低密度脂蛋白对低氧诱导的血管生成的损害涉及一个以HIF为中心的信号网络，该网络连接炎症性TNFα和血管生成性VEGF

结果

GEP分析揭示了EC中潜在的以HIF为中心的信号网络

众所周知，HIF通过在缺氧和常压条件下诱导内皮细胞表达促血管生成VEGF及其受体VEGFR1和VEGFR2，在血管生成中发挥重要作用[2,4]. 众所周知，HIF（尤其是HIF-1α）参与巨噬细胞产生促炎性TNFα，进而通过激活NF-κB通路刺激血管生成或血管重塑[10]. 然而，尚不确定内皮细胞中HIF和TNFα之间是否存在任何关系，尤其是因为这两种途径具有促进VEGF生成和血管生成的共同特性。为此，我们首先利用公开可用的基因表达谱数据库（GEP）分析了内皮细胞中的这种潜在关系，以及VEGF和NF-κB通路。使用的数据集包括一个用于将人类胚胎干细胞（hESC）分化为成熟内皮细胞的数据集（实验HUVEC vs ESC-James-12-MAS5.0-u133p2）[28]另一个用于比较新鲜分离的静脉内皮细胞（人脐静脉内皮细胞，HUVEC）和动脉内皮细胞（人类脐动脉内皮细胞，HUAEC）（正常内皮细胞HUEC/HUVEC-卢顿-38-MAS5.0-u133p2）[29]. 如所示图1A，热图显示a）之间的基因表达存在许多正相关（红色）HIF1A型和EPAS1系统（HIF-2α；区域#1），和b）HIF1A型或环境保护1和TNF公司或其受体（例如。，TNFRSF1B公司/肿瘤坏死因子-R2；区域#2）。值得注意的是，尽管HIF1A型和EPAS1系统仅与正相关韩国存托凭证（VEGFR2）在所有VEGF及其受体中，在TNF公司或其受体（两者TNFRSF1A型/TNF-R1和TNFRSF1B公司)和VEGF（例如。，VEGFA（血管内皮生长因子）和VEGFC公司)或其受体(FLT1（飞行高度层1）/VEGFR1，尤其是KDR公司; 区域#3）。它们还与NF-κB途径密切相关（例如。，RIPK1段,NFKB2型,RELB公司,IKBKG公司/NEMO、，TNFAIP3公司/A20；区域#4）。HUVEC和HUAEC进行比较时(图1B)，在2-4区观察到的正相关要少得多，而负相关（蓝色）明显增加。这些结果提出了一种可能性，即胚胎干细胞向内皮细胞的发育可能需要一个包含四种重要血管生成驱动信号通路的网络，包括HIF（尤其是α亚单位）、TNF、VEGF和NF-κB，然而，在内皮细胞成熟后，无论其位于何处（例如静脉或动脉），它都可能在很大程度上被沉默。值得注意的是ARNT公司（HIF-1β）和其他基因在两种环境中均被观察到(图1A和1B)可能反映了其构成稳定的特征。有趣的是，如火山图所示，最显著表达的基因是促炎细胞因子CXCL14系列hESC与HUVEC(补充图S1A)，虽然它是韩国存托凭证HUVEC与HUAEC中的（编码VEGFR2，主要VEGF受体）(补充图S1B). 此外，在这两种情况下，即hESC与HUVEC之间，个体基因表达模式也存在显著差异，甚至相反(补充图S2A)以及HUEC与HUVEC(补充图S2B). 总的来说，一旦人胚胎干细胞分化为成熟的内皮细胞，参与HIF、TNF、VEGF和NF-κB通路的大多数基因就会关闭，而只有一些基因（例如。，HIF1A型,TNFRSF1A型,地图3k14/与HUVC相比，NIK）可能在HUVEC中保持激活状态（假设在低氧条件下）。

图1。 GEP分析绘制了内皮细胞中HIF、TNFα、VEGF和NF-κB信号通路之间的潜在相关性。(A类,B类)通过使用R2：基因组分析和可视化平台分析EC中涉及基因表达谱（GEP）的数据集，基于P（P）纵向和横向轴上显示的每对基因之间的相关性分析值（红色和蓝色分别表示正相关性和负相关性）(A类; 数据集，Exp HUVEC vs ESC-James-12-MAS5.0-u133p2）人类干细胞（hESC）vs人类脐静脉内皮细胞（HUVEC）和(B类; 数据集，正常内皮细胞HUAEC/HUVEC-卢顿-38-MAS5.0-u133p2）HUVEC与人脐动脉内皮细胞（HUAEC）。热图中的数字表示每条路径的聚集区域（用虚线勾勒）。(C类,D类)基因本体（GO）分析用于分类(C类)HIF-1α-和(D类)HIF-2α相关基因根据其功能在所有类型的内皮细胞中，包括（数据集，正常内皮细胞HUAEC/HUVEC-卢顿-38-MAS5.0-u133p2）。

