1.简介

结构辅助药物设计（SADD）需要与配体复合的蛋白质晶体，配体是药物开发的候选对象。通过X射线晶体学，这些复合物被用于在分子水平上确定蛋白质-配体相互作用的三维模型。这些信息可以帮助指导合理的设计过程，开发先导化合物，使其成为候选药物。通常，需要使用数十种不同化合物（通常是不同结构类别的化合物）的结构进行迭代。

其他（McNae等。, 2005; Stura&Chen，1992年)综述了将小配体浸泡到蛋白晶体中的一些方面，但尽管文献中包含了许多蛋白质与底物、抑制剂和其他配体络合的例子，但缺乏侧重于获得配体络合物晶体特别是与药物开发化合物络合的特殊考虑因素的报告。一个常见的经验是，即使已经为感兴趣的蛋白质晶体的生长建立了良好的条件，也很难获得与新抑制剂的共结构。在这里，我们概述了浸泡和共结晶场景，并讨论了在设计实验以获得迭代共结构时应考虑的因素。在这篇综述中，为了结构辅助药物设计的目的，配体和抑制剂这两个术语可以互换使用，以描述与蛋白质结合的任何感兴趣的小配体。

2.浸泡与共结晶

共晶和浸泡是两种常用的方法，用于寻找具有感兴趣抑制剂的共晶结构。在浸泡方法中，将化合物与目标蛋白的预制晶体孵育。这种方法通常使用一种在没有添加任何抑制剂（无晶体形式）的情况下结晶的蛋白质形式的晶体，但也可能涉及用第二种抑制剂取代原先共结晶的抑制剂。浸泡过的化合物预期在蛋白质的功能结合位点结合，例如酶活性位点或功能调节位点。在共结晶方法中，抑制剂在结晶之前与蛋白质结合，复合物结晶。然后对每个新抑制剂重复此过程。

与小分子晶体相比，蛋白质晶体是松散的，通常含有30%到80%的溶剂（Matthews，1968, 1974). 晶格相互作用网络决定了穿过晶体的通道的尺寸和配置，通常平均直径为20到100Ω（Vilenchik等。, 1998). 除了与蛋白质分子相互作用的“结合水”外壳外，这些通道还包含浸泡晶体的大块溶剂，并为晶格中蛋白质分子的小配体提供了相当大的通道。在迭代SADD中，通常使用将抑制剂浸泡到预成型晶体中，并且可以提供某些优势。储存大量已知结构和衍射质量的晶体，然后将其浸泡在感兴趣的化合物中的能力可以提供速度、方便性和再现性。重要的是，这些实验中使用的晶体必须与抑制剂结合相容。例如，如果抑制剂结合导致蛋白质中的构象变化，而这些构象变化与晶格堆积相互作用不兼容，则可能发生晶体破裂或溶解，晶体对衍射实验没有用处。或者，如果无晶体形式的晶格堆积包括抑制接触结合位点的相互作用，则晶体也可能不用于浸泡研究。在可能的情况下，获得多种晶体形式是有用的，从而可以在第二填充布置中克服一种形式的任何限制。

浸泡方法的一种变化是与结合在感兴趣位置的初始抑制剂共结晶，然后将新抑制剂浸泡到该位置。在这种情况下，浸泡的新化合物的相对结合亲和力和溶解度与被取代的结合化合物应考虑如下所述。再一次，晶格相互作用必须与新的结构不同的化合物结合过程中发生的任何蛋白质溶解度或构象变化兼容。

如果在预制晶体中，空间位阻或者抑制剂结合时发生不相容的构象变化，如果找不到与结合相容的新晶体形式，浸泡可能不会成功。此外，在某些情况下，可能会担心浸泡结构中观察到的结合模式可能不能准确地代表溶液结合模式（朱等。, 1999; 希勒等。, 2006). 在结晶（共结晶）之前，在目标蛋白中添加抑制剂以在溶液中形成复合物可能会绕过这些问题，应予以考虑。应记住，在共结晶过程中，形成的每个新络合物的溶解度和/或构象可能与脱辅基酶或其他抑制剂络合物的不同。这可能导致即使在脱辅酶晶体或其他复合物成功生长时，也无法生长给定复合物的晶体。在这种情况下，应筛选单个蛋白-抑制剂复合物的结晶条件，因为这是一个独特的结晶问题，可能会发现与抑制剂结合复合物相容的晶体形式。

