1. 细胞生物学
  2. 染色体与基因表达

HP1α是一种控制核和有丝分裂染色体机制的染色质交联剂

  1. 艾米·斯特罗姆
  2. 罗纳德·比格斯
  3. 爱德华·巴尼根
  4. 王晓涛
  5. 凯瑟琳·邱
  6. 卡梅伦·赫尔曼
  7. 吉梅娜·科拉多
  8. 冯悦
  9. 琼·C·里特兰·波利茨
  10. 利亚·J·泰特
  11. 大卫·斯卡尔佐
  12. 艾格尼斯·特林
  13. 马克·格鲁定
  14. Clifford P Brangwyne公司
  15. 约翰·F·马可
  16. 安德鲁·斯蒂芬斯  是通讯作者
  1. 美国普林斯顿大学化学和生物工程系霍华德·休斯医学院
  2. 美国西北大学分子生物科学系
  3. 美国麻省理工学院医学工程与科学研究所和物理系
  4. 美国西北大学范伯格医学院生物化学与分子遗传学系
  5. 美国马萨诸塞大学阿默斯特分校生物系
  6. 美国西北大学范伯格医学院罗伯特·H·卢里综合癌症中心
  7. 美国弗雷德·哈钦森癌症研究中心
  8. 美国西北大学物理与天文学系
https://doi.org/10.7554/eLife.63972
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  1. 艾米·斯特罗姆
  2. 罗纳德·比格斯
  3. 爱德华·巴尼根
  4. 王晓涛
  5. 凯瑟琳·邱
  6. 卡梅伦·赫尔曼
  7. 吉梅娜·科拉多
  8. 冯悦
  9. 琼·C·里特兰·波利茨
  10. 利亚·J·泰特
  11. 大卫·斯卡尔佐
  12. 艾格尼斯·特林
  13. 马克·格鲁定
  14. Clifford P Brangwyne公司
  15. 约翰·F·马可
  16. 安德鲁·斯蒂芬斯
(2021)
HP1α是一种控制核和有丝分裂染色体机制的染色质交联剂
电子生活 10：e63972。
https://doi.org/10.7554/eLife.63972
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摘要

染色质由DNA和相关蛋白质组成，包含遗传信息，是细胞核的机械组成部分。异染色质组蛋白甲基化控制细胞核和染色体硬度，但异染色素蛋白HP1α（CBX5）的作用尚不清楚。我们使用一种新的HP1α生长素诱导的脱细胞人细胞系来快速降解HP1α。降解不会改变转录、局部染色质致密化或组蛋白甲基化，但会降低染色质硬度。单核微操作表明，HP1α对基于染色质的机制至关重要，并与组蛋白甲基化分离，保持核形态。二聚不足HP1α的进一步实验I165E（公元1165年）表明通过HP1α二聚体进行染色质交联至关重要，而聚合物模拟则证明了染色质-染色质交联剂在力学上的重要性。在有丝分裂染色体中，HP1α同样支持僵硬，同时有助于有丝分裂排列和忠实分离。因此，HP1α是一种关键的染色质交联蛋白，在整个细胞周期中为染色体和细胞核提供机械强度，并支持细胞功能。

介绍

染色质充满细胞核，是信息的储存库，但它也是一种物理元素，为细胞核提供结构、机械刚性、形状和功能。异染色质是僵硬、致密、基因缺陷的染色质。异染色质丢失导致异常的核形态，这是人类疾病的标志(Stephens等人，2019a;Uhler和Shivashankar，2018年). 通过提高组蛋白甲基化水平来增加异染色质的数量可以增加核硬度，并在人类疾病的扰动模型细胞系和患者细胞中恢复核的形状和功能(Liu等人，2018;Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Stephens等人，2017年). 染色质硬度在细胞分裂过程中也起着关键作用，因为有丝分裂染色体机制是有丝分裂期间基因组正确分离的关键(Batty和Gerlich，2019年;Ribeiro等人，2009年;Stephens等人，2011年;Sun等人，2018年). 最近，有报道称甲基化组蛋白/异染色质也是有丝分裂染色体的一个机械成分(Biggs等人，2019年). 然而，除了甲基化组蛋白外，表观遗传标记的蛋白质“读取器”在定义异染色质（和常染色质）方面起着关键作用。一个关键的组蛋白甲基化阅读器，异染色质蛋白1α（HP1α），在控制异染色素的机械性能方面的作用仍然很差。HP1α在多大程度上促进了染色质的机械阻力能力，这种作用如何与组蛋白甲基化交织在一起，以及这些如何导致正确的核和有丝分裂机制和功能，这些都是悬而未决的问题。

HP1α是构成异染色质的主要成分(詹姆斯和埃尔金，1986年;Singh等人，1991年;Wreggett等人，1994年). 从功能上讲，HP1α是一种结合DNA和H3K9me的同二聚体2,3构成异染色质标记。HP1α与H3K9me的直接关联2,3异染色质及其与沉积H3K9me的组蛋白甲基转移酶Suv39h1/2的直接结合2,3，导致有报道称HP1α对于维持或建立组蛋白甲基化是必要的(Bannister等人，2001年;Krouwels等人，2005年).

因此，HP1α的缺失可以通过调节组蛋白甲基化水平间接改变染色质机制。或者，HP1α同聚和/或高阶齐聚可以通过两个染色质纤维的物理桥接直接影响力学，导致DNA或H3K9me交联2,3-标记核小体(Canzio等人，2011年;Cheutin等人，2003年;Machida等人，2018年). 与这种可能性相一致，染色质交联被认为是染色质组织和力学的关键因素(Banigan等人，2017年;Belaghzal等人，2021年;Lionetti等人，2020年;Stephens等人，2017年). HP1α驱动液-液相分离的能力(Larson等人，2017年;Strom等人，2017年)鉴于相分离和核力学之间联系的新证据，也可能导致染色质组织和力学的改变(Shin等人，2018年). 这些机制也可能影响有丝分裂染色体的机制，其中HP1α也存在(Akram等人，2018年;Serrano等人，2009年). 因此，现在关键是要确定HP1α在间期和有丝分裂期间控制染色质力学的作用，以及HP1α介导的染色质力学功能。

核和有丝分裂染色体微操作力测量对于理解染色质的机械特性至关重要，使这些技术成为探索组蛋白修饰和染色质结合蛋白的相对作用的理想方法。细胞核微操作力测量提供了一种新的能力，允许将主导初始力反应机制的染色质与另一个主要机械成分层粘连蛋白a分离，层粘连蛋白a决定长延伸机制中的应变硬化(Stephens等人，2017年). 最近，AFM-SPIM测力技术验证了这种双状态力响应(霍布森等人，2020a). 基于染色质的核力学由常染色质和异染色质水平决定，尤其是分别通过乙酰化或甲基化对组蛋白进行翻译后修饰(Heo等人，2016年;霍布森和斯蒂芬斯，2020b;Krause等人，2019年;Liu等人，2018;Nava等人，2020;Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Stephens等人，2017年). 这些基于染色质的核力学变化可以独立于层粘连，导致异常的核形态，这是人类疾病的标志(Stephens等人，2019a). 最近的高通量筛选显示，许多关键染色质蛋白也有助于核形状(Tamashuns等人，2020年)提出了组蛋白修饰与染色质蛋白（如HP1α）相对作用的问题。

最近的实验和模型研究表明，染色质蛋白，如HP1α，可能通过充当物理连接物来促进力学。核力学反应的实验数据只能与包含染色质（内部聚合物）、薄片（外围网络）以及染色质-染色质和染色质-薄片连接的模型相一致(Banigan等人，2017年;霍布森和斯蒂芬斯，2020b;Stephens等人，2017年). 进一步的研究表明，这些联系可能控制核形状的稳定性(Lionetti等人，2020年;Liu等人，2021;Schreiner等人，2015年). 实验研究表明，染色质与核外围的联系有助于形状稳定性和力学(Schreiner等人，2015年). 此外，最近的染色体构象捕获（Hi-C）和力学实验表明，染色质的物理连接大约为每15 kb一次，因为染色质的组织和力学响应仅在限制性内切酶对染色质进行极端断裂时才受到干扰(Belaghzal等人，2021年). 像HP1α这样的染色质结合蛋白是否为细胞核提供机械和形态稳定性，以及它们的功能是维持组蛋白修饰还是充当物理连接物，仍然是一个悬而未决的问题。

染色质表观遗传修饰和核力学的大多数研究都集中于间期核。然而，可以想象的是，一些参与间期异染色质形成的表观遗传标记可能会在细胞分裂过程中存活并发挥作用。与此相一致，最近的研究表明组蛋白的超甲基化可以持续到中期，并与有丝分裂染色体/中期染色质的硬度增加有关(Biggs等人，2019年). 然而，这些标记的读取器，如HP1α，是否对中期染色质结构和机制有重大贡献，以及它们对确保有丝分裂成功有多重要，目前尚不清楚。

在这里，我们确定了异染色质蛋白HP1α的机械作用及其与组蛋白甲基化的独立性。我们创造了一种生长素诱导降解（AID[Nishimura等人，2009年])用于快速耗尽人类U2OS细胞内源性HP1α的系统。使用这些新的CRISPR衍生的HP1α-AID-sfGFP细胞，我们发现HP1α的快速降解在很大程度上改变了转录谱和染色质组织。然而，HP1α的快速降解导致细胞核和有丝分裂染色体中基于染色质的刚性降低。同时，我们观察到异常核形态和有丝分裂错误发生率的增加，这两者都与疾病有关。组蛋白甲基化的增加挽救了与HP1α缺失相关的细胞核和有丝分裂染色体机制，表明这些因素独立起作用。对HP1α突变蛋白的救援实验表明，其二聚化对于维持核结构至关重要。计算模型支持以下结论：HP1α对核力学的贡献主要来自其作为染色质-染色质交联剂的功能，这表明组成性异染色质可以被视为聚合物凝胶(Colby等人，1993年). 这些发现有助于我们理解组蛋白甲基化和异染色质水平在控制健康和疾病细胞状态中的核组织、力学和形态学中的作用。