为了检测内皮细胞中HIF-1α和HIF-2α相关基因之间的差异，然后进行基因本体（GO）分析，对表达与上述两种基因相关的基因进行分类HIF1A型或欧洲专利局1在不同位置的动静脉内皮细胞中，包括主动脉、冠状动脉、肝动静脉、髂动静脉、肺动静脉、脐动静脉的培养内皮细胞，以及新鲜分离的脐动、静脉内皮细胞（正常内皮细胞HUEC/HUVEC-Luttun-38-MAS5.0-u133p2）[29]. 值得注意的是，最重要的HIF1A型-和EPAS1系统-相关基因分为两个功能不同的基因库。这个HIF1A型-相关基因与EC发展和血管生成更相关(图1C)，而EPAS1系统-然而，相关基因与已知HIF激活所需的线粒体能量代谢相关[30]、血管重塑、炎症反应等(图1D). 总之，这些结果支持这样一种观点，即尽管HIF-1α和HIF-2α在促进血管生成方面发挥功能作用，但它们可能通过激活不同的靶基因集发挥作用。

低氧诱导的血管生成与内皮细胞HIF激活和VEGF生成相关

为了确认缺氧诱导因子激活与新生血管生成之间的因果关系，首先进行集落形成实验，以检测缺氧对内皮细胞增殖的影响。如所示图2A，在1%O下培养HUVEC₂这种情况导致了菌落数量和大小的急剧增加，相比之下，O₂作为控制。此外，HUVEC暴露于1%O₂也增强了它们的管状形成能力，反映在细小的血管网中，没有闭合的环（箭头；图2B). 此外，还进行了ELISA检测，以确定内皮细胞分泌的VEGF的量。如所示图2C，暴露于1%O₂导致HUVEC以时间依赖的方式增加VEGF的生成。此外，Western blot分析显示暴露于1%O₂还导致HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β的蛋白水平随时间增加(图2D（左），当使用乳酸模拟缺氧时，获得了类似的结果（右）。因此，这些结果表明，缺氧通过内皮细胞自分泌VEGF促进血管生成，这是一种与HIF激活相关的事件。

图2。 缺氧诱导内皮细胞的血管生成，与VEGF的产生和HIF的激活有关。(A类,B类)HUVEC在含有2%血清的ECGM培养基中培养，在缺氧（1%O₂)或常氧（21%O₂)条件，然后对细胞进行以下分析，包括(A类)菌落形成试验（72小时）和(B类)基于基质的试管形成分析（24小时）。显示了至少三个独立实验的代表性显微图像。箭头表示未闭合的血管结构环。(C类)当HUVEC在低氧（1%O₂)或常氧（21%O₂)条件下，以指定的时间间隔收获培养基并进行ELISA测定以确定VEGF的绝对量（pg/ml）。值表示至少三个独立实验的平均值±SD，一式三份*P（P）<0.05和**P（P）与对照组相比<0.01（21%O下72小时₂); ns=不显著。(D类)HUVEC在低氧（1%O）下培养₂)条件（左面板）或暴露于化学缺氧模拟乳酸（3 mM）达指定的时间间隔（6-24小时），然后进行Western blot分析以监测HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β的表达。重制β−肌动蛋白印迹作为负荷控制。

