富含甘油三酯的脂蛋白的脂解产生PPAR配体：脂蛋白脂肪酶抗炎作用的证据

摘要

炎症在动脉粥样硬化的发展和并发症中起着重要作用(1). 动脉粥样硬化形成过程中的一个早期精液事件是黏附分子表达，这是炎症细胞进入血管壁所必需的反应(1). 高水平的富含甘油三酯的脂蛋白（TRL），如极低密度脂蛋白（VLDL）和乳糜微粒，可诱导血管细胞粘附分子-1（VCAM1）的表达(2)炎症细胞因子显著增强了这种效应(三). 这种反应可能有助于脂肪酸（FA）的主要载体TRL水平与动脉粥样硬化之间的联系(4). 相反，尽管通过饮食来源和内源性生产接触TRL，但在其他健康的内皮细胞中VCAM1的表达通常可以忽略不计(4,5)表明限制粘附分子表达的生理途径。内源性脂质代谢与抑制炎症反应的途径（如粘附分子表达）之间的联系尚不明确。

先前的报告表明，核受体过氧化物酶体增殖物激活受体α（PPARα）的合成激动剂降低了炎症刺激（包括肿瘤坏死因子α（TNFα））诱导的VCAM1表达。6–8). 与这些发现一致，某些ω3 FA抑制白细胞粘附体内在WT中，但在PPARα缺乏（PPARα^−/−)老鼠(9). 最近的大型流行病学研究表明，饮食中ω3 FA的摄入增加与包括动脉粥样硬化在内的心血管事件减少之间存在关联，因此这些观察结果尤其令人感兴趣(10–12).

脂蛋白脂肪酶（LPL）是一种极具吸引力的酶，其生理作用可能限制粘附分子的表达。LPL在脂质代谢中发挥近端作用，决定新生乳糜微粒和VLDL的分解代谢(4). LPL的作用部位主要是内皮细胞本身，其活性有助于确定循环甘油三酯和高密度脂蛋白（HDL）水平，这是已知的心血管危险因素(13). 基因和功能性LPL异常都与血管病理学直接相关(14,15)，尽管已经报道了不同的影响，可能取决于组织特异性LPL反应(13). 转基因LPL过表达降低了载脂蛋白E（ApoE）和低密度脂蛋白（LDL）受体（LDLR）缺陷小鼠动脉粥样硬化模型的损伤(14,16). 事实上，LPL过度表达完全消除了LDLR中的动脉粥样硬化^−/−尽管有致动脉粥样硬化的饮食(14). 相反，将过表达LPL的巨噬细胞（Mφ）骨髓移植到类似的低密度脂蛋白缺乏小鼠中，显著增加了动脉粥样硬化病变(17). LPL在动脉粥样硬化中这种不同作用的机制尚不清楚。在Mφ中LPL水解功能可能会降低(18)，未检查非酶LPL介导的脂质摄取（LPL桥接脂蛋白受体和蛋白聚糖的结果）(13).

我们假设LPL介导的生理性甘油三酯脂解可能代表脂代谢和PPAR激活之间的联系，从而产生远端PPAR效应。为了检验这种可能性，我们研究了在PPARα存在或不存在的遗传条件下，LPL对TNFα诱导的EC中VCAM1反应的影响。我们进一步探索了PPAR的脂解激活在体外和体内测试LPL酶作用的作用、不同的脂蛋白底物、其他FA释放脂肪酶以及可能形成这种途径的PPAR亚型。

方法

试剂和培养基分别来自Sigma或BioWhittaker，除非另有说明。费诺布里酸是福尼尔实验室慷慨赠送的礼物。

PPARα小鼠^+/+（129S3/SvImJ）基因型从Jackson实验室获得。PPARα^−/−这些老鼠是F.Gonzalez（美国国立卫生研究院；参考文献。19). 小鼠骨骼肌LPL过度表达(20,21)与PPARα杂交至同质性^−/−老鼠。

从1个月龄的PPARα中分离出微血管内皮细胞（EC）的细胞培养物^+/+和PPARα^−/−利用细胞间粘附分子-2（ICAM-2）和血小板内皮粘附分子-1（PECAM-1）抗体（PharMinen）Dynabead选择小鼠心脏(22). HepG2细胞和HEK293细胞[American Type Culture Collection（ATCC）]在DMEM，10%FCS中培养。人类EC来自大隐静脉(6). 从健康志愿者中分离出循环人单核细胞，分化后在M199培养基中处理(23).