结果

利用生长素诱导降解物快速降解HP1α

我们生成了一种新的内源性HP1α生长素诱导的脱基因，用于快速可逆地耗尽细胞中的HP1α蛋白。这是使用CRISPR完成的(Doudna和Charpentier，2014年)用生长素诱导的脱基子（AID[Nishimura等人，2009年])和报告人C末端的超折叠绿色荧光蛋白（sfGFP）（HP1α-AID-sfGFP）。免疫染色证明内源性位点的改变并没有改变HP1α蛋白的定位模式(图1A)PCR、western blotting和流式细胞术显示，所有内源性CBX5等位基因都被标记，只有修饰蛋白被表达(图1C和D，材料和方法）。内源性HP1α等位基因的修饰不会改变转录或H3K9me2,3级别（请参见源数据3，76个上调转录物和56个下调转录物，这代表了超过16600个基因中0.8%的基因发生了变化；比较亲代和标记细胞的甲基化水平图2——图补1D). 用1 mM生长素（吲哚-3-乙酸，图1B-D). 这些条件始终导致HP1α降解>90%。去除生长素后，蛋白质水平在2天内恢复，降解是可逆的(图1B-D). 因此，我们报道了新一代内源性标记HP1α细胞系，该细胞系具有荧光报告子，能够在数小时内快速可逆降解。

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CRISPR内源性HP1α-生长素诱导的降解sfGFP细胞系的产生。

(A类)HP1α-AID-sfGFP相对于野生型细胞的示例图像，通过免疫荧光以及Hoechst DNA染色和相位对比图像进行HP1α染色。比例尺=20μm。(B类)生长素治疗前、4小时后和去除生长素后2天的HP1α-AID-sfGFP图像示例。Hoechst DNA染色有助于细胞核的标记。(C)Western blot和(D类)对照组（对照组/未治疗组）、生长素处理4小时、去除生长素后2天的GFP强度流式细胞仪图，以及显示HP1α-AID-sfGFP短期丢失和恢复的野生型（WT）。(电子)RNA-seq数据图显示，很少有基因改变由q值<0.05决定的转录水平（通过-Log计算10P） 和Log的绝对变化2倍数>1（用橙色标记），16663个基因中只有40个的表达与对照/未处理和4小时生长素处理相比发生了显著变化。

先前的研究表明，通过RNAi敲除其结合伙伴而破坏HP1α结合和定位会导致染色质失活和转录沉默的丧失(Frescas等人，2008年;Hahn等人，2013年;Shumaker等人，2006年). 因为HP1α与特定位点的连接足以诱导染色质致密化和转录沉默(Li等人，2003年;Verschure等人，2005年)，我们试图确定生长素处理对HP1α的快速消耗是否会显著改变全球转录或染色质组织。获取、绘制（STAR）和量化（RSEM）RNA-Seq数据，并使用DESeq2对超过16500个基因进行差异基因表达分析（见材料和方法）。HP1α-AID-sfGFP对照细胞和4小时生长素处理细胞的转录分析显示，只有3个基因下调，只有37个基因上调（q值<0.05，fold-change>2，图1E,源数据1). 通过比较对照组和16小时的生长素处理，进一步证实了HP1α快速降解后缺乏转录变化，生长素治疗产生了15个下调基因和4个上调基因（参见源数据2). 这些数据与之前的报告类似，即在哺乳动物系统中，维持沉默不需要HP1蛋白(Maksakova等人，2011年). 此外，先前报道的HP1α重新分布后的卫星去表达和其他转录变化可能是每个生物体特有的，并且是间接的或依赖于二次染色质重排。此外，DAPI和Hoechst染色模式显示，处理细胞和未处理细胞中典型的异染色质核染色密集区相似(图1和图1——图补充1). 此外，组蛋白密度和分布在单细胞基础上没有显著变化(图1——图补充1). 这些结果表明，HP1α快速降解后，转录或组蛋白密度没有发生全局和局部变化。

HP1α是相间核的主要机械成分，有助于维持核形状

我们假设HP1α与异染色质相关，因此可能有助于核力学。为了验证这一假设，我们对未经处理和生长素诱导的HP1α降解细胞核进行了单核微操作力测量。微操作是一种拉伸力测量技术，能够分离基于染色质和层的核力学(Stephens等人，2017年). 首先，用latrunculin a处理活细胞，使肌动蛋白解聚，然后通过微吸管喷雾进行局部裂解，从活细胞中分离出单个细胞核(图2A). 然后在两个微量移液管之间加载分离的细胞核。移动一个微量移液管以延伸细胞核，而另一个微量吸液管的偏转乘以预先测量的弯曲常数来测量力(图2A). 力-延伸关系是非线性的，但可以分解为两个线性斜率，这两个斜率提供了短延伸区域（<3µm）的核弹簧常数（nN/μm），量化了基于染色质的刚度，以及长延伸区域（>3µm），量化了基于层粘连蛋白的应变硬化(Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Stephens等人，2017年; 例子图2B).

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HP1α是细胞核控制核形状的机械成分，与组蛋白甲基化分开。

(A类)通过透射光和HP1α-AID-sfGFP荧光和单核微操作力扩展测量实验获得的单个孤立核的示例图像。拉式移液管延伸细胞核，而预先测量的力移液管的弯曲提供力测量。比例尺=10μm。(B类)微操作力延伸控制（黑色）和生长素诱导的HP1α降解（橙色）的示例轨迹提供了斜坡上的核弹簧常数测量值（虚线）。初始斜率提供基于染色质的核弹簧常数，而第二个斜率提供了基于层压板的应变硬化核弹簧常数。(C和D)基于平均和单染色质的核弹簧常数图(C)亲本细胞系控制和4-6小时生长素处理(D类)HP1α-AID-sfGFP，有或没有生长素和/或甲基stat处理。n=11-18个核。(电子)使用和不使用生长素和/或甲基stat处理的细胞的示例图像。(F类)HP1α-AID-sfGFP和异染色质标记H3K9me的定量相对荧光2,3. (G公司)定量异常核形态确定为固体值小于0.96，经二次方分析统计。另一种量化异常核形态的方法是通过报告的平均核曲率图2——补充图2.三个生物实验（显示为黑点），每个实验由n=109、102、105个对照组组成；n=137，115，165生长素，n=31，34，32甲基stat，n=102，92，78生长素甲基stat。对照组、methystat和生长素的平均测量值相似，甲基stat为0.971±0.0001，但生长素为0.969±0.0015，p=0.005。p值报告为*<0.05，**<0.01，***<0.001，无星号表示无显著性，p>0.05。误差条表示标准误差。

微操作力测量表明，HP1α的降解影响核力学。父母未经修饰的U2OS细胞，对照组或生长素处理组，基于染色质的核弹簧常数没有变化（0.35 vs.0.34±0.06 nN/μm，p=0.73，图2C)，以及带有标记HP1α的细胞的核力学（与0.40±0.03 nN/μm，p=0.42，图2D)与父母控制无显著差异。这表明，仅用生长素处理并不会改变核力学，而将AID-sfGFP标签添加到HP1α并不会改变正常的核力学反应。在分离细胞核之前对HP1α-AID-sfGFP细胞进行成像，以通过sfGFP报告器验证是否存在HP1α。生长素诱导的HP1α降解导致短延伸染色质核刚度降低45%（0.40 vs 0.22±0.03 nN/μm，p<0.001，图2D). 然而长延伸应变硬化保持相对不变（例如，图2B;图2——图补充1A，p=0.99），与观察到的层粘连蛋白A/C或B1水平没有降低一致(图2-图补充1，B C). 这些数据表明，HP1α对细胞核的染色质机制有贡献。

以前的工作表明，由于染色质及其力学的扰动，特别是异染色质的丢失，导致核软化，会导致核形态异常(Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年). 与这些先前的发现一致，我们通过形状坚固性（面积与凸面面积之比）量化了细胞核形状，并发现HP1α降解细胞的平均坚固性在统计上显著降低（对照组0.971 vs.生长素0.969，p=0.005）。令人惊讶的是，我们观察到低固体含量的原子核比例大幅增加，我们称之为异常原子核。HP1α丢失后，异常细胞核从未经处理的细胞中的10±1%增加到22±5%，这是通过细胞核低于规定的坚固阈值（坚固度<0.96，图2G). 另一种量化形状的方法是平均核曲率，当核偏离正常的椭圆形状时，平均核曲率会增加（参见材料和方法）。跟踪生长素处理后单个核随时间的平均核曲率，发现间期核曲率显著增加（0%对照组vs 36%HP1α降解的单个核持续出现曲率增加>0.05μm−1,图2——补充图2)与HP1α丢失和核硬度降低（4小时生长素，图2). 核力学和形状的丧失已被证明通过核破裂和DNA损伤增加而导致功能障碍(Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Xia等人，2018年). 我们在HP1α降解过程中也发现了类似的结果，因为我们观察到NLS-RFP在破裂导致的核分隔丢失期间扩散到细胞质中，并且通过ϒH2AX焦点测量DNA损伤加倍(图2——补充图3). 这些结果与U2OS细胞中HP1α的siRNA敲除相一致，在之前的报告中已经证明了DNA损伤灶的积累(Lee等人，2013年). 这些数据表明，HP1α降解导致核软化、核形态异常和核功能障碍。

HP1α和组蛋白甲基化独立于核力学和形态

目前尚不清楚异染色质的不同成分是如何协同作用来定义其结构和功能的，以及它们之间的依赖程度。例如，使用基因敲除的研究(Bosch-Presegue等人，2017年)和异色成分的长期消耗RNAi研究(Frescas等人，2008年;Hahn等人，2013年;Shumaker等人，2006年)据报道，HP1α不仅与甲基化组蛋白结合，而且有助于组蛋白甲基化的建立和维持(Jacobs和Khorasanizadeh，2002年;尼尔森等人，2002年;Schotta等人，2002年). HP1α可以简单地改变H3K9-甲基化组蛋白的水平，从而影响核力学和形态。组成型异染色质标记H3K9me的水平2,3HP1α耗竭16小时或96小时后无明显变化(图2、E和F；图2——图补充2，D EH3K9ac）。因此，虽然HP1α水平的快速降低会影响核力学和形态，但不会导致组蛋白甲基化的显著变化。

以前的报告显示组蛋白甲基化增加使细胞核变硬(Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Stephens等人，2017年). 用广泛组蛋白去甲基化酶抑制剂methylstat处理细胞，该抑制剂使HP1α-AID-sfGFP细胞系中H3K9甲基化水平增加约三倍于其正常水平(图2、E和F）。用1μM methylstat处理HP1α-AID-sfGFP细胞48小时的微操作力实验测得了更硬的基于染色质的核弹簧常数（对照组0.40 vs.methylsstat 0.56±0.03 nN/μM，p=0.003，图2D)与之前报道的不同细胞系的实验类似(Stephens等人，2018年). 通过甲基化抑素增加的广泛组蛋白甲基化并未显著增加HP1α-AID-sfGFP水平(图2、E和F）。因此，基于染色质的核力学可以通过改变HP1α水平或甲基化组蛋白水平进行调节。