敲除HIF-1α或HIF-2α可阻止缺氧诱导的VEGF生成和血管生成

然后检测HIF-1α和HIF-2α在低氧诱导血管生成中的功能作用。为此，HIF-1α和HIF-2α在HUVEC中被敲除，使用shRNA特异性靶向HIF1A型和环境保护1分别为。Western blot分析证实了HIF1A型和EPAS1系统显著阻止HIF-1α的稳健表达(图3A（左）和HIF-2α（右）在暴露于1%O的HUVEC中₂利用这些细胞，进行集落和试管形成实验，以评估HIF-1α和HIF-2α在内皮细胞中的功能作用。的确，预防HIF1A型或环境保护1表达强烈抑制HUVECs在1%氧浓度下的生长₂条件，击倒时EPAS1系统甚至比击倒HIF1A型(图3B). 一直以来，尽管击倒其中任何一种都会显著削弱HUVEC在1%氧浓度下形成血管网的能力₂状态，表现为管子数量减少和未闭合环增加（箭头；图3C). 在HUVEC中观察到类似的结果，shRNA敲除了ANRT公司(补充图S3A). 最后，击倒HIF1A型或EPAS1系统HUVEC也显著减少VEGF的生成(图3D). 总之，这些发现表明缺氧通过激活HIF通路诱导内皮细胞自分泌VEGF来诱导血管生成。

图3。 敲除HIF-1α或HIF-2α均会损害缺氧诱导的内皮细胞血管生成和VEGF的生成。(A类)用pLKO.1构建物转染HUVEC，该构建物编码靶向HIF-1α和HIF-2α的shRNA，并将干扰序列作为阴性对照（shNC）。由于HUVEC中HIF-1α或HIF-2α的基础水平相对较低，这些转染细胞暴露于1%的O₂（21%O₂24小时后进行Western blot分析，以确认shRNA分别敲除HIF-1α和HIF-2α。(B类,C类)然后将表达HIF-1α或HIF-2αshRNA的HUVEC暴露于1%的O₂在指定的时间间隔内，然后进行菌落形成分析(B类，72小时）和基于Matrigel的试管形成分析(C类，24小时）。显示了至少三个独立实验的代表性显微镜图像。箭头表示未闭合的血管结构环。(D类)同时，在1%O培养72小时后，通过ELISA测定VEGF水平₂值表示至少三个独立实验的平均值±SD，一式三份**P（P）与shNC控制相比，<0.01。

低密度脂蛋白抑制缺氧环境中内皮细胞HIF和NF-κB通路的激活

我们之前已经证明，低密度脂蛋白通过干扰多种促血管生成信号（如SDF/CXCR4）来损害血管生成[31]和VEGF/VEGFR2[27]. 最近，我们发现低密度脂蛋白还通过使NF-κB失活，进而下调HIF-1α和HIF-2α，从而降低HIF-1β的表达，这反过来有助于低密度脂素的抗血管生成作用[18]. 与这些发现相一致，Western blot分析显示，用天然低密度脂蛋白预处理后，HIF-1α、HIF-2α的表达显著降低，HIF-2β的表达和p65的磷酸化程度稍低，反映了NF-κB的失活[32]，在1%O培养的HUVEC中₂条件(图4A). 同样，低密度脂蛋白预处理大大减少了用PHD抑制剂DMOG处理的HUVEC中HIF-1α和HIF-2α的积累[33]与p65磷酸化降低相关(图4B). 然而，在暴露于DMOG的HUVEC中，氧化低密度脂蛋白（oxLDL）未能做到这一点(图4C). 在21%氧浓度下，LDL和oxLDL均不能下调HIF-1β₂条件(补充图S3B和3C). 此外，自由基清除剂PBN[34]无法挽救LDL介导的这些事件(图4B)支持一种观点，即低密度脂蛋白可能不需要氧化来抑制HIF和NF-κB通路的激活。尽管DMOG治疗导致细胞核中HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β的蛋白水平增加，它们在细胞核中形成活性异二聚体复合物以触发靶基因的转录，但LDL预处理可显著阻断这一事件(图4D和补充图S3D). 同样，与NF-κB抑制剂PDTC预孵育[35]DMOG处理的内皮细胞中HIF-1α和HIF-2α的蛋白水平也显著降低，但仅轻度影响HIF-1β蛋白水平(图4E). 总之，这些结果表明，低密度脂蛋白（LDL）而非oxLDL能够阻断缺氧诱导的内皮细胞HIF通路激活，并与NF-κB失活相关。