通过梯度超速离心法分离多个健康献血者的血浆中的脂蛋白。通过酶法测定胆固醇、甘油三酯和蛋白质（Pierce）含量。总游离脂肪酸含量通过酶法测定（Roche Molecular Biochemicals），适用于96周平板（参见支持方法作为支持信息发布在PNAS网站上，网址：www.pnas.org). 为了进行标记，将VLDL与1,1′-二十八烷基-3,3,3′，3′-四甲基吲哚碳菁高氯酸盐（DiI，最终浓度，每mg VLDL蛋白500 ng DiI）孵育（10 h，23°C）。在系统性肝素输注（60单位/kg）后10分钟提取肝素后人体样本。

对凝胶电泳后转移至Hybond（Amersham Pharmacia）的分离mRNA（RNEasy；Qiagen，Valencia，CA）进行Northern分析。

使用Fugene（Roche Molecular Biochemicals）在含有≈2.3×10的24孔板中进行瞬时转染⁴每孔牛主动脉EC（通道3-6）。构建物是T.Willson慷慨捐赠的[GlaxoSmithKline，配体结合域（LBD）/酵母Gal4]；T.Collins（波士顿儿童医院；VCAM1发起人）；和H.Hobbs（德克萨斯大学西南分校，LDLR表达载体）。已经描述了LPL和LPL突变表达载体（D.J.R.，未发表的数据；参考文献。24和25). LPL突变体由于2 bp的差异（AGC/GCC），用丙氨酸取代催化位点丝氨酸132，产生最小的脂肪分解。

用兔PMP70抗体（1:200；亲和生物试剂，新泽西州Neshanic站；参考文献。26)和次级四甲基罗丹明B异硫氰酸盐结合抗体R0156（DAKO），并使用激光扫描共焦显微镜（MRC 600；Bio-Rad）进行分析。

使用人全长cDNA对PPARα、PPARδ和hPPARγ进行闪烁邻近性分析₂如前所述亚克隆到pGEX-KT表达载体(27). 这个^三H（H）₂-使用的标记的已知合成PPAR激动剂为化合物A和化合物B（参见支持方法)具有相对K（K）_d日如下：化合物A、PPARγ2.5 nM和PPARα5.0 nM；化合物B，PPARδ1.0 nM(27,28). 结果表示为具有计算出的抑制常数的抑制百分比(K（K）_是).

小鼠PPARα的VCAM1细胞表面ELISA^+/+和PPARα^−/−EC单层像以前一样进行(6).

结果

LPL以PPARα依赖方式反对VLDL/TNFα诱导的VCAM1表达。

炎症细胞因子诱导内皮细胞VCAM1表达，已知TRL或饱和FA可增强这种反应(三,29). 与这些报告一致，在TNFα存在的情况下，VLDL和棕榈酸FA（16:0）均显著增加EC中VCAM1 mRNA（图。​（图11一，分别为第5和第9车道）。相反，即使在TNFα存在的情况下，VLDL的LPL治疗（LPL/VLDL）也抑制了VCAM1的反应（图。​（图11一，车道6）。LPL介导的对诱导VCAM1的抑制与合成PPARα激动剂WY14643的抑制作用相同（图。​（图11一，车道7）。LPL（未显示数据）和VLDL（图。​（图11一，泳道2）诱导VCAM1表达。这种抗炎反应在VCAM1启动子研究中也很明显，重组LPL（200单位/ml）以依赖VLDL底物浓度的方式逆转TNFα介导的VCAM1激活子（图。​（图11B类). 因此，VLDL的LPL处理改变了VCAM1的转录调控。