我们推断，HP1α降解细胞核中甲基化组蛋白水平的升高将揭示组蛋白甲基化和HP1α对核力学和形状的相对贡献。如果染色质机制完全由HP1α决定，那么在生长素处理的细胞中增加组蛋白甲基化不应改变核机制；在这种情况下，核弹簧常数应与HP1α降解细胞的核弹簧常数相匹配。或者，如果组蛋白的甲基化状态独立于HP1α对染色质硬度有贡献，那么经甲基化处理的HP1α降解细胞核的弹性常数将大于HP1α退化细胞核，并可能显示出挽救的细胞核形状。

实验与第二种情况一致，HP1α降解细胞组蛋白甲基化水平的增加导致了核力学和形状的挽救。微操作力测量显示，组蛋白甲基化增加的HP1α降解细胞核的核弹簧常数比甲基化正常水平的HP1β降解细胞核大，恢复到与野生型水平类似的弹簧常数（生长素0.22 vs.生长素+甲基化状态0.33±0.03 nN/μm，p<0.001，图2D). 另外，与组蛋白甲基化增加的正常HP1α水平相比，HP1α的缺失和组蛋白甲基化度的增加导致了核弹簧常数的降低（生长素+甲基stat 0.33 vs.甲基stat 0.56±0.03 nN/μm，p<0.001，图2D). 在所有治疗中，层粘连依赖状态下的应变硬化保持相似(图2——图补充1). 与力学测量结果一致，甲基stat治疗将与HP1α降解相关的异常形态从22%异常挽救到13%(图2G). 总之，这些结果表明，HP1α和甲基化组蛋白水平都有助于基于染色质的核力学和形态。此外，核刚度变化的近似加性性质，以及HP1α和组蛋白甲基化水平之间缺乏相互依赖性，表明这些机制独立于力学。

核形态的维持依赖于HP1α二聚体

HP1α形成一个同源二聚体，可以通过结合两个H3K9me桥接染色质链2,3不同核小体通过其色域的标记(Jacobs和Khorasanizadeh，2002年;Machida等人，2018年;尼尔森等人，2002年)或两条DNA链穿过铰链上带正电荷的KRK补丁(Larson等人，2017年). 我们推断，HP1α在决定核形状和力学方面的作用，与组蛋白甲基化水平无关，可能是由于其物理交联染色质链的能力。这种连接能力取决于HP1α二聚化，而HP1α的二聚化可以被点突变体HP1α破坏I165E（公元1165年）(Brasher等人，2000年;Lechner等人，2005年;Lechner等人，2000年;Thiru等人，2004年). 为了确定二聚化是否是其在体内的机械和形态贡献的关键，我们询问非二聚化突变体（HP1αI165E（公元1165年）)内源性蛋白降解后可挽救细胞核形态。

用慢病毒感染HP1α-AID-sfGFP细胞以稳定表达外源性HP1α重量-mCherry（阳性对照）或HP1αI165E（公元1165年）-mCherry（二聚体突变[Brasher等人，2000年])在SFFV启动子下。感染后两天，这些细胞稳定表达HP1α重量-mCherry或HP1αI165E（公元1165年）-用1 mM生长素处理樱桃16小时，以降解内源性HP1α-AID-sfGFP，并评估救援结构维持和恢复正常核形状的能力。将这些细胞固定并进行层粘连蛋白A/C的免疫染色，然后使用每个细胞核的平均曲率量化细胞核的形状（见材料和方法）。

我们首先测量了亲代U2OS的核曲率，并对HP1α-AID-sfGFP细胞进行对照和生长素处理，以分别确定正常和异常的核曲率。与亲代U2OS细胞相比，HP1α-AID-sfGFP细胞的核形状没有差异（亲代0.114±0.002μm−1; HP1α-AID-sfGFP 0.118±0.001μm−1，p>0.05），并且亲代细胞的生长素处理不会改变其核形态（亲代生长素0.114±0.002μm−1; 亲本+生长素0.117±0.001μm−1，p>0.05）。与我们之前的测量结果类似(图2和图2——补充图2)，与对照HP1α-AID-sfGFP细胞核相比，生长素处理的HP1α-降解细胞核显示出更高的平均核曲率(图3，控制0.116±0.003μm−1与未经救援的HP1α降解相比，0.142±0.001μm−1，p=0.0002）。外源性HP1α的表达重量-生长素处理的HP1α-AID-sfGFP降解细胞中的樱桃将核形态恢复到接近野生型水平（p=0.99，对照组vs.HP1α-用HP1α降解重量救援，0.123±0.002μm−1). 然而，二聚体突变体HP1αI165E（公元1165年）-mCherry没有拯救生长素处理细胞的核形态(图3，对照组与HP1α降解的HP1αI165E（公元1165年）救援，0.151±0.003μm−1，p<0.0001）。我们观察到核子集的核形状异常（曲率大于一个标准偏差）。使用该指标，与对照组相比，HP1α-AID-sfGFP降解的细胞显示出更高水平的异常形态细胞核（30%对11%，图3C). HP1α的表达重量-mCherry恢复了WT水平（13%异常），而HP1α的表达I165E（公元1165年）-mCherry没有，留下了许多形状异常的细胞核（31%）。总之，这些结果表明，HP1α二聚体对其在核形态中的功能至关重要，并表明染色质纤维的桥接或交联在决定核形状中很重要。

图3
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HP1α二聚化对维持核形状至关重要。

(A类)使用和不使用mCherry标记的外源性HP1α野生型（WT）或二聚体突变体（I165E）救援构建体的HP1α-AID sfGFP细胞对照（-Ax）和生长素处理（+Ax）的示例图像。比例尺=10μm。(B类)以黑点表示单个试验的平均核曲率测量图。(C)大于0.15μm的异常形状细胞核百分比图−1曲率，即未处理细胞核的平均值加上标准偏差。针对由生长素组成的每个条件（用黑点表示），测量了八个实验生物复制品，n=37、45、45、57、58、57、55、54；+生长素，n=60，44，41，60，60，60,60，60；+生长素和WT外源性救援，n=27，30，36，60，60，60,60，19；+生长素和I165E外源性救援，n=38、40、50、59、56、58、58、51。p值报告为无星号>0.05、*<0.05、**<0.01、**<0.001，通过单向方差分析计算。误差条表示标准误差。

核力学调控染色质交联重排实验降解HP1α的模拟

为了评估HP1α在基于染色质的核力学反应中的作用，我们使用先前开发的壳聚合物模型进行了布朗动力学模拟(巴尼根，2021年;Banigan等人，2017年;Stephens等人，2017年). 在这些模拟中，染色质被建模为一种交联聚合物，该聚合物与包裹聚合物染色质的外围聚合物层压板外壳物理相连（参见材料和方法）。在这个模型中，每个染色质珠的直径为0.57µm，代表基因组的几个Mbp。这个粗粒度模型可以通过聚合物弹簧常数捕捉组蛋白修饰变化的影响，以及通过层粘连弹簧常数对层粘连A/C的扰动（浅红色数据点图4、A和C；Stephens等人，2017年). 特别是，通过组蛋白修饰改变聚合物弹簧常数模型对染色质致密性的改变；随着聚合物弹性常数的降低，短延伸核力响应受到抑制(Stephens等人，2017年).

图4
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核机械反应的模拟和外周异染色质的实验测量支持HP1α作为染色质-染色质交联剂的模型。

(A类)具有不同水平染色质-板（壳）连接的模拟细胞核的力-应变关系。颜色表示与叶片相连的染色质片段的不同百分比。插图：去除一部分薄片（绿色）的模拟快照，以显示两种不同拉伸力下的内部染色质（蓝色），F类. (B类)短延伸区和长延伸区的弹簧常数，用于模拟不同水平的染色质-薄片交联，通过与外壳相连的外周染色质亚基百分比进行量化（分别为蓝色和红色）。(C)具有不同程度染色质-染色质交联的模拟细胞核的力-应变关系。(D类)不同染色质-染色质交联水平（蓝色和红色）的短延伸和长延伸弹簧常数。垂直虚线(A类)和(C)将短期延期和长期延期制度分开。每个力应变数据点(A类)和(C)是根据n≥11模拟计算的平均值。短伸长弹簧常数(B类)和(D类)都是从n开始计算的短的≥13和10个力扩展数据点。长拉伸弹簧常数(B类)和(D类)都是从n开始计算的长的≥19和15个力伸长数据点。(电子)未经处理或经生长素处理的HP1α-AID-sfGFP细胞核的示例图像分析(F类)富集测量（外周/内部平均信号），以确定DNA（Hoechst）、HP1α和H3K9me的外周富集2,3.p值表示为n.s.>0.05和****<0.0001，通过单向方差分析计算。中的误差线(A类)-(D类)显示平均值的标准误差。

然而，HP1α的快速缺失不会改变组蛋白甲基化状态或层粘连蛋白表达水平(图2、E和F；图2——补充图2)因此，我们试图在这个框架内确定HP1α的独特物理作用。我们假设HP1α可能通过诸如PRR14的蛋白质将异染色质连接到叶片来控制力学(Poleshko等人，2013年)和LBR(Polioudaki等人，2001年;Ye等人，1997年)或通过结合和桥接核小体(Azzaz等人，2014年;Canzio等人，2011年;Erdel等人，2020年;Machida等人，2018年). 因此，我们探讨了HP1α是否可以通过形成染色质-染色质交联或形成染色质层连接来影响核力学反应。

我们首先研究了模拟中染色质-层连接的缺失是否会产生与实验中HP1α降解相同的机械效应。在模拟中，我们改变了染色质和叶片之间的连接频率，从零到约50%的位于外壳附近的染色质亚基。我们发现染色质-纤层连接的频率影响模型核的两种状态的力反应(图4A). 随着染色质-薄片连接数量的减少，量化短拉伸力和长拉伸力响应的弹簧常数也减少(图4B). 由于染色质-薄片连接较少，核外围和内部之间的机械耦合丢失，从而抑制了短延伸刚性；同时，这些连接的丢失使叶片与僵硬的染色质内部分离，这也降低了长延伸刚度。这一结果与微操作实验的测量结果形成了对比(图2D;图2——图补充1)这表明，HP1α降解后，短伸长弹簧常数下降，而长伸长弹簧常数没有下降。因此，我们得出结论，HP1α的机械贡献更可能来自替代结构功能。