图4。 天然低密度脂蛋白（而非oxLDL）抑制缺氧诱导的HIF和NF-κB信号的激活。HUVEC的处理如下：(A类)用低密度脂蛋白（100μg/ml）预处理48小时，然后在缺氧（1%O₂)额外48小时的条件；(B类)在有或无自由基清除剂PBN（2 mM）的情况下，用LDL（100μg/ml）预处理48小时，然后再暴露于PHD抑制剂DMOG（1μM）中72小时；(C类)用指示浓度的氧化低密度脂蛋白（oxLDL，μg/ml）预处理48小时，然后用DMOG（1μM）再处理72小时。治疗后，进行Western blot分析以监测HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β的表达，以及NF-κB p65的磷酸化（S536）。(D类)或者，按照面板4B所述处理HUVEC，然后分离细胞质和细胞核部分，并进行Western blot分析，以监测HIF-1α、HIF-2α和HIF-1β的核移位。重制β-肌动蛋白和层粘连蛋白A的印迹，分别作为细胞质组分和核组分的负荷对照。(E类)HUVEC与NF-κB抑制剂PDTC（100μM）预先孵育4小时，然后再与DMOG（1μM）孵育72小时，之后通过Western blot分析监测HIF的蛋白水平。

TNFα暴露导致内皮细胞中TNF、HIF、NF-κB和VEGF通路之间的关系出现明显的GEP

众所周知，TNFα激活巨噬细胞中的HIF。然而，TNFα在内皮细胞中的作用尚不明确，尤其是在血管生成方面。为此，GEP暴露于TNFα的EC数据库[36]进行分析，以寻求TNF、HIF、NF-κB和VEGF之间的潜在关系。正如预期的那样，TNFα治疗迅速诱导NF-κB活化，这反映在NFKBIA公司（编码IκBα）和TNFAIP3公司(补充图S4A)，NF-κB的两个直接下游靶点。如所示图5A，内皮细胞暴露于TNFα导致涉及这些途径的基因表达相关性的不同热图，这与内皮细胞发育的热图明显不同(图1A)或动脉与静脉的内皮细胞(图1B). 值得注意的是，EPAS1系统，而不是HIF1A型，与ARNT公司（区域#1）。在以下方面也观察到正相关HIF1A型或ARNT公司和韩国存托凭证，以及EPAS1系统和VEGF受体（两者FLT1（飞行高度层1）和韩国存托凭证; 区域#3）。此外，VEGFs的表达（尤其是VEGFC公司)与…相关TNF公司及其受体TNFRSF1A型与NF-κB通路的激活有关（区域#4）。还观察到HIF1A型和韩国存托凭证或EPAS1系统和FLT1（飞行高度层1）(补充图S4B)，以及HIF1A型和糖酵解激活剂PFKFB3系列(补充图S4C)已知可以促进血管生成[37]. 相反，HIF1A型或EPAS1系统与NOS3号参与血管生成介质NO的合成[38]和OTUD7B，非规范NF-κB通路的负调控因子[16]. 然而，内皮细胞暴露于VEGF后，这些途径之间的相关性要小得多(补充图S5A)与TNFα治疗相比(图5A). 有趣的是HIF1A型（但两者都不是EPAS1系统也不是ARNT公司)和VEGF受体（两者FLT1（飞行高度层1）和韩国存托凭证)在暴露于VEGF的内皮细胞中观察到(补充图S5B)而所有三个亚单位（尤其是环境保护1)TNFα治疗的内皮细胞与VEGF受体呈正相关(图5A). 总之，这些结果表明，TNFα可能通过一个独特的信号网络激活内皮细胞，该信号网络将自身及其受体与HIF和NF-κB连接，以及VEGF，尤其是其受体，与内皮细胞分化、位于动脉与静脉的内皮细胞不同，或通过其他促血管生成因子（如VEGF）刺激的内皮细胞。

图5。 缺氧诱导内皮细胞中TNFα自分泌，进而激活HIF和NF-κB产生VEGF。(A类)使用中描述的相同方法图1A和1B，热图是通过分析一个数据集生成的，该数据集涉及TNFα刺激的HUVEC中的基因表达谱（GEP）（数据集，Exp HUVEC TNFα-Kodama-25-MAS5.0-u133p2）。热图中的数字表示每条路径的聚集区域（用虚线勾勒）。(B类)HUVEC在低氧（1%O）下培养₂)或常氧（21%O₂)条件如所述图2C进行ELISA检测，以确定在指定间隔收获的培养基中TNFα的绝对量（pg/ml）。值表示至少三个独立实验的平均值±SD，一式三份*P（P）<0.05和**P（P）与对照组相比<0.01（21%O下72小时₂). (C类,D类)用低密度脂蛋白（100μg/ml）预处理HUVEC 48小时，然后用肿瘤坏死因子α（50 ng/ml）再间隔如下，然后进行Western blot分析以监测NF-κB p65的S536磷酸化（5分钟）和HIFs的表达(C类，4小时）和TNF-R1(D类，4小时）。使用ImageJ软件对TNF-R1的斑点进行密度定量。数值表明归一化为β-肌动蛋白后的折叠变化。(E类)在用IKK抑制剂Bay 11-7082（10μM）预处理4小时后，HUVEC再暴露于TNFα（50 ng/ml）24小时。然后进行实时PCR分析，以确定所示时间间隔内EC中VEGF的表达。值表示至少三个独立实验的平均值±SD，一式三份*P（P）与未处理对照组相比，<0.05；^#P（P）与同一时间点单独TNFα相比，<0.05。