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图1

LPL抑制VLDL/TNFα介导的VCAM1表达和启动子活性。(一)PPARα激动剂WY14643（WY，250μM）处理的人EC中VCAM1 mRNA表达的Northern分析；VLDL（5μg），含或不含LPL（200单位/ml，4小时）；在有或无TNFα刺激（50 ng/ml，17 h）的情况下饱和FA（16:0）。仅LPL没有影响（数据未显示）。(B类)TNFα介导的VCAM1启动子(6)在有LPL（实线）或无LPL（虚线）的情况下，在VLDL的浓度范围内测试活化。所有转染实验均在牛主动脉EC（DMEM，1%Nutridoma SP）中进行。EC用含或不含LPL的VLDL预处理（200单位/ml，4 h），然后用TNFα刺激（2 ng/ml，12 h）。荧光素酶结果归一化为β-半乳糖苷酶活性。相比之下，250μM WY14643将TNFα诱导的VCAM1启动子的激活抑制了2.6倍。n个=3份，每份一式三份。

考虑到合成PPAR激动剂产生PPAR非依赖性效应的可能性(30,31)，我们接下来询问VCAM1的LPL/VLDL抑制是否持续存在于从PPARα分离的EC中^−/−老鼠。通过ELISA，PPARα^−/−EC的VCAM1水平显著高于WT EC（图。​（图22一)与PPARα中报道的NF-κB活化增加一致^−/−老鼠(32). LPL/VLDL限制了TNFα诱导的WT中VCAM1的增加，但PPARα没有增加^−/−EC的作用类似于合成PPARα激动剂的作用（图。​（图22一). 这些结果表明LPL/VLDL效应是通过PPARα介导的。

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图2

LPL/VLDL通过PPARα依赖机制抑制VCAM1水平。(一)从WT（填充棒）或PPARα获得的EC中VCAM1表面表达^−/−如前所述，用ELISA法对（开放栏）小鼠进行测量(6). 在96个平板中培养的EC按图所示进行处理。​图11一小鼠TNFα（10 ng/ml，18 h）。数据表示蛋白质浓度归一化后410 nm处的吸光度。在WT中，但不在PPARα中^−/−，EC WY14643和LPL/VLDL均显著降低VCAM1水平（*，P（P）< 0.005). PPARα中的基本VCAM1水平^−/−与WT EC相比显著增加（#，P（P）< 0.001). (B类)在有或无LPL（30单位/ml）的情况下，各种脂蛋白对PPARα-LBD的浓度依赖性激活。EC与PPARα-LBD共转染，荧光素酶反应pUASx4-TK-luc和β-半乳糖苷酶结构被刺激，如图所示（18 h，DMEM，1%脱脂血清）。在本实验中，非诺比利亚酸（100μM）对PPARα-LBD的激活是16.2-±1.3倍。

LPL作用于脂蛋白中的甘油三酯以释放FA，普通脂蛋白的甘油三酯相对含量遵循VLDLŞLDL>HDL的顺序。研究的LP中的甘油三酯含量（mg甘油三酯/dl）为VLDL 264±13.2、LDL 51±2.6和HDL 24±1。为了研究循环脂蛋白与LPL对PPARα的影响之间的关系，我们进行了标准嵌合PPARα-LBD/GAL4转染试验(33)在原发牛主动脉EC中，已知缺乏LPL。在没有添加LPL的情况下，这些脂蛋白未能激活PPARα-LBD（图。​（图22B类); 然而，在重组LPL存在下，PPARα以浓度依赖的方式发生显著激活。PPARα激活值的一半最大值（EC₅₀)VLDL、LDL和HDL分别为1.5、5和20μg/ml蛋白质。VLDL的最大诱导率最高（21倍），其次是LDL（14倍）和HDL（7倍）。总之，TRL的LPL治疗导致显著的PPARα激活。

PPAR异构体——VLDL脂解的特异性效应。

根据FA的报告在体外我们接下来在PPARγ、PPARδ和PPARα-LBD转染试验中检测了这些LPL/VLDL应答，并比较了对异构体特异配体的应答（图。​（图3三一). 仅VLDL没有PPAR-LBD效应。在LPL存在的情况下，观察到PPARα的相对诱导作用最强，PPARδ的反应更少，其次是PPARγ(P（P）< 0.001). 对照质粒GAL4保持不变。