因此，我们研究了在模拟模型中改变染色质-染色质交联剂水平的影响。我们改变了交联频率，从零到大约三分之一的交联亚基，在交联频率以上，染色质聚合物是一个渗透网络，因此是固体状的。我们发现交联程度显著改变了力-应变关系(图4C); 增加交联使原子核变硬。然而，与染色质-薄片连接相反，交联仅控制短延伸力响应的刚度(图4D). 这是它们抵抗染色质内部变形的特殊作用的标志。这些定性趋势与微观操作实验的测量结果一致(图2、B和D）。模拟数据还包括与实验合理定量一致的点。这些结果与HP1αI165E（公元1165年）突变体消除了交联，从而降低了短延伸核弹簧常数(图2B和D），可能会产生异常的核形态。总之，模拟结果支持HP1α作为染色质-染色质交联元件对核力学响应作出贡献的结论。

HP1α降解不会从核外周释放异染色质

为了测试我们从模拟中得出的HP1α不以机械方式作为染色质膜连接体的预测，我们实验分析了它的位置和外周异染色质的栓系能力。具体来说，我们研究了HP1α的作用是否与两个已知的染色质膜系带LBR和PRR14相似，这两个系带显示在外周富集并保持外周H3K9标记的异染色质的定位(Dunlevy等人，2020年;Giannios等人，2017年;Nikolakaki等人，2017年;Poleshko等人，2013年;Solovei等人，2013年). 我们测量了DNA（Hoechst）、HP1α和H3K9me的外周富集率（内周平均强度）2,3以层粘连蛋白B1作为外周标志物。在未经处理的细胞中，DNA和HP1α的富集率约为1（0.99±0.01 vs.HP1α0.86±0.01，p=0.78，图4，E和F），表明缺乏外围富集，而H3K9me2,3有所富集（1.48±0.04，p<0.0001 vs.0.99 DNA）。HP1α降解后，DNA和H3K9me外周富集2,3没有变化（分别为0.99 vs 0.94，p=0.99和1.48 vs 1.34，p=0.49），而之前报道的染色质层栓带的缺失导致H3K9me的外周定位降低50%或更多2,3(Poleshko等人，2013年)，这支持了我们的结论，即HP1α在这种细胞类型中不机械地起染色质-纤层连接的作用。

HP1α为有丝分裂染色体提供机械强度并提高有丝分裂保真度

鉴于HP1α在基于染色质的核力学中的机械作用，我们假设HP1α也可能有助于有丝分裂染色体力学。与间期核力学反应一样，异染色质最近被证明控制有丝分裂染色体的力学(Biggs等人，2019年). 以前有报道称，大多数HP1α在前期通过磷酸化H3S10从染色体上去除，已知磷酸化会破坏HP1α-H3K9me2,3绑定(Fischle等人，2005年;Hirota等人，2005年). 然而，一些HP1α结合在整个有丝分裂过程中保持(Serrano等人，2009年)提示HP1α在有丝分裂染色体机制中可能起作用。

我们使用了荧光成像和微移液管微操作方法(Biggs等人，2019年;Sun等人，2018年)在不使用或使用生长素处理4小时以降解HP1α(图5B). 前中期细胞显示染色体结合和弥漫的细胞质HP1α-AID-sfGFP信号。生长素诱导降解后，细胞质和染色体HP1α-AID-sfGFP信号几乎完全消失(图5B). 为了进一步验证有丝分裂染色体上是否存在HP1α，我们通过温和的裂解和捕获从细胞中分离出有丝分裂的染色体束。对这些没有细胞质高背景荧光的孤立束进行荧光成像，我们可以观察到HP1α在有丝分裂染色体上清晰存在(图5A). 除了集中病灶外，HP1α-AID-sfGFP也存在于染色体臂上(图5C和图5——图补充1，A B). 活细胞的共焦成像显示，集中病灶位于着丝粒周围区域(图5——补充图1C)与之前发布的报告一致(Akram等人，2018年;Fischle等人，2005年;Hirota等人，2005年;Serrano等人，2009年). 通过额外的荧光成像，我们观察到HP1α-AID-sfGFP在生长素诱导的降解过程中丢失(图5B C). 因此，我们确认内源性HP1α-AID-sfGFP与有丝分裂染色体臂和着丝粒周相关，并且在生长素处理4小时后降解。

图5带1个补充查看所有内容
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HP1α是有丝分裂染色体的一个机械成分，有助于有丝分裂的正确分离。

(A类)使用微量移液管从活细胞中分离有丝分裂染色体的步骤示例图像。(B类)通过相位对比和HP1α-AID-sfGFP荧光强度对代表性活有丝分裂细胞和分离的有丝分裂染色体束进行成像。通过测量细胞或染色体束的荧光减去背景荧光计算的值，归一化为未经处理的细胞HP1α荧光强度的平均强度。p值报告为***<0.001，通过学生的t检验计算。(C)裂解细胞外分离的有丝分裂束的内源性HP1α-AID sfGFP荧光的示例图像。黄色方框表示绘制图形线扫描的区域。行扫描显示染色体臂上有HP1α。(D类)力拉伸实验的示例图像。右移液管从左移液管中抽出，从而拉伸染色体并使左移液器偏转。左侧“力”吸管具有预先测量的弯曲常数（单位：pN/um），用于计算力。左图为不同条件下的力延伸实验痕迹示例。(电子)每种条件下的平均倍增力（100%应变）图，单位为微微牛顿，由力延伸轨迹的斜率和初始染色体长度决定。对于B-E，对照组和处理的生长素的n=20，甲基stat的n=16，处理的生长素甲基stat为n=14，通过学生的t检验计算p值。(F类)通过后期桥接或不分离的异常有丝分裂分离的示例图像。对照未处理细胞（-）或生长素处理细胞（+）在4或16小时内出现后期桥或非分裂/非整倍体，有丝分裂细胞显示异常中期错位（黑条）和后期/末期错位（白条）的百分比图。中期错位三到四个生物复制实验（黑点），包括n=16、15、20、37-辅助，n=33、33、24+辅助4小时，n=22、48、58、54+辅助16小时。后期和末期错位3-4个实验（黑点子），包括n=29、23、30、30-辅助，n=32、29、18+辅助4个小时，n=20、35、36、，45+辅助16小时p值报告为*<0.05，**<0.01，***<0.001，***<0.0001，通过Student t检验计算。(G公司)通过有丝分裂追踪24小时HP1α-AID-sfGFP细胞-生长素或+生长素，以确定异常有丝分裂是否导致通过核曲率测量的子核形状异常（17个有丝分裂中的亲本34个核；23个有丝裂中的-生长蛋白46个核；26个有丝分化中的+生长蛋白51个核，单向方差分析中的p值）。出现异常有丝分裂的百分比图5——补充图1D。误差条表示标准误差。A-C中的比例尺=10μm，F=20μm。

通过显微操作力测量研究了HP1α在有丝分裂染色体中的机械作用。分离出的染色体束由一个微量移液器保持，而另外两个微量移样器用于捕获和分离单个染色体(图5D). 然后用硬吸管延伸单个有丝分裂染色体，而另一个硬得多的力吸管的偏转提供了一个力测量，其方式与我们对间期核的实验相同(图5D). 对于每个单独的染色体，我们计算了力与延伸图(图5D). 由于23条人类染色体中的每一条都是唯一的长度，我们通过外推力延伸斜率来计算长度相关测量值，以确定“加倍力”——染色体长度加倍的力（即100%应变时的力，图5E). 由于移液管握住染色体的两端，张力分布在整个染色体上(图5D示例图像）。因此，测量的阻力包括染色体臂和着丝粒周围区域的染色质以及HP1α的贡献。我们发现HP1α的缺失使有丝分裂染色体加倍力降低了约40%，从对照细胞的262±50pN（弹簧常数27pN/μm）降至生长素处理细胞的148±12pN（16pN/μm）（p=0.03，图5E)表明HP1α对有丝分裂染色体机制有重要贡献。

接下来，我们研究组蛋白甲基化和HP1α蛋白是否在有丝分裂期间分别控制染色体机制，就像在间期一样。通过甲基化抑制剂处理增加组蛋白甲基化在有丝分裂染色体的机械硬度中起着关键作用(Biggs等人，2019年). 此外，有证据表明核小体上的表观遗传标记之间存在直接的生物化学相互作用，与标记阅读蛋白（如HP1α）无关(Bilokapic等人，2018年;Zhiteneva等人，2017年). 因此，我们旨在确定组蛋白甲基化和HP1α是否独立影响有丝分裂染色体僵硬。

我们用组蛋白去甲基化酶抑制剂methylstat处理细胞，以通过添加生长素来控制有或没有HP1α的细胞中甲基化组蛋白的水平。从用甲基化抑制物处理以增加甲基化组蛋白水平的细胞中分离出的有丝分裂染色体确实显示出显著的、大于100%的倍增力，从262±50 pN增加到745±164 pN（p=0.005，图5，D和E），重述之前对HeLa细胞的结果(Biggs等人，2019年). 从同时使用甲基化抑制剂（增加甲基化）和生长素（降解HP1α）的细胞中分离出的有丝分裂染色体具有与仅使用甲基化激素（452±116 pN）处理的细胞相当的倍增力（p=0.18，图5、D和E）。相反，与生长素和甲基stat相比，仅用生长素处理的细胞有丝分裂染色体具有显著不同的倍增力（148对452 pN，p=0.005）。数据表明，组蛋白甲基化独立于HP1α使有丝分裂染色体变硬，因此在决定有丝分裂的染色体机制中起主导作用。同时，我们强调，HP1α在野生型细胞有丝分裂染色体机制中显然起着重要作用。

众所周知，HP1α缺失会导致染色体不稳定、异常重组、后期桥和染色体滞后(Chu等人，2014年). 因此，HP1α在中期染色体机制中的作用可能在有丝分裂期间具有功能重要性。为了验证这一点，我们测量了对照组、4小时和16小时生长素处理的HP1α降解群体在染色体分离期间中期或后期桥中染色体错位的有丝分裂细胞的百分比。HP1α耗竭导致中期错位显著增加，从对照组的8%增加到生长素4小时组的28%和生长素16小时组的41%，以及由ana/末期桥测量的种族隔离失调，从生长素四小时组的15%增加到28%，生长素16h组的50%（均p<0.05，图5F). 因此，HP1α的缺失破坏了染色体机制，并通过染色体错位和错配导致有丝分裂功能障碍。