3.蛋白质-配体结合

在结晶过程中，人们普遍认为同质性结晶样品的质量至关重要。对于不纯或异质蛋白质制剂，晶体可能不可能存在，也可能不存在缺陷晶格生长期间可能导致晶体质量较差（范德拉恩等。, 1989; 麦克弗森，1999; 莫雷诺等。, 2005; 卡特，1988年). 在配体-蛋白质复合物的结晶过程中，我们必然会在溶液中引入一些异质性，因为我们有一定比例的游离蛋白质和蛋白质-配体复合物。这种异质性是否对晶体生长产生负面影响将取决于每种形式的蛋白质融入晶格的能力。对土耳其蛋清溶菌酶（TEWL）进行的研究表明，无论是受到密切相关的蛋清溶酶酶（HEWL）还是RNAse A的不同水平污染，HEWL都会并入TEWL晶体中，而RNAse A则不会（Abergel等。, 1991; 黑斯克勒等。, 1998). 一般情况下，如果未标记的蛋白质不作为杂质，干扰晶格由配体结合蛋白形成的复合体晶体可以从混合物中正常生长。然而，也有可能载脂蛋白和配体-蛋白质复合物都可以在一定程度上并入晶体中。这种掺入对结晶的影响将取决于这种掺入是否对晶格产生负面影响。无论如何，以最大的配体-蛋白质占有率（因此是同质性）开始共结晶实验，应能提供生长高质量配体-蛋白晶体的最佳机会。

当将自由配体（L）添加到其蛋白质受体（P）中时，蛋白质、配体和配体-蛋白质复合物（PL）之间发生结合，并建立平衡。离解常数，K（K）_d日，可以定义为

分数饱和度Y（Y）可以定义为

也就是与配体结合的蛋白质量除以总蛋白质。从方程式中替换K（K）_d日，可以重新表示为

这种形式的分数饱和方程强调了配体结合形式的蛋白质分数，Y（Y），将受[L]与K（K）_d日。添加的配体的亲和力和浓度以及配体的溶解度将影响平衡时这些组分的比率。对于90%的占有率，添加的配体的量必须大于蛋白质的量，以便平衡时的游离配体[L]不会耗尽到小于约10×K（K）_d日在实践中，为了从蛋白质-配体复合物填充良好的溶液中结晶，[L]应大于10×K（K）_d日，如果可能的话甚至更大，并且添加的总配体应该超过蛋白质。通常使用高达10:1或更高的配体与蛋白质的比率，但由于配体可能结合到次级低亲和力位点或抑制结晶，因此应避免非常大的过量。在许多情况下K（K）_d日或K（K）_我不可用，但具有50%抑制作用的化合物剂量（IC₅₀)根据对检测条件（底物和酶浓度）的了解，该值可以很好地替代。缺少均匀IC₅₀与小碎片的情况一样K（K）_我比如卢迪得分（Böhm，1994）)可以考虑。

有许多方法可用于分析溶液中的配体-蛋白质结合。等温滴定法热量测定法（弗雷尔，2004),差示扫描量热法（DSC），表面等离子共振（Huber，2005; 诺依曼等。, 2005)和基于NMR的实验（Muchmore&Hajduk，2003)可能都提供了有关蛋白质-配体复合物的宝贵信息。最近的一份报告描述了使用拉曼光谱监测配体与单晶结合的进展就地在晶体生长滴中（Carey&Dong，2004). 使用这些方法中的一种或多种，可以确认配体-蛋白质结合并估计结合亲和力。这可以简单地进行以确认结合，在与用于结晶的条件类似的条件下评估具有预期亲和力的结合，或者对用于结晶实验的有序化合物进行分级。