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图3

脂解导致PPARα活化的方式对PPAR亚型、脂肪酶和底物具有选择性。(一)使用标准pUASx4-TK-luc报告子结构和β-半乳糖苷酶归一化方法，在存在或不存在LPL的情况下，测量EC中VLDL对PPAR-LBD的激活，如图所示。​图22B类在存在或不存在VLDL（10μg/ml）的情况下，用LPL（14小时，30单位/ml）刺激细胞。对已建立的PPAR激动剂的反应用于比较：PPARγ−BRL49653（BRL，1μM）；PPARα−WY14643（WY，100μM）；PPARδ−碳前列环素（碳，10μM）。(B类)通过将LPL/VLDL反应混合物与特定放射性标记的PPAR活化剂孵育，生成竞争曲线：5 nM^三H（H）₂化合物A与GST hPPARα（圆形）或GST hPPARγ（三角形），或2.5 nM^三H（H）₂化合物B与GST-hPPARδ（平方）。绘制了在超低密度脂蛋白（0.003–10μg蛋白质/ml）/LPL（200单位/ml低密度脂蛋白，37°C，1小时）指示浓度存在下的放射性配体位移。数据来自重复测定。K（K）_我S值从剂量-反应曲线中获得。(C类)PPARα的激活是通过LPL介导的脂解而非其他一些FA释放脂肪酶介导的。EC，如图所示转染。​图22B类用显示的脂蛋白（10μg/ml蛋白质）和LPL（20单位/ml）或磷脂酶PLA处理（18小时₂（20单位/ml）、PLD（20单位/毫升）或PLC（2单位/毫升。显示了控件（开放条）、VLDL（填充条）、LDL（水平条纹条）和HDL（对角条纹条）。(D类)图中生成的FA。​图3三C类如图所示。用分光光度法测量培养基中的FA含量，如方法标准偏差5%；图中指定的钢筋。​图3三C类.分光光度测定与棕榈酸标准以浓度依赖的方式相关（数据未显示）。

作为生物LBD分析的补充，特定放射性配体的竞争置换建立了假定配体的直接结合，例如LPL/VLDL生成的产物，在无细胞环境下与给定表达的PPAR-LBD蛋白结合（图。​（图3三B类; 裁判。27). 这些分析独立于任何非催化LPL效应，如桥接(13). LPL/VLDL对PPARα-LBD的最大放射配体位移（99%），反应延伸至低水平的脂蛋白底物(K（K）_是0.1μg蛋白质/ml）。PPARδ和PPARγ的影响较小，两者的最大位移约为65%(K（K）_是蛋白质含量分别为0.3和1.2μg/ml）。单独添加的LPL和VLDL没有影响（数据未显示）。这些结果表明，LPL酶解VLDL优先生成PPARα配体。

PPARα的LPL/VLDL激活依赖于完整的LPL酶活性。

为了解决LPL/VLDL如何激活PPARα，我们询问PPARα-LBD反应是否依赖于完整的LPL酶活性，或者通过LPL已知的桥接作用增加脂蛋白摄取(13). PPARα−LBD活化实验在(我)通过过度表达LDL受体改变桥接反应；(ii（ii）)用肝素和肝素酶改变蛋白多糖水平；或(三)肌动蛋白抑制剂细胞松弛素损伤内体处理。这些治疗都没有效果（图。​（图44一). 即使在没有LPL的情况下，大量的细胞内DiI-标记的VLDL也表明，缺乏LPL的PPARα反应并不是由于脂质摄取减少所致（图。​（图44B类). 因此，极低密度脂蛋白摄取不太可能单独解释PPARα-LBD的激活。相比之下，添加热失活LPL或转染催化失活的LPL显著降低PPARα-LBD活化（图。​（图44一). 此外，脂肪酶抑制剂四氢利普抑素以剂量依赖性方式降低LPL介导的PPARα-LBD活化（图。​（图44C类). 因此，多条证据表明，从VLDL生成PPARα活化剂取决于完整的LPL催化活性。