据报道，有丝分裂异常也会破坏子细胞的核形态(Gisselsson等人，2001年). 因此，我们通过有丝分裂对未使用或使用生长素处理的细胞进行24小时的跟踪，以确定有丝分裂异常是否会导致有丝分裂后的核形态异常。亲代或未经处理的HP1α-AID-sfGFP细胞中的异常有丝分裂很少见，但它会导致子细胞具有高核曲率（红点，图5G). HP1α降解的细胞发生异常有丝分裂的频率更高(图5、F和G）。有趣的是，有丝分裂正常和异常后，HP1α降解的子细胞在有丝分裂后4小时的G1期表现出平均核曲率增加(图5G). 这些数据表明，HP1α降解后的有丝分裂异常可能不是核形状异常的主要原因，因为在这些条件下正常有丝分裂会导致有丝分裂后子核的曲率同样高(图5G). 综上所述，HP1α对有丝分裂染色体的正常机制和功能是必要的，其缺失会导致有丝分裂异常，并独立地导致子代间期细胞核形状异常。

讨论

组成异染色质包括一个重要的核隔室，已知其通过生物化学和机械特性执行基因组稳定功能。HP1α是异染色质的一种基本蛋白质成分，协调其结构和功能作用(库马尔和科诺，2020年). 为了直接表征这些作用，我们开发了一种新的工具，通过生长素诱导降解快速可逆地消耗内源性HP1α蛋白(Nishimura等人，2009年). 有趣的是，HP1α在4小时内快速降解不会显著改变大规模转录谱或染色质组织(图1). 尽管如此，HP1α的快速降解对间期和有丝分裂染色体的力学和形态学有显著影响(图2–4). 此外，HP1α的作用取决于其二聚化能力(图3). 结合界面核力学的聚合物模拟(图4)这些结果表明，HP1α作为一种动态染色质-染色质交联剂为细胞核提供机械强度，并且这种功能可能通过有丝分裂而持续。

HP1α在短时间尺度上对转录抑制或异染色质维持不是必需的

我们的数据首次分离了HP1α在异染色质中的直接和间接作用及其在维持异染色质和调节转录中的主要功能。早期对HP1α的研究确定了其与致密区域（β染色质）的联系(Bannister等人，2001年)，酵母中的转录沉默(Fischer等人，2009年;Sadaie等人，2008年)，然后沉默果蝇属和哺乳动物特定部位的细胞(Li等人，2003年;Verschure等人，2005年). 最近的研究表明，HP1α在HEK293细胞中过表达时有抑制转录的能力(Lee等人，2019)并在MEF细胞中招募到特定阵列(Erdel等人，2020年). 相反，我们的研究检测了人类细胞内内源性HP1α快速丢失后的全局转录。我们发现HP1α的快速降解不会导致基因转录和局部致密化的显著变化(图1和图1——图补充1)，这表明它的存在对于在<24小时内维持这些异色特征是不必要的。

染色质压实和转录抑制也依赖于甲基化，甲基化促进HP1α结合，而HP1α又可能招募甲基转移酶以进一步甲基化繁殖(Bannister等人，2001年). 然而，我们发现HP1α对组蛋白甲基化的短期（4小时）或长期（16小时）维持是不必要的。特别是，通过我们的内源性生长素诱导降解结构快速降解HP1α后，组成异染色质标记H3K9me没有显著变化三通常与转录抑制有关。转录缺乏广泛变化与H3K9me缺乏变化一致三水平(图2). 这与之前的报告一致，即HP1α基因缺失不会改变全球H3K9me三，而是改变了特定的卫星H3K9me三在部分基因组中有重复的DNA序列(Bosch-Presegue等人，2017年). 此外，我们的结果得到了最近的发现的支持，异染色质病灶的大小、致密性和可接近性与HP1α结合无关(Erdel等人，2020年). 总之，这些结果表明，无论是否存在HP1α，转录机制都无法在异色位点发挥作用。我们的数据还表明，通过甲基化抑制物增加组蛋白甲基化并没有导致HP1α水平的全球增加。

总之，这些结果与异染色质致密状态的存在是一致的，异染色素致密状态对HP1α的存在或不存在不敏感(Erdel等人，2020年). 相反，HP1α的功能影响可能出现在其他过程中，例如DNA复制(施瓦格等人，2010年)，染色体分离(Abe等人，2016)表观遗传印记与遗传(Hathaway等人，2012年;Holla等人，2020年;Nakayama等人，2000年)或细胞核有丝分裂后的重组(刘和佩尔曼，2020年). 尽管如此，正如我们下面讨论的，尽管HP1α对全球转录和染色质组织的影响有限，但它作为基因组和细胞核的机械稳定剂发挥着重要作用。

HP1α通过组蛋白甲基化的不同和单独的机械作用控制核刚度

虽然HP1α的快速缺失不会在短时间内改变异染色质的特异性性质和功能，如组蛋白甲基化水平或转录抑制，但它确实对核机制有显著贡献。HP1α的降解导致细胞核的短伸长刚度急剧降低，弹簧常数降低45%(图2B、D). 然而，层压板A水平和大变形核刚度不受HP1α降解的影响(图2B和图2——图补充1A). 这些结果与先前的实验一致，表明染色质主导了对小变形的机械反应，而层粘连蛋白是对大变形的应变硬化的基础(Stephens等人，2017). 类似地，HP1α已被证明为单个DNA纤维提供机械阻力(Keenen等人，2021年). 此外，与HP1α在染色质力学中新发现的作用一致，我们发现HP1α降解导致核形状稳定性的丧失(图2E、G)类似于其他染色质扰动软化细胞核的作用(Furusawa等人，2015年;Stephens等人，2019a;Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Wang等人，2018年). 因此，虽然HP1α的快速耗尽对基因组组织几乎没有明显影响(图1)，HP1α对保持染色质的机械完整性至关重要。

众所周知，染色质对细胞核短延伸力响应的机械贡献取决于组蛋白修饰状态(Heo等人，2016年;霍布森和斯蒂芬斯，2020b;Krause等人，2019年;Liu等人，2018;Nava等人，2020;Stephens等人，2019b;Stephens等人，2018年;Stephens等人，2017年). 我们考虑了组蛋白甲基化通过影响HP1α与染色质的结合而促进机制的可能性(Bannister等人，2001年;Erdel等人，2020年;Lachner等人，2001年;Nakayama等人，2001年). 然而，我们的实验表明组蛋白甲基化对基于染色质的核机械反应有显著的贡献，这与HP1α(图2D、F、G). 特别是，HP1α降解所损失的核刚性（和相应的形状稳定性）可以通过甲基化抑制剂处理组蛋白的超甲基化来恢复。此外，HP1α与甲基化对核机械反应具有相加作用：无论是否使用甲基化抑制剂处理，HP1α降解后，基于染色质的核硬度都会降低。总之，这些结果表明HP1α和组蛋白甲基化调节细胞核内可分离的机械反应。基于甲基化的机械反应可能是由于组蛋白标记之间的直接相互作用(Bilokapic等人，2018年;Zhiteneva等人，2017年)或其他组蛋白标记读取器的影响。

HP1α作为染色质交联剂参与核力学反应

HP1α在异染色质中的单独机械作用是什么？HP1α是一种同源二聚体，能够通过结合甲基化组蛋白或DNA物理桥接染色质纤维(Canzio等人，2011年;Cheutin等人，2003年;Machida等人，2018年). 我们发现证据表明，这种能力支持一种独特的机械功能。HP1α的二聚化对其维持核形状稳定性的作用至关重要(图3)，如图所示(图2)和以前(Stephens等人，2019a;Stephens等人，2018年)取决于基于染色质的核硬度。因此，我们得出结论，HP1α的染色质二聚和交联能力对HP1α对基于染色质的核硬度的贡献至关重要(图6).

图6
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HP1α是间期核和有丝分裂染色体的机械元件。

在野生型（WT）细胞核中，HP1α起着染色质-染色质交联剂的作用，导致核力学更加坚硬。其他有助于核力学的成分包括染色质聚合物（其机械作用由组蛋白甲基化决定）、层和染色质-层之间的连接。HP1α降解的细胞核具有异常形状和基于较软染色质的短延伸机械反应。HP1α的降解还导致有丝分裂染色体变软和有丝分裂缺陷，包括染色体错位和后期桥。

这种解释得到了细胞核力学响应的粗颗粒聚合物模拟的支持。在我们的模型中，染色质被建模为交联聚合物凝胶，而核片被建模为与内部染色质物理连接的聚合物壳。该模型先前重述了核微操作实验的测量结果，该实验观察到了两种状态下的力延伸关系，及其对组蛋白修饰（改变染色质纤维刚度）和核层粘连（改变聚合壳网）的依赖性，以及拉伸时原子核形状的变化(Banigan等人，2017年;Stephens等人，2017年). 这里，我们表明，短延伸刚度，而不是长延伸刚度对染色质-染色质交联的数量高度敏感(图4C，D). 具体而言，在交联较少的情况下，短延伸弹簧常数较小（约为WT模拟的50%），这与HP1α降解的核的观察结果类似(图2)以及HP1α二聚化突变细胞核的预期机制（见上文）。因此，组蛋白甲基化和HP1α的单独作用可以分别模拟为改变染色质聚合物纤维和染色质-染色质交联(图6). 有趣的是，尽管我们将HP1α建模为永久染色质-染色质交联，但HP1α在体内的染色质结合是暂时的，典型的交换时间约为10 s(Cheutin等人，2003年;Festenstein等人，2003年;Kilic等人，2015年). 显然，染色质结合的HP1α足够丰富，以至于交联不断渗滤相间染色质，以提供强大的机械响应，从而保持核形状。瞬时交联模拟或HP1α染色质结合突变体实验(尼尔森等人，2001年)可以进一步研究这一现象及其对染色质组织、基于染色质的核力学和核形态的影响。

