓冲液中含有250 mM蔗糖、10 mM三盐酸(HCl)、0.5 mM EDTA和0.5 g/l无脂肪酸牛血清白蛋白(BSA;Invitrogen;Thermo Fisher Scientific,Inc.)(pH 7.2)(21). 呼吸控制比(RCR)由克拉克型氧电极(Hansatech,King’s Lynn,英国)在37°C下测量(28). 呼吸培养基包含110 mM蔗糖、60 mM乳生物酸钾、0.5 mM EGTA、1 g/l基本上不含脂肪酸的BSA、3 mM MgCl2,20 mM牛磺酸,10 mM KH2人事军官4,20 mM 4-(2-羟乙基)-1-哌嗪乙磺酸(pH 7.1)和280 IU/ml过氧化氢酶(南京建成生物工程研究所)(28). 将60µl线粒体悬浮液在25°C的培养箱中培养10分钟。随后,添加0.1或0.2 mM K-ADP(南京建成生物工程研究所)用于测定状态3呼吸(27). 接下来,添加2µM羧基白术苷以诱导状态4呼吸。最后,RCR计算为RCR=状态3呼吸/状态4呼吸。

RNA提取和逆转录定量聚合酶链反应(RT-qPCR)

使用TRIzol(Thermo Fisher Scientific,Inc.)从细胞中提取总RNA。根据制造商的协议,使用反向转录试剂盒(日本大津省塔卡拉市)合成互补DNA,并使用SYBR Premix Ex Taq试剂盒(目录号DRR041;塔卡拉)进行实时PCR。同时检测PKC-α、HO-1、Mfn1、Mfn 2、OPA1、Drp1和Fis1的表达。引物如下:β-actin,正向:5′-TGTTGTCCGTCGTGGATCTGGA-3′,反向:5′-TTGCTGTTGAAGTCAGGAG-3′(149 bp);PKCα,正向:5′-TGGCAAGGTCATGCTCAG-3′,反向:5-GGAAGGAATGGAGCTGA-3(133 bp);HO-1,正向:5′-GAATCGAGACCACCT-3′,反向:5′-CTCCAGCATTCTCGGCTTGGA-3′(135 bp);Mfn1,正向:5′-ACTGTAGGAGGAGCGGACT-3′,反向:5′-CACAATCCGCAAGGCATC-3′(102 bp);Mfn2,正向:5′-ACTTCCTCTGTTCCAGTTG-3,反向:5′-GTGCTGAGAGGGAAGCAT-3′(181 bp);OPA1,正向:5′-ACCTTGCCAGTTAGCTCCC-3′,反向:5′-ACCTAACAGAAGAGGCCC-3′(131 bp);Drp1,正向:5′-GCCTCAGATCGTCGTAGTGG-3′,反向:5′-TGCTTTCAACTCCATTTCTTCTCC-3′(187 bp);Fis1,正向:5′-TACCCCGAGGCTGTCCTAAG-3′,反向:5′-CAGGACATTAGGCCCAGC-3′(147 bp)。PCR的最终体积为20µl。PCR产物使用以下热循环条件进行扩增:95°C 30秒,然后是40个95°C循环5秒和60°C循环34秒。产品检测使用ABI-7500序列检测系统(Applied Biosystems;Thermo Fisher Scientific,Inc.)。ΔΔCq法用于测定mRNA水平。最后,根据方程式F=2-∆∆Cq,计算mRNA的数量(29).

蛋白质印迹分析

使用总蛋白和核蛋白分离试剂盒(Thermo Fischer Scientific,Inc.)提取细胞裂解物的蛋白质。此外,蛋白质浓度是使用双烟酸测定试剂盒(Thermo Fischer Scientific,Inc.)测定的。将等量的提取蛋白(50µg)通过12%SDS-PAGE分级,然后转移到聚偏二氟乙烯膜(EMD Millipore,Billerica,MA,USA)上。用封闭缓冲液(含5%脱脂乳和0.05%吐温20的PBS)封闭膜,并与针对PKC-α(1:800稀释)、HO-1(1:800稀释)、Mfn1(1:800稀释)、Mfn2(1:800稀释)、OPA1(1:500稀释)、Drp1(1:800稀释)和Fis1(1:500稀释)的一级抗体在4°C下孵育过夜。接下来,用含有0.05%吐温-20的Tris缓冲盐水三次洗涤10分钟后,用辣根过氧化物酶结合的山羊抗兔免疫球蛋白G(1:3000稀释液;目录号CW0156S;中国北京康文生物科技有限公司)在37°C下孵育斑点1小时。通过增强化学发光观察斑点(30)并通过密度测定法进行量化(分子分析图像分析软件;版本3.0;Bio-Rad Laboratories,Inc.,Hercules,CA,USA)。