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图4

LPL/VLDL对PPARα的活化依赖于完整的LPL催化活性。(一)采用VLDL（10μg/ml）与不同形式的LPL（重组LPL（30单位/ml）或热失活LPL（Inact.LPL））相结合，在EC中研究LPL催化活性对PPARα-LBD活化的作用；人LPL（Over-expr.LPL）或催化失活突变LPL的转染表达构建物。结果表示为标准LPL/VLDL响应的百分比。星号表示PPARα-LBD激活显著减少(P（P）<0.01，Mann–Whitney检验）。在添加LPL/VLDL之前，EC过度表达LDL受体（LDLR/LPL）或用细胞松弛素D（10μM）、肝素（100μg/ml）或肝素酶（200单位/ml）预处理1h，没有发现差异。(B类)EC标记的极低密度脂蛋白摄取。用极低密度脂蛋白（对照）和DiI标记的极低密度脂蛋白（5μg蛋白质/ml）刺激细胞，无论是否加入LPL（30单位/ml，18小时）。显示了典型福尔马林固定样品的荧光显微镜（×20倍放大）。DiI VLDL显示为红色，DNA显示为蓝色。(C类)在添加LPL（30单位/ml）/VLDL（10μg/ml）之前，将LPL与脂肪酶抑制剂四氢叶酸抑制素在所示浓度下预培养（室温下15分钟）。PPARα-LBD激活显著抑制(P（P）<0.01，Mann–Whitney检验），与对照组相比（*）。

LPL/VLDL诱导PPARα调控基因及PPARα依赖性反应体外和在体内.

为了研究LPL/VLDL是否导致已知的PPARα生物反应，我们检测了一系列公认的PPARβ效应，包括酰基辅酶a氧化酶（ACO）的诱导(34). 瞬时转染WT-LPL可增加VLDL处理后HepG2细胞中ACO的表达（图。​（图5A5A左边). 相反，用脂肪酶抑制剂四氢利普抑素预处理可降低这种反应，或转染催化活性低的LPL可消除这种反应。HEK293细胞也有类似的作用（图。​（图5A5A正确). LPL治疗还以时间和VLDL浓度依赖的方式诱导了HepG2中ACO mRNA的表达（图。​（图55B类)和主要人体Mφ（图。​（图55C类). 与LPL本身受PPARα调节的报道一致(35)，LPL/VLDL在Mφ中诱导LPL表达（图。​（图55C类)表明LPL/VLDL激活的PPARα存在正反馈回路。

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图5

酶完整LPL诱导PPARα靶基因mRNA表达。(一 左侧)用空载体（PcDNA3）、人WT LPL或无催化活性的LPL（突变LPL）转染HepG2细胞（24 h，DMEM，1%脱脂血清），并用RT-PCR确认表达水平（数据未显示）。Northern分析显示，VLDL处理（5μg/ml，3 h）可诱导LPL处理细胞中ACO mRNA的表达，但如果用四氢脂蛋白抑制素（THL，10μM）预处理（15 min），则不会。表达突变LPL的HepG2细胞在VLDL处理后没有ACO诱导。(赖特)与之前一样，在转染和刺激的HEK293细胞中也观察到类似的Northern结果。(B类)在用LPL（200单位/ml，1小时）孵育的HepG2细胞中测试ACO mRNA表达对VLDL的浓度响应。(C类)如图所示，LPL/VLDL处理诱导用LPL/VLDL处理的人Mφ中ACO和LPL mRNA的表达。​图55B类。显示了三个代表性结果中的一个。(D类)体内WT-LPL过度表达/PPARα对骨骼肌的分析^+/+和LPL过度表达/PPARα^−/−在PPARα存在但不存在的情况下，小鼠的过氧化物酶体增殖增加，LPL过度表达。禁食小鼠（12周龄，n个=3）使用PMP70抗体进行分析。

啮齿动物中合成激动剂激活PPARα的标志是过氧化物酶体的诱导。解决LPL影响体内在功能获得模型中，通过对LPL过度表达PPARα转基因小鼠骨骼肌中过氧化物酶体蛋白PMP70的染色来测量过氧化物酶体的增殖^+/+或PPARα^−/−鼠标（图。​（图55D类). 在LPL过表达/PPARα中观察到PMP70阳性颗粒增加^+/+小鼠LPL过度表达/PPARα缺失^−/−老鼠。值得注意的是，为这些实验选择的转基因LPL小鼠是“低表达”（MCK-L）品种，有三个LPL转基因副本，LPL活性增加约5.5倍(21). 因此，LPL表达增加体内以PPARα依赖的方式诱导过氧化物酶体增殖。有趣的是，吃高脂肪食物的啮齿动物增加了过氧化物酶体(36)虽然这种诱导的机制之前还没有确定。