更广泛地说，HP1α作为染色质交联剂的发现与其他实验数据一致，表明染色质的组织和力学受到广泛物理交联的支持。最近的染色体构象捕获（Hi-C）和微观操作实验表明，染色质的适度断裂不会改变基因组的组织和机制。在这些实验的基础上，假设染色质的物理连接频率可能高达每10–25 kb一次(Belaghzal等人，2021年). 我们的数据表明，HP1α是基因组中可能存在的许多染色质交联元件之一。有越来越多的染色质蛋白质和核成分有助于维持核形态，其中一些已通过遗传筛选确定对核形态的影响(Tamashuns等人，2020年)以及各种其他实验（在Stephens等人，2019a). 待研究的其他染色质交联剂包括染色质环蛋白和各种实验涉及的其他成分，如粘着蛋白、CTCF、介质，可能还有RNA。

交联和凝胶化与相分离紧密耦合(Harmon等人，2017年). 因此，HP1α可能通过相变机制对核力学作出贡献。在相变模型中，HP1α二聚体交联染色质聚合物的某些区域将导致聚合物-聚合物或溶胶-凝胶转变(Khanna等人，2019年;田中，2002)有助于整个网络的弹性模量(科尔比和鲁宾斯坦，2003年;Semenov和Rubinstein，2002年;Shivers等人，2020年). 此外，已知HP1α与甲基化组蛋白结合可以改变核小体核心的结构，从而促进核小体与核小体的相互作用，并诱导染色质纤维的聚合物相分离(Sanulli等人，2019年). 此外，体外纯化的HP1α蛋白具有自身液液相分离、裸DNA和核小体阵列(Larson等人，2017年;Shakya等人，2020年)和体外结合到dsDNA的HP1缩合物可以提供机械强度(Keenen等人，2021年). 这些体外浓缩物的材料特性因染色质含量而异(Larson等人，2017年;Shakya等人，2020年). 更一般地说，染色质等弹性网络中的相分离可以由材料的局部机械性能调节(Shin等人，2018年;Style等人，2018年). 总之，这些观察结果表明，除了染色质本身的长度、浓度和相行为外，HP1α的自我作用和染色质结合能力也决定了一个复杂的物理图像(Gibson等人，2019年;前岛等人，2021; Strickfaden等人，2020年). 富HP1α异染色质体内相变的物质状态和分类一直存在争议(Erdel等人，2020年;Larson等人，2017年;Strom等人，2017年;Williams等人，2020年)而下面的染色质可能是“固体状”(Strickfaden等人，2020年)因此，有必要进一步研究，以完全了解这些组分在确定相间核的相行为和力学方面的相互作用。

HP1α是有丝分裂染色体的机械元件，对正常有丝分裂至关重要

间期染色质的机械成分可能仍然附着在有丝分裂的染色体上，以在有丝分裂过程中保持染色体的机械强度。最近的工作表明，基于异染色质的组蛋白修饰/甲基化也控制着染色体的机械强度，而基于常染色质的组分子乙酰化则不起作用(Biggs等人，2019年). 该论文假设组蛋白甲基化增加可能由“组蛋白阅读器”异染色质相关蛋白，特别是HP1α辅助。我们的数据表明，与间期细胞核中的HP1α类似，有丝分裂期间的HP1β是有丝分裂染色体的重要机械成分(图5). HP1α降解导致有丝分裂染色体更具延展性，但硬度可以通过甲基化处理恢复。HP1α在有丝分裂染色体中仍然提供机械硬度，这是一个没有层粘连的染色质纯系统，这进一步支持了HP1α作为染色质交联剂的机械功能。先前的工作提出，有丝分裂染色体是基于弹性反应的致密聚合物凝胶，弹性反应依赖于DNA主干的连续性(Poirier和Marko，2002年)，拓扑(Kawamura等人，2010年)和染色质跨桥凝聚蛋白复合物(Sun等人，2018年). 我们的实验表明HP1α是一种交联元素（在间期），并测量了HP1α在有丝分裂染色体中的机械作用，进一步支持了这一观点。甲基化可以提供进一步的交联，使染色质纤维本身变硬，或产生不良的溶剂条件，使有丝分裂染色体进一步致密，从而起到额外的压实剂的作用(Batty和Gerlich，2019年;Gibcus等人，2018年;Maeshima等人，2018年). 这些成分共同产生了强健有丝分裂染色体所必需的刚性。

HP1α缺失会导致功能障碍，表现为染色体排列和分离不当。以前的报告指出，HP1α和HP1γ的丢失，特别是在着丝粒，导致染色质桥的发生率增加(Lee等人，2013年)和有丝分裂排列错误(Yi等人，2018年)，HP1α基因缺失增加了亚基性和联合性连接(Bosch-Presegue等人，2017年)，有丝分裂依赖于HP1α磷酸化(Chakraborty等人，2014年). 我们对HP1α快速降解的研究结果表明，错位和错位增加了三倍，这主要是作为后期桥观察到的，部分原因可能是异常DNA损伤修复(Chiolo等人，2011年;Peng和Karpen，2007年). 我们的结果与HP1α在着丝粒与LRIF1相互作用一致，当受到扰动时，这种相互作用会导致类似的失准和错位(Akram等人，2018年). 然而，还需要进一步的研究来确定染色体错位是否是由生物化学途径或机械途径引起的，其中HP1α控制的全染色体力学会影响适当的分离。

结论

我们已经确定，HP1α在整个细胞周期中对染色体具有一致的机械和功能意义。虽然HP1α的快速降解对整体转录谱几乎没有影响，但HP1α缺失会严重损害间期和有丝分裂染色体机制。这将导致有害和潜在的灾难性影响，例如异常的核形态和染色体分离缺陷。当存在时，HP1α是一种交联元素，它机械地稳定间期和有丝分裂染色体，抑制异常核变形和有丝裂缺陷。目前尚不清楚HP1α的相分离能力是否对这种生物物理功能很重要。更广泛地说，我们的实验表明，由于HP1α染色质交联能力的丧失，而不是转录变化，导致细胞核的机械软化，可能是核区室化、DNA损伤预防和反应以及迁移等基本核功能缺陷的基础，所有这些都被证明依赖于核力学(Gerlitz，2020年;斯蒂芬斯，2020年;谢等人，2020年). 这些机械变化也可能对人类疾病产生广泛影响，如乳腺癌，其侵袭性（迁移能力）的增加与HP1α水平的降低有关(瓦德·尼尔森和尼尔森，2015年)和抑制HP1α二聚化(Norwood等人，2006年). 总的来说，我们揭示了HP1α在全核和有丝分裂染色体机制中的直接结构作用，这进一步加深了我们对基于染色质的核硬度的理解，并具有重要的细胞功能后果。

材料和方法

关键资源表
试剂类型（种类）或资源任命来源或参考标识符其他信息
基因(智人)CBX5系列GenBank（基因银行）
细胞系(智人)U20S系列美国标准菌库ATCC HTB-96型RRID：CVCL_0042型
转基因结构(智人)3'HP1α-AID-sfGFP 2A PuroRAddgene公司127906RRID：添加_127906
转基因结构(智人)导向RNA/Cas9质粒pX330人3'HP1αgRNAAddgene公司127906RRID：添加_127906
基于序列的试剂引导RNA序列，5'-阿卡格−3英寸这篇论文
转基因结构(智人)HP1α-m樱桃本文，在pHR向量中HP1αPCR来自添加_17652
转基因结构(智人)HP1αI165E-m樱桃本文，在pHR向量中用快速变化制造的点突变
抗体抗HP1α（兔单克隆）阿布卡姆ab109028号(1:250)
RRID：AB_10858495号
抗体抗H3K9me2/3（小鼠单克隆）细胞信号5327（1:100）
RRID：AB_10695295号
抗体抗层粘连蛋白B1（兔多克隆）阿布卡姆约16048(1:500)
RRID：AB_443298号
抗体抗拉明A/C（小鼠单克隆）试剂盒39287(1:1000)
RRID：AB_2793218号
化合物、药物生长素（NaIAA）西格玛I5148号1百万
化合物、药物甲基stat西格玛SML0343-5MG型1微米
软件、算法Kappa，核曲率菲吉
Schindelin等人，2012年

HP1α-AID-sfGFP脱克隆的细胞系、克隆和特性

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U2OS（ATCC HTB-96）通过STR验证。这些细胞在DMEM/FBS中培养，并根据制造商的说明与两种质粒共同转染，即人类3'HP1α-AID-sfGFP 2A PuroR（Addgene 127906）和带有Lipofectamine 2000的RNA/Cas9引导质粒pX330人类3'HP 1α-gRNA（Addgene-127907）。引导RNA序列，5'-阿卡格−3’位于CBX5基因的终止位点两侧，在成功插入AID-GFP 2A PuroR盒后被破坏。用10µg/ml嘌呤霉素筛选改良细胞，用BD-FACS Aria III和FACSDiva软件选通，将单个细胞分为96个平板，只对最明亮的10%GFP表达细胞进行排序。扩增克隆并进行质量控制时，通过荧光显微镜监测HP1α-AID-sfGFP的表达（QC；质量控制，包括免疫印迹、PCR和活细胞显微镜，见补充材料）。通过所有QC的纯合克隆（U2OS HP1α4）与转座子载体pEF1a-OsTIR-IRES-NEO-pA-T2BH（Addgene 127910）和pCAG珠蛋白pA中的SB100X共同转染。转染48小时后，用400µg/ml G418筛选细胞10天（每2-3天更换一次新鲜G418培养基），然后在DMEM/FBS中恢复1周。GFP阳性细胞再次进行单细胞分选、扩增和质控。用1 mM生长素（NaIAA，Sigma#I5148）处理4–16小时后，通过流式细胞术、免疫印迹和活细胞显微镜评估OsTIR1对HP1α-AID-sfGFP的降解。选择并扩增一个克隆（U2OS HP1α4-61），通过所有QC措施证明生长素处理后未检测到HP1α-AID-sfGFP。

PCR验证

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使用PureLink Genomic DNA Mini试剂盒（目录号K182001）提取基因组DNA，并用插入位点两侧的寡聚体进行PCR，产生2个杂合HP1α克隆的PCR产物或一个较大的单个HP1α克隆的PCR产物，用于AID-GFP Puro插入。