统计分析

数值表示为平均值±标准偏差。参数数据通过单向方差分析进行分析,然后通过Dunnett的事后检验确定各组之间的显著差异。使用GraphPad Prism 5.0(美国加利福尼亚州拉霍亚市GraphPad-Software公司)进行分析。P<0.05被认为表明存在统计学上的显著差异。

结果

PKC-α活性对LPS激活的NR8383细胞HO-1的影响

为了评估PKC-α活性对HO-1表达的影响,在与10µg/ml LPS孵育24小时之前,用5µM Go6976和100 nM PMA预处理NR8383细胞30分钟图1与对照组相比,LPS处理后PKC-α和HO-1的基因和蛋白表达增加。此外,当用Go6976预处理细胞时,PKC-α和HO-1的蛋白和mRNA表达降低(图1). 相反,当LPS激活的NR8383巨噬细胞用PMA预处理时,PKC-α和HO-1的表达增加(图1). 值得注意的是,Go6976或PMA单独对PKC-α和HO-1的表达没有影响(图1).

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PKC-α在LPS诱导NR8383细胞HO-1 mRNA和蛋白表达中的作用。逆转录定量聚合酶链反应分析用于评估(A)PKC-α和(B)HO-1的mRNA水平,而western blot分析用于评估蛋白水平(C)PKC--α和(D)HO-1。下面板中显示了一个具有代表性的western blot图像。LPS处理后,PKC-α和HO-1的mRNA和蛋白水平增加,Go6976使其减弱,但PMA的存在使其增强*与对照组相比P<0.05,#与LPS组相比P<0.05;方差分析,然后进行Dunnett的事后检验(n=5)。血红素加氧酶;脂多糖;PMA,佛波醇-12-钼酸盐-13-醋酸盐;蛋白激酶C;二甲基亚砜。

LPS诱导的NR8383细胞活性氧和丙二醛水平以及RCR和SOD活性

为了研究PKC-α/HO-1信号转导对氧化应激的影响,分析了ROS和MDA水平、RCR和SOD活性(图2). 与C组相比,L组、LG组、LP组和LD组的ROS明显增加(图2B)和MDA(图2A)SOD含量和活性下降(图2C)和RCR(图2D)向NR8383细胞给予10µg/ml LPS后。100 nM PMA(一种直接PKC-α激活剂)预处理增加了RCR(图2D),提高SOD活性(图2C)减少MDA的生成(图2A)和ROS(图2B)LP组与L组比较。相比之下,LG组用5µM Go6976预处理具有相反的效果,而对SOD活性的影响并不显著。

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NR8383细胞氧化应激的诱导。(A) LPS刺激后NR8383细胞株中MDA水平、(B)ROS含量、(C)SOD活性和(D)RCR水平*与对照组相比P<0.05,#与LPS组相比P<0.05;方差分析,然后进行Dunnett的事后检验(n=5)。丙二醛;活性氧;超氧化物歧化酶;RCR,呼吸控制率;PMA,佛波醇-12-钼酸盐-13-醋酸盐;二甲基亚砜;脂多糖。