在诸如最近报告的“X射线晶体学碎片筛查”（Hartshorn等。, 2005; 腮等。, 2005; 尼纳伯等。, 2000)，亲和力相对较弱的化合物的随机库(例如微摩尔到毫摩尔）浸入预制晶体或共结晶。由于亲和力较弱，配体的浓度（因此配体的溶解度）可能必须达到几十毫摩尔或更高，才能观察到晶体的占有率（哈特肖恩等。, 2005; 尼纳伯等。, 2000). 例如，在选择化合物作为其片段库时，哈特肖恩和同事避免了在晶体筛选条件下不太可能溶解的化合物，并使用了25至200 m的浓度范围M（M）用于浸泡（哈特肖恩等。, 2005). 毫摩尔溶解度的要求表明，弱结合化合物是通过药物化学合成获得的，其中水溶性通常较低（Lipinski，2004）; Aveed，2001年)在浸泡或共结晶实验中可能存在问题。

4.化合物溶解度

由于配体浓度是实现配体-蛋白质占有率的关键因素之一，因此值得考虑药物化学化合物的溶解度特性。与生理配体相比，通常在药物化学研究中产生的化合物具有较低的水溶性。例如，当在动力学溶解度分析中测试一组铅优化化合物时，40%的化合物的水溶性（缓冲液pH值为7）小于20µg ml⁻¹(<40 µM（M）对于MW=500；利宾斯基，2004). 简单地说，化合物的溶解度由溶剂化能和晶格中断，因此固态形式以及亲脂性对化合物的溶解性有重大影响。即使在二甲基亚砜中，低能晶体形式也很难溶解。然而，干净的二甲基亚砜可能是一种有效的溶剂，即使对“油腻”的非晶化合物也是如此，当怀疑化合物的水溶性较差时，应尝试使用（Lipinski，2004). 研究发现，二甲基亚砜浓度达到或高于5%可以提高化合物的溶解度，而低于该浓度的二甲基亚磺酸盐通常不会比纯水溶液好多少（Aveed，2001; 利宾斯基，2004). DMSO浓度为5%左右，通常是通过溶解在纯DMSO中，然后稀释至较低的DMSO含量来实现的。这可以改善溶剂化的动力学，因为溶解在低DMSO浓度的水溶液中可能是非常缓慢的动力学过程。此外，结晶溶液通常含有聚乙烯乙二醇（PEG），酒精或其他可能提高化合物溶解度的成分（Gusiakov等。, 1968; 阿米纳巴维等。, 2003); 因此，即使手头的水溶性测量值很低，也不应排除良好的结果。如果测得的水溶性不可用，则阻塞P，化合物的对数分配系数之间n个-辛醇和水是衡量化合物亲水性的标准。许多网站都有免费的在线工具来计算阻塞点(例如 网址：https://www.organic-chemistry.org). 在超过50000次浊度溶解度测定中，75%的clogP大于5的化合物在pH7磷酸盐缓冲液中的实验溶解度小于5µg ml⁻¹(10 µM（M）对于MW=500；利平斯基，2004年). 无论如何，应该认识到，为了在结晶水环境中实现所需的配体溶解度，配体在该环境中的固有溶解度必须等于或大于占用所需的浓度。

5.浸泡和结合平衡

使用X射线衍射实验获得的共结构时的一个重要假设是，晶体中的配体结合模式和亲和力相对于溶液结合不受影响。Wu及其同事已经证明，对于二肽配体与预成型亲环素晶体的结合，这种假设是正确的（Wu等。, 2001). 在这些实验中，含有K（K）_d日共23米M（M），在不同浓度的二肽下浸泡17–27小时，最长可达125米M（M）配体的结合是通过晶体学来估计的精炼配体结合位点的部分占有率。使用这种方法，晶体结合亲和力，K（K）_c（c），计算得出为27 mM（M），与解决方案非常一致K（K）_d日23米M（M）125 m浸泡水晶的占用率M（M）二肽为81.2%，也与Y（Y）=平衡方程（3）预测的82%.