细胞系验证显微镜

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将活细胞镀入四个有室的玻璃底皿中（Greiner Bio One，#627975），并将其安装在温度和CO中2控制室（Okolab），用于使用尼康Eclipse Ti倒置显微镜进行观察，该显微镜具有100X、1.45NA相位物镜和光谱X（Lumencor）LED在DAPI（395/25）和GFP（470/24）波长激发（在5%功率下使用）。细胞生长在玻璃盖玻片上，固定在4%多聚甲醛（Polysciences，#18814）中，并安装在Prolong Diamond中以保存GFP信号。使用Orca Flash 4 sCMOS相机拍摄图像，并使用Elements或Imaris软件进行分析、裁剪和对比度调整以供显示。细胞通过hoechst每周成像检测支原体。

免疫印迹和免疫染色

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将每个克隆的细胞颗粒重新悬浮并在含有2x蛋白酶抑制剂（Thermo Scientific#A32955）的RIPA缓冲液（Thermo-Scientic#89901）中在冰上培养1小时，然后在室温下用25U苯并酶核酸酶（Millipore Sigma 70746-10KUN）/50µL样品培养10分钟。BCA蛋白定量（Pierce）后，对样品进行还原SDS-PAGE和LI-COR Western blot分析。以1:250的比例使用抗-HP1α一级抗体（Abcam#ab109028），并将IRDye 680CW二级抗体（LiCOR#925-6807）稀释为1:15000。Odyssey CL上的斑点被扫描x个免疫染色如前所述(Politz等人，2002年)在1:250时使用Abcam#ab109028一级抗体，在1:200时使用二级抗体（Jackson labs 711-165-152），并在Prolong Gold上安装盖玻片。如上所述拍摄图像。

转录组测序

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根据制造商的说明，使用Qiagen RNeasy试剂盒分离RNA。细胞用QIAshredder（Qiagen#79654）与RTL缓冲液中的β-巯基乙醇均质。用RNase-Free DNase（Qiagen#79254）消化DNA，并用RNeasy MinElute Cleanup Kit（Qiange#74204）纯化。纯化的RNA用纳米滴分光光度计定量，质量用TapeStation R6K分析在生物分析仪上确认。使用TruSeq单链mRNA文库Prep从RIN>9.5的RNA中制备测序文库，并使用Illumina HiSeq 2500工作站进行测序。与生长素4小时和生长素16小时相比，对照组有16000多个基因，每百万读一个转录本。RNA-Seq读用STAR映射，然后用RSEM量化，并使用DESeq2进行差异基因表达分析。

HP1α救援结构

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通过PCR（Addgene 17652）扩增全长HP1α，并使用InFusion试剂盒将其克隆到SFFV启动子下的pHR慢病毒载体中，并用mCherry和sspB标记C末端。引入一个突变来破坏色影结构域中氨基酸165的二聚化，将密码子ATA（编码异亮氨酸，I）更改为GAG（编码谷氨酸，E），从而导致HP1αI165E（公元1165年）该突变先前被描述为破坏HP1α的同二聚体(Brasher等人，2000年).

HP1α救援结构的慢病毒表达

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按照制造商的方案，使用FuGENE HD转染试剂（Promega），用转移质粒pCMV-dR8.91和pMD2.G以及以9:8:1质量比的目的表达构建体将LentiX细胞转染到HEK293T细胞中。48小时后，收集含有病毒颗粒的培养基，并使用0.45微米过滤器（Pall Life Sciences）进行过滤，然后立即使用或储存在−80°C下。将HP1α-AID-sfGFP细胞以15–20%的汇合率涂布在玻璃底96-well板（Cellvis）上，并用10–50µL含病毒培养基感染。24小时后，取出病毒培养基，用新鲜的DMEM替换，并在感染后3-7天对细胞进行固定或成像。

固定细胞核形态的免疫染色、显微镜和形态学分析

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表达mCherry标记HP1α的HP1α-AID-sfGFP细胞重量或HP1αI165E（公元1165年）用对照培养基（无生长素）或1mM生长素（NaIAA，Sigma#I5148）处理16小时，然后在4%多聚甲醛中固定10分钟，在PBS中洗涤三次，在室温下用1%triton X-100在PBS内渗透1小时，摇晃，用5%FBS在0.25%PBST中封闭1小时，室温下摇晃，并与抗层粘连蛋白A/C抗体1:1000（活性Motif，39287）在块中孵育过夜。用PBS再次清洗样品三次，并用与Alexa fluor 647（Thermo Fisher，A-21236）偶联的山羊抗鼠IgG二级抗体孵育2小时以上，再次清洗并用Hoechst 1:2000在PBS中孵育30分钟。用旋转盘共焦显微镜（Yokogawa CSU-X1）获得固定细胞和染色细胞的图像尼康Eclipse Ti机身上配备100X油浸式Apo TIRF物镜（NA 1.49）和Andor DU-897 EMCCD相机。活样品保持在37°C和5%CO下296度平板培养箱（Okolab）。405、488、561和647个激光器分别用于Hoechst、sfGFP、mCherry或Alexa 568和Alexa 647的成像。激光功率和数字增益在整个实验中对所有样品进行成像时是一致的，允许对荧光强度进行定量比较。使用测量曲率的插件在FIJI中进行形态学分析；卡帕(Schindelin等人，2012年)最初由Kevan Lu创建，现在由Hadrien Mary维护。简单地说，将位于细胞核高度中心的拉明A/C免疫染色通道的一个z切片加载到Kappa插件中，追踪，并将闭合曲线拟合到信号中。使用插件计算沿核包络线的曲率，作为曲率半径的倒数，并记录每个核的曲率平均值。

染色质的外周联合

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用对照培养基或1 mM生长素处理HP1α-AID-sfGFP细胞16小时，然后用α-H3K9me2/3（Cell Signaling，mouse mAb#5327）和α-Lamin B1（Abcam ab16048）进行免疫染色，如上所述，并获得固定细胞图像。在FIJI中使用层粘连蛋白B1染色来定义核外围遮罩，浓缩度计算为外围遮罩内的平均强度除以核内部的平均强度。

活细胞细胞核形态的显微镜和形态学分析

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将对照培养基（无生长素）或1 mM生长素（NaIAA，Sigma#I5148）添加到表达miRFP标记组蛋白H2B的HP1α-AID-sfGFP细胞中，该组蛋白被镀在96-well玻璃底板（Cellvis）中。在每个对照和实验孔中选择了25个X-Y点，每30分钟在每个点收集一次8微米的z堆叠，持续12小时（在0小时时向实验孔中添加生长素）。再次使用FIJI插件Kappa进行形态学分析，这次使用组蛋白信号描绘细胞核边缘。

核破裂和DNA损伤分析

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HP1α-AID-sfGFP U2OS细胞在含有玻璃盖玻片底的细胞培养皿中生长（体外科学）。细胞在Cell Light Nucleus-RFP（NLS-RFP Fisher Scientific）成像前1或2天接受处理。细胞在成像前4-6小时未经处理或用生长素处理。用40×0.75 NA空气物镜在环境培养（37°C和5%CO2）下每隔2分钟对细胞成像3小时。通过观察RFP溢出细胞核并进入细胞质，核破裂如Robijns等人，2016年.使用上述免疫染色程序，通过使用结合了El H2AX的Alexa 657抗体（CST 9720，1:300）和Elements Bright Spot检测，对DNA损伤病灶进行计数，以确定病灶数量。

单核和有丝分裂染色体分离的细胞协议

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微操作实验使用保存在DMEM（Corning）中的U2OS亲本或HP1α-AID-sfGFP细胞，其中含有10%胎牛血清（FBS）（HyClone）和1%100x青霉素-链霉素（Corning）。在细胞核或染色体分离前1-3天，对细胞进行铺板并使其恢复。在“+生长素”和“+生生素+甲基化stat”实验中，在细胞核和染色体分离前4–6小时添加1 mM生长素（NaIAA，Sigma#I5148），在“+甲基化Stat”和“+auxin+甲基化tat”实验前30–38小时添加1μM甲基化stat。所有实验都是在没有同步的情况下进行的。

单核和有丝分裂染色体分离

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单核(Stephens等人，2017年)和染色体分离(Biggs等人，2019年)实验在倒置显微镜（IX-70；Olympus）上进行，显微镜为60×1.42 NA浸油物镜，放大倍数为1.5倍。在室温和大气CO条件下分离细胞核和染色体2DMEM 10%FBS 1%pen-strep培养基中的水平，以确保对细胞和染色体的损伤最小。在分离之前，分别在有或无生长素处理的情况下，对所有细胞进行HP1α缺失或存在的成像。对于细胞核分离，细胞在分离前用1µg/mL latrunculin A（酶生命科学）处理45分钟，以解聚肌动蛋白细胞骨架。用0.05%Triton-X100在PBS中溶解间期细胞。溶解后，用充满PBS的微操作移液管捕获和定位单个分离细胞核。根据G1核的大小（沿长轴10–15µm）对其进行分离。对于染色体，通过肉眼鉴定前中期有丝分裂细胞，并用0.05%的Triton-X 100在PBS中裂解。裂解后，相互连接的染色体束从细胞中脱落，并用PBS填充的移液管通过光抽吸稳定。当束稳定时，将松散染色体的一端吸入一个容易弯曲的（Kavg=40 pN/µm）“力”吸管中，移离束，用硬吸管抓住染色体的另一端。将束大量吸入稳定移液管，然后取出，留下一条单独的染色体供操作。

核力学测量

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将分离的细胞核悬浮在硬吸管和预先校准的力吸管之间，以达到规定的尺寸（2.8–3.3µm直径）和弯曲常数（1.5–2.0 nN/µm）。吸液管以0.05µm/s的速率提供3µm的细胞核延伸（仅适用于短区域）或6µm细胞核延伸（长区域）。相对于细胞核延伸弯曲力吸液管可以测量力。数据被传输到Excel中，其中力延伸斜率为染色质提供了核弹簧常数（短延伸0-3µm）和基于层的应变增强核弹簧常量（长状态斜率减去短状态斜率）。

有丝分裂染色体力学测量

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分离出有丝分裂染色体后，使用Labview程序以0.20µm/s的速度将刚性移液管移动6.0µm，步长为0.04µm/步，同时目视跟踪力移液管（Fp）和刚性移液器（Sp）。计算挠度与拉伸（Fp/（Sp-Fp））斜率的线性回归，乘以吸液管弹簧常数（实验后校准）得出染色体的弹簧常数，再乘以染色体的初始长度，得出自定义Python脚本中染色体的倍增力，GitHub上公开提供(https://github.com/ebanigan/doubling_force网站) (Shams and Biggs，2021年).