PKC-α/HO-1信号通路的激活改善LPS-活化NR8383细胞的线粒体动力学

为了进一步探讨PKC-α/HO-1信号通路对线粒体动力学的影响,采用western blot和RT-qPCR方法测定各组Mfn1、Mfn2、OPA1、Drp1和Fis1的mRNA和蛋白质含量。与对照组相比,LPS显著诱导Drp1和Fis1的mRNA和蛋白表达,同时降低Mfn1、Mfn2和OPA1的表达(图3和4)。4). 因此,内毒素干扰了大鼠巨噬细胞线粒体的动态平衡。为了检测PKC-α/HO-1信号通路的激活是否对NR8383细胞的线粒体动力学有任何影响,用5µM Go6976或100 nM PMA预处理细胞30 min,然后用10µg/ml LPS孵育24 h。结果表明,Go6976阻断了Mfn1、Mfn2和OPA1的mRNA和蛋白表达,与L组相比,LG组的Drp1和Fis1增加(图3和4)。4). 然而,与L组相比,PMA预处理导致LP组Mfn1、Mfn2和OPA1的mRNA和蛋白水平升高,Drp1和Fis1下调(图3和44).

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PKC-α/HO-1信号通路对NR8383细胞LPS反应中线粒体融合/裂变蛋白的影响。为了评估PKC-α/HO-1信号通路在脂多糖对线粒体动态标记物影响中的意义,NR8383细胞在与10µg/ml脂多糖孵育24小时之前,用5µM Go6976和100 nM PMA预处理30分钟。线粒体动态标记(A)Mfn1、(B)Mfn 2、(C)OPA1、(D)Drp1和(E)的蛋白质水平通过western blot分析评估Fis1*与对照组相比P<0.05,#与LPS组相比P<0.05;方差分析,然后进行Dunnett的事后检验(n=5)。PMA,佛波醇-12-钼酸盐-13-醋酸盐;二甲基亚砜;脂多糖;Drp1,动力相关蛋白1;Fis1,裂变1;丝裂原;OPA1,视神经萎缩1。

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p-PKC-α/HO-1信号通路对LPS诱导NR8383细胞线粒体融合/裂变标记物mRNA水平的影响。为了评估PKC-α/HO-1信号通路对线粒体动态标记物的影响,NR8383细胞在10µg/ml LPS孵育24小时之前,用5µM Go6976和100 nM佛波醇-12-氨基丁酸-13-乙酸酯预处理30分钟。线粒体动态标记(A)Mfn1、(B)Mfn 2、(C)OPA1、(D)Drp1和(E)的mRNA水平通过逆转录定量聚合酶链反应分析评估Fis1*与对照组相比P<0.05,#与LPS组相比P<0.05;方差分析,然后进行Dunnett的事后检验(n=5)。脂多糖;Drp1,动力相关蛋白1;Fis1,裂变1;丝裂原;OPA1,视神经萎缩1。

讨论

本研究表明,LPS激活的NR8383细胞中PKC-α/HO-1信号通路的激活显著增加了Mfn1、Mfn2和OPA1的表达,同时降低了Drp1和Fis1的水平,同时增加了HO-1和PKC-α蛋白的表达。此外,PKC-α/HO-1信号通路的激活显著增加了LPS激活的NR8383细胞中的SOD活性和RCR,并降低了MDA和ROS含量。然而,通过使用PKC-α特异性抑制剂Go6976预处理来阻断PKC-β/HO-1信号通路,与激活剂PMA对LPS激活的巨噬细胞的作用相反。

由于RCR与氧化磷酸化(OXPHOS)密切相关,因此它是线粒体健康的关键和多功能指标。状态3呼吸反映了ATP生成所用的氧气量,在添加ADP和磷酸基团后进行测量。在OXPHOS过程中,ADP完全磷酸化为ATP后,获得状态4呼吸。因此,线粒体RCR表达了状态3的耗氧速率与状态4的耗氧率之间的比率(31). 高RCR(>2.5)可被视为线粒体呼吸质量良好的指标(31). 与我们小组之前的研究一致(21),目前的结果表明,LPS诱导的NR8383细胞的RCR较低。然而,PMA对PKC-α/HO-1信号通路的诱导通过恢复RCR有效减轻了LPS诱导的线粒体功能抑制。相比之下,接触Go6976显著降低了RCR,从而加重了LPS的影响。