虽然浸泡过程中的平衡占有率与溶液中的平衡占据率（共结晶）相似，但达到平衡所需的时间可能会有所不同。在上述亲环素晶体浸泡的情况下，只要配体浓度足够，短至60 s的时间会导致17 h的占用。在某些情况下，仅需分钟的短浸泡时间即可获得抑制剂的充分占据电子密度，而在其他情况下，则需要数小时至数天才能获得完整的配体占据率（McNae等。, 2005; 吴等。, 2001; 杰克逊等。, 2005). 在某些情况下，为实现完全入住而延长时间要求的原因尚未完全理解，但下文讨论了一些可能性。Wu及其同事的研究表明，在电子密度图中解释配体密度之前，至少需要占据25-30%的结合位点（Wu等。, 2001). 浸泡后达到这一占用水平（必须从表面朝向晶体内部）可能需要更长的时间，这取决于通过晶体的散装固体通道的性质晶格以及其他考虑因素。如前所述，配体浓度[L]为10×K（K）_d日或更高，以确保共结晶时PL络合物的良好占用。然而，当浸泡在预制晶体中时，如果[L]略小于10×10]，则报告的占用率仅为25-30%的要求可能允许成功的电子密度解释K（K）_d日.

如上所述，当配体在结晶母液中的溶解度过低时，增加已经存在的聚乙二醇或乙醇的水平或添加额外的溶剂，如二甲基亚砜，可能会提高配体的溶解力。增加沉淀剂（如PEG）通常是可以容忍的，甚至可以稳定浸泡晶体，同时增加一些配体的溶解度。一些晶体可以承受高达20%或更多的二甲基亚砜浓度。最后，晶体可以通过交联来稳定（Quiocho&Richards，1964; 斯图拉等。, 1983; Lusty，1999年)从而允许使用更高水平的溶剂来溶解配体。最近，描述了用于交联晶体的温和蒸汽扩散方法（Lusty，1999). 通过这种方法交联的晶体对冷冻冷却诱导的晶格无序具有更强的抵抗力，但在其他晶体承受机械应力的情况下（例如浸泡形成蛋白质-配体复合物）也可能更稳定。

在配体和蛋白质自由扩散的溶液中，配体与其靶点的碰撞速度很快(k个_在)在10范围内⁷–10⁸ 秒⁻¹ M（M）⁻¹然而，在预制晶体中，由于晶体中的蛋白质不能自由扩散，并且抑制剂必须通过填充固体的通道扩散，因此该速率可能会降低晶格蛋白质中的活性位点。在非搅拌系统中，如晶体浸泡实验中，这种扩散将主要由从晶体表面到内部的配体浓度梯度驱动（McNae等。, 2005). 由于其化学性质，晶格通道中的蛋白质表面也可以为配体结合相互作用提供机会。对交联蛋白晶体（用于各种大小和化学类型的分子的色谱分离）的研究证实，不仅通道的大小，而且蛋白质晶体的化学组成都会影响分子的分离（Vilenchik等。, 1998). 根据其化学性质，配体可能通过极性或疏水性相互作用，甚至通道中的尺寸排斥机制相互作用；因此，当配体结合并解离到晶体内部时，扩散速度可能会减慢。此外，在许多情况下，结晶液滴中的本体溶剂可能含有粘性聚合物，例如聚乙二醇，其体积可高达25%或更多，从而影响扩散速率。最后，通过高通量筛选（HTS）和虚拟筛选（Abagyan&Totrov，2001）发现了一些先导化合物)，以及药用化合物，在水溶液中以微摩尔浓度聚集（McGovern等。, 2002; 赛德勒等。, 2003; 冯等。, 2005). 在一项研究中（冯等。, 2005)，从类HTS化学库中随机选择的约300种化合物中，约有20%被发现是30µM（M）聚集分析可以在光散射仪器上进行，例如大多数结晶实验室中通常使用的仪器（Seidler等。, 2003). 粒子范围为30至400 nm（麦戈文等。, 2002)由于其尺寸，使其不太可能通过晶格通道。有了这样的自由扩散障碍，实现良好入住率所需的浸泡时间可能会有所不同，这并不奇怪。