低氧诱导内皮细胞产生TNFα，进而激活HIF通路，而LDL通过下调TNF-R1干扰自分泌循环

因为GEP分析显示TNF在某些情况下在EC中上调（例如。，图1A和5A)因此，我们研究缺氧是否会诱导内皮细胞产生TNFα。事实上，ELISA检测显示缺氧诱导HUVEC以时间依赖的方式显著增加TNFα的生成(图5B). 反过来，TNFα治疗可显著诱导NF-κB活化（例如p65磷酸化）和HIF-1β表达，与HIF-2α的上调相关，HIF-1α的上调程度较低(图5C，车道3对1）。这些结果表明，缺氧条件下内皮细胞中存在TNFα自分泌环。然而，LDL预处理几乎完全消除了基础和TNFα诱导的NF-κB激活以及所有三个HIF亚单位的表达(图5C，车道2对1，车道4对3）。此外，尽管低密度脂蛋白不能减少，反而增加了内皮细胞产生的TNFα(补充图S5C)，它显著下调TNF-R1，优先解释TNFα诱导的NF-κB活化[39]在TNFα存在或不存在的情况下(图5D). 有趣的是，有人指出，内皮细胞暴露于TNFα也明显降低了TNF-R1，可能反映了通过未知机制对TNFα刺激的负反馈反应。最后，暴露于TNFα诱导HUVEC中VEGF的表达，NF-κB抑制剂Bay 11-7082显著阻断了这一事件[40] (图5E). 总之，这些研究结果表明，缺氧可能通过内皮细胞中TNFα的自分泌环诱导血管生成，这涉及通过激活HIF和NF-κB通路产生VEGF。他们还提出了一种可能性，即低密度脂蛋白通过干扰内皮细胞中的信号网络而损害低氧诱导的血管生成，这主要是由于TNF受体（如TNF-R1）的下调，而非TNFα的下调。

低密度脂蛋白下调规范和非规范NF-κB通路的多个关键成分

由于低密度脂蛋白可能通过下调TNF-R1来破坏TNFα的自分泌循环，于是出现了一个问题，即低密度脂素将如何下调TNF-R2。如上所述TNFRSF1A型（编码TNF-R1）与暴露于TNFα的内皮细胞中NF-κB而非HIF的激活显著相关(图5A). 在此背景下，研究了LDL对涉及规范和非规范NF-κB通路的关键成分表达的影响。与我们之前在暴露于1%O的EC中观察到的情况类似₂[18]化学模拟乳酸也可以激活HUVEC中典型的NF-κB通路，这反映在IKKα/β和p65的磷酸化增加[32]，不影响TRAF2蛋白水平(图6A，上部面板）。然而，接触PHD抑制剂（例如DMOG、CoCl₂)它通过阻止HIF-1α或HIF-2α的羟基化和蛋白酶体降解而导致其积聚，从而模拟缺氧[2]，未能诱导NF-κB活化（数据未显示）。这些结果表明，为了评估HIF和NF-κB信号通路之间的相互作用，乳酸可能是一种更合适的模拟缺氧的替代方法。而已知TRAF3与NIK结合并导致其泛素化和蛋白酶体降解[32]，我们观察到乳酸也降低了TRAF3但增加了NIK，反映了HUVEC中非规范NF-κB通路的激活(图6A，下部面板）。同样，暴露于TNFα也导致IKKα/β的磷酸化急剧增加(图6B)以及上调的RelB(图6C)与NF-κB2/p52结合以激活非规范NFκB途径[19]. 值得注意的是，LDL预处理下调了涉及这两条NF-κB通路的多个关键成分的基础水平，包括IKKα/IKKβ、p50、p52、p65（RelA）、RelB和c-Rel。LDL预治疗还阻断了TNFα诱导的IKKβ磷酸化和RelB上调，以及下调的IKKα/IKKβ，暴露于TNFα的HUVEC中的RelB和c-Rel，同时逆转了TNFα对IκBα的下调。有趣的是，在TNFα存在的情况下，LDL几乎没有降低p50、p52和p65的蛋白水平(图6B和6C). 综上所述，这些结果表明，除了下调TNF-R1外，低密度脂蛋白还可能通过下调其关键成分使规范和非规范NF-κB通路失活，从而破坏内皮细胞中TNFα的自分泌环。