人类内源性脂解产生PPARα激活物。

鉴于LPL介导的PPARα激活的证据，我们接下来询问是否可以在人类中证明类似的作用。在六名正常志愿者的血浆中，尽管存在充足的游离FA（207±17μM FA；图。​图66一). 向这些相同样品中添加LPL导致PPARαLBD活性增加29倍（图。​（图66一)反应相当于合成激动剂WY14643（增加20.3倍±0.3倍）。此外，在不添加任何外源性LPL的情况下，通过肝素输注释放内源性组织结合LPL导致类似的PPARα激活（23倍）（图。​（图66一). 这些结果表明，脂解活性参与了人血浆PPARα活性的产生。

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图6

LPL介导的PPARα激活是富含甘油三酯的脂蛋白代谢的一种独特成分。(一)PPARα-LBD反式激活分析如图所示。​图22B类通过使用在基线（−LPL）时从六名正常高脂血症献血者获得的人血浆样本（5%），在添加LPL后在体外（200单位/ml，37°C，1小时）至肝素前血浆，或在全身肝素输注（60单位/kg）后体内.符号代表个人捐赠者；线表示平均值。本实验中10μM WY14643的相对PPARα-LBD折叠激活为20.3±0.3；FA浓度分别为1.7±0.8μM（−LPL）、18.2±9.3μM。(B类)TRL的代谢通过非酶机制和酶机制进行。尽管这些途径最终导致FA的产生及其各种下游效应，但通过脂肪分解激活PPARα似乎在一定程度上限制了LPL。所提供的数据表明，内源性脂解的特定机制可以通过配体的产生导致特定的转录反应。因此，LPL介导的PPARα激活可能在循环富含甘油三酯的脂蛋白和远端PPARα效应（如抗炎反应、FA氧化和脂质代谢）之间提供联系。后者可能包括通过PPARα的可能正反馈回路，通过诱导LPL和抑制ApoCIII导致LPL表达和活性增加。

讨论

我们的结果揭示了LPL（甘油三酯代谢中的中心酶）在限制炎症反应和生成PPARα配体方面先前未表现出的作用。VLDL的LPL治疗可产生公认的PPARα激活指标，包括LBD反应、直接配体置换、已知PPARα靶基因的诱导和过氧化物酶体增殖。我们看到了这些结果在体外和体内在功能增益和功能损失模型中。这些反应表明，LPL酶作用与随后的PPARα激活及其远端转录效应之间存在内源性代谢途径。据我们所知，以前没有文献证明存在导致PPARα配体生成的酶途径。因此，LPL，一种对生理TRL代谢起核心作用的酶，可能复制合成PPARα配体的作用。LPL/VLDL介导的LPL表达诱导本身表明PPARα存在正反馈环。PPARα介导的内源性LPL抑制剂ApoCIII的阻遏可增强该途径的功能影响(37). 通过研究这种脂解途径与核受体激活的关系，我们对LPL和PPAR的功能有了新的了解。

LPL作用靶向的PPAR亚型具有明显的选择性在体外PPARα可能代表PPAR对生理性脂肪分解的主要反应，如进食后可能发生的反应。尽管在相关VLDL浓度下观察到最小的PPARγ反应，但LPL介导的PPARδ激活确实发生。这种通过LPL的PPARδ反应在某些情况下和在PPARδ表达高于PPARα的细胞类型中可能相关。脂肪酶之间也存在差异，只有某些FA释放酶产生PPARα-LBD激活。这种特异性可能来源于各种脂肪酶特异性：不同底物（甘油三酯与磷脂、饱和与不饱和脂肪酸）、随后的脂肪酸修饰和/或产生的脂解产物。无论如何，这些结果与之前基于在体外FA通常激活PPAR的数据(38–40)或者通过任何方式的脂肪分解产生的脂肪酸也会起到同样的作用。相反，我们的研究结果表明，不同的转录反应取决于FA生成和摄取的特定机制（图。​（图66B类).