6.晶格兼容性

即使根据溶解度和效力仔细选择了用于共结晶或浸泡的化合物，它们也可能不会产生成功的共结构。除了体积-固体通道的影响外，在给定的晶格可能会影响浸泡或共结晶的能力。

蛋白质功能性的一个内在要求是，当底物或其他配体结合时，能够发生构象变化。这些变化可能发生在蛋白质组织的所有级别，可以是小的，也可以是相对大的。形成蛋白质的蛋白质-蛋白质接触晶格类似于那些在溶液中介导寡聚物-蛋白质相互作用的蛋白质（Janin&Rodier，1995); 然而，它们通常较小，涉及较少的疏水相互作用（Carugo&Argos，1997; 达斯古普塔等。, 1997). 与小分子晶体中的接触相比，这些接触较少且较弱，导致蛋白质晶体的溶剂含量高且易碎（Dasgupta等。, 1997; 麦克弗森，1999). 因此，由于配体诱导的构象变化，仅去除其中一个或几个接触可能会对晶格产生重大影响，扰乱晶体，导致不同的填充排列或不允许结晶的发生。许多关于通过蛋白质表面工程获得的新的或改进的晶体形式的报告支持这样一个概念，即蛋白质分子表面的微小变化可以对晶格（普莱斯和长井，1995年; 德雷温达，2004年).

给定的蛋白质及其配体复合物或同一蛋白质的不同抑制剂-蛋白质复合物产生不同的晶体形式并需要不同的结晶条件（Nagar等。, 2002; Wu&Pai，2002年; 保利等。, 2003; 森川和松岛，1989年). 抑制剂结合后的构象变化可能会改变蛋白质包装的特定表面残基的可用性，或可能改变蛋白质表面的形状，导致所需晶格相互作用的空间位阻干扰。这些表面变化也可能影响络合物的溶解度，进而影响其结晶要求。如果蛋白质晶体堆积相互作用涉及活性位点或活性位点附近的区域，或者如果结合抑制剂本身参与晶格相互作用，配体的结合可能不相容，可能不会形成晶体，或者每个抑制剂复合物可能会形成不同的晶体形式。

小蛋白质或那些表面暴露有浅活性位点的蛋白质可能特别容易参与晶格互动。Parge及其同事发现，作为FKBP12结构辅助药物设计程序的一部分，合成的配体可以介导晶体堆积，从而使每个复合物形成不同的晶体形式（Parge等。, 1997). 对这些配体介导的晶体接触的分析确定了一部分可以附着到各种配体上，根据需要生成FKBP-配体络合物晶体。

载脂蛋白晶体中所需的晶体填充相互作用也可能使获得抑制剂结合晶体变得复杂。据报道，针对成纤维细胞胶原酶MMP-1获得的不同晶体形式，载脂酶和酶抑制剂复合物之间晶体堆积差异的一个例子（Hassell等。, 1994; 洛夫乔伊等。, 1994). 作者发现了两种不同的无顶晶形式，每一种都有与晶体接触的蛋白质的N末端，而MMP-1抑制剂复合体的晶体没有这种相互作用。载脂蛋白晶体只生长自N端自动催化丢失两个氨基酸的蛋白质。将截短的N末端插入对称性相关分子的活性位点，与活性位点残基进行相互作用。抑制剂络合物晶体有一个自由无序的N末端，抑制剂与活性位点残基的相互作用相同。由于活性部位的晶体堆积，抑制剂与无晶体形式的结合可能是不可能的。

当然，也有许多通过共结晶或浸泡获得的坚固晶体的例子，这些晶体与多种抑制剂相结合（潘伟迪等。, 2000; 赖特等。, 2002; Rath公司等。, 2000; 安德森等。, 2003)如上所述，这种系统结合抑制剂而不影响结晶的能力将取决于晶格，抑制剂结合时出现的任何有害构象变化以及抑制剂的性质。