图6。 低密度脂蛋白通过下调其关键信号成分使TNFα诱导的NF-κB活化失活。(A类)用3 mM乳酸处理HUVEC，如图2D之后进行Western blot分析以评估典型（例如TRAF2表达以及IKKα/β和p65磷酸化）和非典型（例如，TRAF3和NIK的表达）NF-κB通路的激活。(B类,C类)用低密度脂蛋白（100μg/ml）预处理HUVEC 48小时，然后用肿瘤坏死因子α（50 ng/ml）再间隔如下，然后进行Western blot分析以监测IKKα/β的磷酸化（Ser176/180，5分钟）以及规范和非规范NF-κB通路的多个关键成分的表达，包括IKKα、IKKβ、Iκβα（5分钟）、p50（NF-κB1）、p52（NF-kb B2）、p65（RelA）、RelB和c-Rel（4小时）。所有印迹均进行了密度定量，数值表明归一化为β-肌动蛋白后倍数增加。

低密度脂蛋白介导的低氧诱导血管生成障碍涉及多个HIF依赖的下游靶点

最后，我们试图找出导致低密度脂蛋白抗血管生成活性的HIF的潜在下游事件。为此，研究了低氧暴露的内皮细胞中LDL对已知参与血管生成的主要靶点和途径的影响。如所示图7A低密度脂蛋白（LDL）预处理可显著降低在1%氧浓度下培养的HUVEC中AKT和ERK1/2的磷酸化（激活），以及VEGF受体（如VEGFR1和VEGFR2）和CXCR4的表达₂.HUVEC，击倒HIF1A型或EPAS1系统然后用于确定HIF途径的破坏是否会重现LDL的这些效应。确实，HIF-1α或HIF-2α表达的预防(图3A)也显著降低了AKT和ERK1/2的激活，以及低氧诱导的CXCR4表达(图7B，上部面板）。然而，它们未能影响VEGFR1和VEGFR2的蛋白质水平(图7B，下部面板）。总之，这些发现表明，低密度脂蛋白通过TNFα/NF-κB/HIF/VEGF信号网络的失活而损害低氧诱导的血管生成的机制可能涉及内皮细胞中广泛的HIF依赖性下游事件。

图7。 低密度脂蛋白介导的低氧诱导血管生成障碍涉及广泛的HIF依赖信号通路。(A类)HUVEC暴露于指示浓度的LDL（25-100μg/ml）中48小时，然后在低氧（1%O）下培养₂)额外48小时的条件(B类)将shRNA敲低HIF-1α或HIF-2α的HUVEC暴露于1%的O₂（21%O₂治疗后，进行Western blot分析以监测AKT（S473）、ERK1/2（T202/Y204）、CXCR4、VEGFR1和VEGFR2的磷酸化。将β-肌动蛋白印迹作为负载对照。(C类)缺氧通过TNFα自分泌环诱导血管生成并导致内皮细胞自我调节TNFα/NF-κB/HIF/VEGF信号网络激活的机制示意图，以及低密度脂蛋白（LDL）抗血管生成作用的潜在机制，a）LDL可能通过下调其受体TNF-R1而非TNFα本身来损害TNFα的自分泌环；和b）低密度脂蛋白通过下调规范和非规范NF-κb通路的多个关键成分，干扰TNFα-NF-κb-HIF-VEGF信号级联。

致谢

R2：基因组分析和可视化平台(网址：http://r2.amc.nl)用于分析特定条件下内皮细胞的基因表达谱（GEP）。

利益冲突

所有作者均声明无利益冲突。

基金

这项工作得到了国家自然科学基金会的支持（授予金方81471165号和81670190号，授予戴彦81670189号和81870160号，授予王宏81871555号，授予X郑81873812号）。

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