其中一个例子是FA对VCAM1表达的不同影响。某些单独的FA，包括VLDL中常见的棕榈酸和硬脂酸，增加了TNFα诱导的EC中VCAM1。相反，LPL处理的VLDL和由此产生的FA以PPARα依赖的方式限制了TNFβ诱导的VCAM1，从而重述了合成PPARα激动剂的作用。因此，LPL脂解可能是一种机制，通过这种机制，尽管异质性脂蛋白含有多种核受体配体，包括羟基-十八碳二烯酸（HODEs）、氧化脂质和维甲酸，但可以产生特定的核受体反应。这些结果支持了一个更广泛的观点，即循环脂蛋白不仅是能量底物的转运蛋白或资源，也是能够产生特定转录反应的配体来源。这种观点可能对循环脂质和完整脂肪酶功能的下游影响具有临床意义。

通过LPL对PPARα的生理激活可能为LPL和PPARα在动脉粥样硬化形成中的广泛研究但仍有争议的作用提供新的线索。托德杰曼等。(41)与ApoE相比，缺乏PPARα和ApoE的小鼠的甘油三酯水平较高，但空腹肝素后LPL活性不变^−/−独自一人。正如这些作者指出的那样，他们的研究无法解释喂食后产生的天然PPARα配体，正如我们的结果所预测的那样。令人惊讶的是，这些ApoE^−/−/PPARα^−/−尽管有证据表明PPARα激活可能限制动脉粥样硬化和炎症，但小鼠的动脉粥样硬化程度较低。许多因素可能促成了这些ApoE的表型^−/−/PPARα^−/−小鼠ApoE中的甘油三酯代谢异常^−/−，已知ApoE和LPL之间的相互作用(42)，提高PPARα的胰岛素敏感性^−/−老鼠(41)和/或PPARα反应中的物种特异性差异。最近有报道称，PPARα激动剂治疗可降低载脂蛋白E损伤胆固醇含量^−/−小鼠，对ApoE的影响更为显著^−/−表达人载脂蛋白A1转基因的小鼠(43). PPARα水平或LPL作用的细胞特异性差异也可能影响动脉粥样硬化反应，如Mφ(17).

相反，在两种低密度脂蛋白受体中，广泛的LPL过度表达显著降低了动脉粥样硬化病变^−/−(14)和ApoE^−/−老鼠(16). 在人类中，LPL水解活性受损（通常与高甘油三酯血症相关）可能会促进动脉粥样硬化，尤其是在糖尿病患者中(44). 同样，LPL水解活性的基因改变也与动脉粥样硬化有关(45). 值得注意的是，在CARE试验中，只有当血浆TRL水平与LPL抑制剂ApoCIII水平增加相结合时，冠心病风险才与血浆TRL浓度相关(46). 我们的数据预测，LPL酶活性受损（例如，在糖尿病等疾病中）可能会降低内源性PPARα的激活及其随后的下游作用，包括抗炎反应。如果是这样，贝特治疗可能对LPL功能受损的患者特别重要，以弥补内源性PPARα配体生成不足。LPL介导的PPARα激活的这种“药物旁路”可能有助于在腓特烈试验中观察到的动脉粥样硬化和心血管益处(47).

除了可能与病理状态相关外，这些发现还提供了一种结合LPL和PPAR途径的候选生理机制，其中每一种以前都单独涉及能量平衡(13,48). LPL产生的FA，如餐后发生的一样，通过随后的FAβ氧化提供主要能量来源，主要涉及PPARα调节酶(48). 有趣的是，导致甘油三酯分解代谢的禁食诱导PPARα表达(49). 因此，PPARα是通过LPL在能量供应中不可或缺的一部分，如在进食后或在需求增加的状态下，如在禁食期间。综上所述，我们的研究结果表明，TRL的生理代谢与随后的PPARα转录效应之间存在一种联系，表明LPL是PPARα配体内源性生成的关键酶。

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