7.共构实验的化学环境

结合亲和力测量，是否K（K）_d日,K（K）_我或IC₅₀，通常在配体与蛋白质结合的最佳化学环境或至少在通常的生理范围内获得。另一方面，结晶条件有时可能发生在生理或最佳范围之外。影响配体结合和溶解度的一个因素是配体上以及结合位点上官能团的电离状态。因此，结晶母液的pH可以对结合亲和力产生主要影响，从而对成功获得与蛋白质结合的那些抑制剂的结构的能力产生主要影响。一些预制晶体在pH值范围内是稳定的，并且可以在添加配体之前将其预平衡到适当的pH值（Kuo&Seaton，1989). 的交叉链接晶格，如前所述，可在此类实验中提高晶体稳定性。在浸泡的情况下，除了化学环境对活性位点配体结合的影响外，还应考虑到蛋白质是具有可变等电点的弱离子交换器，因此母液中的pH变化也可能影响实现结合位点占据的动力学。最后，应该记住，一些酶是良好的生物催化剂，能够执行许多反应，导致外源物质的转化。因此，人们可以浸泡或与给定的抑制剂共结晶，并在地图中找到其他东西（Borbulevych等。, 2004).

结晶溶液中存在的离子或添加剂可能会竞争活性部位或附近的结合，也可能会排除或影响抑制剂的结合。从用高水平的硫酸盐或磷酸盐生长的晶体获得的晶体结构有时具有ATP结合位点，例如被无机磷酸盐或硫酸盐占据。如果抑制剂利用活性部位的这一部分，这些晶体可能与SADD研究不兼容。发现在柠檬酸盐存在下生长的醛糖还原酶（AR）晶体中含有结合在活性部位的阴离子，从而识别出酶活性部位内的“阴离子结合囊”（Harrison等。, 1994). 许多作为药物开发的醛糖还原酶（AR）抑制剂可以进入这个口袋（Oka等。, 2000; 乌尔珠姆塞夫等。, 1997). 结晶试验中常用的缓冲液Cacodylate也显示在该部位结合。虽然强效AR抑制剂能够在这些配合物的共同结构中竞争结合，但应记住，即使是弱结合添加剂、结晶组分或冷冻保护剂（如聚乙二醇、乙二醇或甘油）含量较高，也会阻止或取代相关配体的结合。对于弱结合抑制剂，这一点尤其重要。

可逆抑制剂结合的竞争动力学性质对于设计适当的浸泡或共结晶实验也至关重要。例如，如果一种化合物是一种无竞争力的抑制剂，因此需要底物才能与酶结合，那么在实验装置中包括底物将至关重要。对于非竞争性或变构抑制剂，抑制剂动力学的知识可以提醒晶体学家仔细观察活性部位以外的电子密度。在许多情况下，通过高通量筛选发现的有效抑制剂并不与活性位点结合，而是通过与新变构位点结合来抑制（Rath等。, 2000; DeDecker，2000年; 赖特等。, 2002; 爱等。, 2003)

8.结论

即使在单晶形式的成熟生长条件下，获得抑制剂或其他感兴趣的配体与SADD靶蛋白复合物的结构并不总是简单易行的。考虑蛋白质-配体结合平衡、配体溶解度、晶格，影响预成型晶体中结合动力学的因素以及配体-蛋白质结合和抑制的最佳化学条件都是成功相关共结构的关键。

对所研究配体/抑制剂的物理和化学性质（包括溶解度、亲和力、抑制动力学和聚集趋势）的全面了解可能有助于解释在获得某些蛋白质-配体共存结构方面缺乏成功。如有必要，还应研究通过在实验中添加相容溶剂来提高配体的溶解度。在可能的情况下，搜索并跟踪多晶型可能有助于克服浸泡和共晶情况下的晶格不相容问题。可采用温和的交联程序，以稳定晶格例如，扰动以允许在较高DMSO浓度下浸泡。最后，应注意化学环境对配体结合的要求，以及结晶或浸泡溶液中可能存在的竞争性配体。

在实验设计过程中或初始实验失败时考虑到这些因素，应制定策略，增加获得对SADD至关重要的蛋白质-配体复合物晶体的机会。