HO-1是一种重要的抗氧化酶,在各种疾病状态和器官系统中发挥重要的细胞保护作用(3234). 此外,HO-1的保护作用与线粒体的正常功能密切相关。最近的一项研究也表明,HO-1通过调节线粒体质量控制(包括线粒体动力学、生物发生和有丝分裂)部分介导心脏保护(33). 重要的是,在阿霉素诱导的扩张型心肌病小鼠中,HO-1的过度表达消除了Fis1表达的增加,并提高了Mfn1和Mfn2的表达(33). 与这些结果一致,我们小组先前的研究表明,HO-1/CO系统通过增加内毒素诱导的急性肺损伤(ALI)模型和LPS激活的RAW 264.7细胞中线粒体融合蛋白的表达和降低线粒体裂变蛋白的水平发挥抗氧化作用(21). 根据以往的研究,本研究采用LPS激活NR8383细胞的实验模型。LPS刺激NR8383细胞诱导HO-1表达。此外,经Go6976预处理后,HO-1的低表达与Mfn1、Mfn2和OPA1的低表达以及Drp1和Fis1的高表达相一致,这支持了HO-1在改善线粒体动力学方面的保护作用。

与脓毒症相关的ALI是重症监护病房死亡的主要原因。在急性肺损伤过程中,肺泡巨噬细胞生成并释放多种介质,一旦被细菌和/或病毒激活,这些介质又会促进白细胞的过度补充(35). 此外,伴随着不受控制的炎症反应,LPS激活的单核细胞中可能会刺激许多激酶和信号通路(36,37). 据报道,PKC的激活,尤其是在PKC-α/HO-1信号通路中,参与了抗氧化应激、炎症和凋亡的保护(3840). 然而,HO-1是否通过PKC-α途径对线粒体动力学有任何影响尚待阐明。在本研究中,特异性PKC-α抑制剂Go6976降低LPS诱导的NR8383细胞中PKC-β和HO-1的mRNA和蛋白表达,同时抑制Mfn1、Mfn2和OPA1,增加Drp1和Fis1。此外,PKC-α和HO-1的抑制导致ROS和MDA水平升高,RCR降低。因此,本研究假设并通过实验验证了PKC-α/HO-1信号通路是一种候选机制,通过该机制可以保护细胞免受氧化应激损伤,并且可以通过改善LPS激活的巨噬细胞中的线粒体动力学来调节线粒体功能。

总之,本研究表明LPS激活PKC-α可刺激HO-1蛋白的表达,进而通过增加Mfn2和OPA1的表达,降低NR8383细胞中Drp1和Fis1的水平,改善线粒体损伤。此外,PKC-α/HO-1信号通路被证实与抗氧化和细胞保护作用有关,可对抗LPS诱导的巨噬细胞活化。根据目前的结果,可以得出结论,PKC-α/HO-1信号通路至少构成了一条调节LPS活化巨噬细胞线粒体动力学的关键信号转导通路。因此,本研究结果为进一步研究HO-1在改善线粒体动力学质量中的作用以及潜在机制提供了一种途径,这可能是一种潜在且有效的保护细胞免受败血症的策略。

致谢

作者感谢李东华博士(中国天津市中西医结合急性腹部疾病研究所药理学系)的技术援助。

词汇表

缩写

ALI公司急性肺损伤
合作一氧化碳
图纸1动力相关蛋白1
图1裂变1
HO-1型血红素氧化酶-1
液化石油气脂多糖
丙二醛丙二醛
Mfn1型丝分裂融合蛋白1
OPA1蛋白视神经萎缩1
PKC-α蛋白激酶C-α
RCR公司催吐控制比
ROS公司活性氧物种
草地超氧化物歧化酶

基金

本研究得到了中国国家自然科学基金(批准号81772106;中国北京)的支持。

数据和材料的可用性

研究过程中生成的分析数据集可根据合理要求从相应作者处获得。

作者的贡献

XL和YZ设计了研究并起草了手稿。四十、 RM、LW、JS和DL进行了实验。JY、LG和YZ构思并监督了研究,并修改了手稿。所有作者都阅读并批准了最终的手稿,每个作者都认为手稿代表了诚实的工作。

道德认可和参与同意

不适用。

患者同意发布

不适用。

竞争性利益

作者声明,他们没有相互竞争的利益。

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