有丝分裂染色体荧光

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细胞在倒置显微镜（IX-70；Olympus）上成像，显微镜为60×1.42 NA油浸物镜，放大倍数为1.5倍。在GFP通道中，一旦鉴定出有丝分裂细胞，并在每次实验的GFP通道内对最终分离的染色体进行成像，以确定它们是否含有HP1α。周期性地，染色体束也在GFP通道中成像。

核形态坚固性测量

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通过Hoechst通道中的强度阈值选择细胞核，将其制成对象或ROI，并报告形状坚固性，即细胞核凸面面积与面积的比值。0.96的坚固性阈值用于确定正常与异常形状的细胞核。

布朗动力学模拟

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如前所述，对与内部交联聚合物相连的聚合物壳进行了布朗动力学模拟(Banigan等人，2017年;Stephens等人，2017年). GitHub上公开了模拟源代码(https://github.com/ebanigan/shell-polymer网站) (巴尼根，2021年). 共有1000个直径壳亚单位一秒=0.71μm随机放置在半径为的球体上R（右）我=10μm，收缩至R（右）0=模拟初始化期间的5μm(Banigan等人，2017年). 每个外壳子单元通过弹簧连接至4≤z≤8个最近邻壳亚基(<z > ≈4.5). 直径为552个亚基的线性聚合物链一第页=0.57μm，由弹簧连接，在壳内以随机球状构象初始化。聚合物随机交联N个C交联，其中N个C=55（所有聚合物亚基的20%交联），除非另有说明。N个L（左）球体表面附近的聚合物亚基通过弹簧与最近的壳亚基相连；N个L（左）=40（即7.2%的所有聚合物亚基或22%的所有外围亚基，通过在初始配置中与外壳亚基接触而定义，与外壳相连），除非另有说明。张力通过施加力作用于原子核F类沿着x轴在两个极点的单个外壳子单元上。

控制子单元之间相互作用的弹簧势有以下形式U型服务提供商=(k服务提供商/2)(第页ij公司-第页ij，0)2对于第页ij公司>第页ij，0，其中第页ij公司是子单元之间的距离我和j个,第页ij，0是两个子单位半径之和k服务提供商是弹簧常数，取决于电势的类型。k秒=0.8 nN/μm，对于壳-壳弹簧，k第页=1.6 nN/μm，用于沿着聚合物主干连接子单元的“聚合物弹簧”，kC = k第页连接聚合物亚单位的“交联弹簧”，以及kL（左） = k第页用于将聚合物连接到外壳的弹簧。所有亚单位通过软核排斥体积相互作用相互排斥，模型如下U型除价= (k例如，ij/2)(第页ij公司-第页ij，0)2对于第页ij公司<第页ij，0，其中kij公司是排斥弹簧常数；k例如，ij=k秒如果我和j个都是外壳亚单位，k例如，ij=k第页如果我和j个都是聚合物亚单位，并且k例如，ij= 2k秒k第页/(k秒 +k第页)如果一个是外壳亚基，另一个是聚合物亚基。

所有子单元都受到不相关的热噪声（T=300K）的影响。系统服从过阻尼的朗之万方程，该方程由欧拉算法求解(艾伦和蒂尔德斯利，1987年)带时间步长日期 = 0.0005.

数据可用性

我们在补充材料中提供了RNAseq数据集作为excel文件。

工具书类

  20. 书
    1. 科尔比RH
    2. 鲁宾斯坦
    (2003)
    聚合物物理学
    牛津大学。

文章和作者信息

作者详细信息

  1. 艾米·斯特罗姆

    美国普林斯顿大学化学与生物工程系霍华德·休斯医学院
    贡献
    概念化、形式分析、验证、调查、可视化、方法论、写作-初稿、写作-审查和编辑
    与
    罗纳德·比格斯和爱德华·巴尼根
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0002-1674-3242

  2. 罗纳德·比格斯

    美国埃文斯顿西北大学分子生物科学系
    贡献
    概念化、形式化分析、调查、可视化、方法论、写作-审查和编辑
    与
    艾米·斯特罗姆和爱德华·巴尼根
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0002-9965-6346

  3. 爱德华·巴尼根

    美国剑桥麻省理工学院医学工程与科学研究所和物理系
    贡献
    概念化、形式分析、调查、方法论、写作-初稿、写作-审查和编辑
    与
    Amy R Strom和Ronald J Biggs
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0001-5478-7425

  4. 王晓涛

    美国芝加哥西北大学芬伯格医学院生物化学和分子遗传学系
    贡献
    数据管理、形式分析、调查
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0002-3531-2157

  5. 凯瑟琳·邱

    美国马萨诸塞大学阿默斯特分校生物系
    贡献
    形式分析、调查、可视化
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  6. 卡梅伦·赫尔曼

    美国埃文斯顿西北大学分子生物科学系
    贡献
    形式分析、验证、可视化
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  7. 吉梅娜·科拉多

    美国埃文斯顿西北大学分子生物科学系
    贡献
    形式分析、验证、可视化
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  8. 冯悦

    1. 美国芝加哥西北大学芬伯格医学院生物化学和分子遗传学系
    2. 美国芝加哥西北大学范伯格医学院罗伯特·H·卢里综合癌症中心
    贡献
    监管、资金获取
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  9. 琼·C·里特兰·波利茨

    美国西雅图弗雷德·哈钦森癌症研究中心
    贡献
    概念化、资源、数据管理、形式分析、验证、方法、写作-审查和编辑
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0001-5229-0087

  10. 利亚·J·泰特

    美国西雅图弗雷德·哈钦森癌症研究中心
    贡献
    资源、验证、调查
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  11. 大卫·斯卡尔佐

    美国西雅图弗雷德·哈钦森癌症研究中心
    贡献
    资源、数据管理、验证
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  12. 艾格尼斯·特林

    美国西雅图弗雷德·哈钦森癌症研究中心
    贡献
    资源、验证、调查
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  13. 马克·格鲁定

    美国西雅图弗雷德·哈钦森癌症研究中心
    贡献
    监督、资金获取
    竞争性利益
    未申报竞争利益

  14. Clifford P Brangwyne公司

    美国普林斯顿大学化学与生物工程系霍华德·休斯医学院
    贡献
    监督、资金获取、写作-审查和编辑
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0002-1350-9960

  15. 约翰·F·马可

    1. 美国埃文斯顿西北大学分子生物科学系
    2. 美国埃文斯顿西北大学物理与天文学系
    贡献
    监督、资金获取、写作-审查和编辑
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0003-4151-9530

  16. 安德鲁·斯蒂芬斯

    美国马萨诸塞大学阿默斯特分校生物系
    贡献
    概念化、数据管理、形式分析、监督、资金获取、验证、调查、可视化、方法论、写作-初稿、项目管理、写作-审查和编辑
    用于通信
    安德鲁·斯蒂芬斯@umass.edu
    竞争性利益
    未申报竞争利益
    ORCID图标 “此ORCID iD标识了本文的作者：”0000-0001-5474-7845

基金

马克癌症研究基金会（生命科学研究基金会博士后奖学金）

  • 艾米·斯特罗姆

马克癌症研究基金会（AWD1006303）

  • 艾米·斯特罗姆

国立卫生研究院（U01 DA040601）

  • Clifford P Brangwyne公司

美国国立卫生研究院（GM114190）

  • 爱德华·巴尼根

国立卫生研究院（U54DK107980）

  • 约翰·F·马可

国立卫生研究院（U54CA193419）

  • 约翰·F·马可

国立卫生研究院（R24DK106766）

  • 冯悦

美国国立卫生研究院（1R35GM124820）

  • 冯悦

美国国立卫生研究院（R01HG009906）

  • 冯悦

国立卫生研究院（U01CA200060）

  • 冯悦

国立卫生研究院（U01DA040583）

  • 马克·格鲁定

美国国立卫生研究院（1UM1HG011536）

  • 约翰·F·马可
  • 安德鲁·斯蒂芬斯

美国国立卫生研究院（R00GM123195）

  • 安德鲁·斯蒂芬斯

资助者不参与研究设计、数据收集和解释，也不参与将研究成果提交出版的决定。

致谢

这项工作得到了美国国立卫生研究院4DN联盟基因组三维结构和物理中心（U54DK107980和1UM1HG011536）和美国国立卫生研究院物理科学肿瘤中心（U54CA193419）的支持。CPB和ARS得到霍华德·休斯医学研究所的支持，以及NIH 4D核小体计划（U01 DA040601）的资助；ARS由马克癌症研究基金会的LSRF奖学金资助。我们感谢Daniel S.W.Lee的实验讨论和支持，感谢Yiche Chang慷慨捐赠pHR-HP1α-mCherry质粒。我们感谢Daniel Shams帮助编写了一个用于分析有丝分裂染色体微操作力测量的自定义脚本。EJB得到了美国国立卫生院4DN联盟基因组3D结构和物理中心（U54DK107980）、美国国立卫生大学物理科学与经济学中心（U54 CA193419）和美国国立卫生研究院拨款GM114190的支持。XW和FY由1R35GM124820、R01HG009906、U01CA200060和R24DK106766支持。JP、DS、LT、AT和MG由4DN（U01DA040583）资助。KC和ADS获得独立之路奖（R00GM123195）和4D Nucleome双中心奖（1UM1HG011536）的支持。

版本历史记录

  1. 接收日期：2020年10月12日
  2. 接受日期：2021年6月8日
  3. 已出版的接受手稿：2021年6月9日（第1版）
  4. 发布的记录版本：2021年6月25日（第2版）

版权

©2021，Strom等人。

本文根据知识共享署名许可协议，它允许不受限制的使用和重新分配，前提是原始作者和来源都是可信的。

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  1. 艾米·斯特罗姆
  2. 罗纳德·比格斯
  3. 爱德华·巴尼根
  4. 王晓涛
  5. 凯瑟琳·邱
  6. 卡梅伦·赫尔曼
  7. 吉梅娜·科拉多
  8. 冯悦
  9. 琼·C·里特兰·波利茨
  10. 利亚·J·泰特
  11. 大卫·斯卡尔佐
  12. 艾格尼斯·特林
  13. 马克·格鲁定
  14. Clifford P Brangwyne公司
  15. 约翰·F·马可
  16. 安德鲁·斯蒂芬斯
(2021)
HP1α是一种控制核和有丝分裂染色体机制的染色质交联剂
电子生活 10：e63972。
https://doi.org/10.7554/eLife.63972

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