原始文章
马代谢综合征威尔士小马皮下脂肪组织中IL-6和TNF-α的产生、分布及其与血清浓度的关系
卡塔兹纳盆地，1
Krzysztof Marycz，1
AgnieszkaŚmieszek，1和雅库布·尼普南2
-
1波兰弗罗茨瓦夫环境与生命科学大学电子显微镜实验室，弗罗茨瓦51-631。
-
2波兰弗罗茨瓦夫50-366弗罗茨瓦环境与生命科学大学兽医外科和诊所。
收到日期：2013年12月11日；2014年9月9日修订；2014年9月26日接受。
小马马代谢综合征（EMS）的主要症状是病理性肥胖，其特征是脂肪沉积和炎症异常积聚。在本研究中，我们分析了两种促炎细胞因子白细胞介素-6（IL-6）和肿瘤坏死因子-α（TNF-α）在威尔士小马皮下脂肪组织中的表达及其与外周血中血清浓度的相关性。根据临床检查结果，将动物分为两组：受EMS影响的小马（n=8）和肥胖小马（n=8）。脂肪组织采用免疫组化分析进行检测，IL-6和TNF-α浓度采用酶联免疫吸附试验（ELISA）进行测定。此外，还对脂肪组织进行了组织学表征。结果表明，EMS动物脂肪组织活检中IL-6的表达增强，而两组的TNF-α水平相当。与肥胖小马相比，EMS动物的血清IL-6和TNF-α水平也显著升高。组织学分析显示EMS组脂肪组织制剂中存在巨噬细胞浸润和纤维化。这些数据表明，IL-6可能在威尔士小马EMS过程中起关键作用。我们的研究结果还表明，血清中促炎细胞因子水平的分析可作为诊断EMS的额外工具。
小马过度肥胖是当代兽医的一个严重问题[15]. 肥胖常伴有代谢紊乱，包括马代谢综合征（EMS）[7,15]. 小马被认为是一种原始品种，特别容易感染EMS，这是一种可能导致安乐死的危及生命的疾病[5,7]. 导致内分泌疾病发展的一个关键因素是不健康的饮食，尤其是富含淀粉和单糖的饮食[6,7,22]. EMS的病程受到由促炎细胞因子过度表达引起的慢性全身炎症的强烈影响[6,23].
脂肪细胞产生诸如瘦素（LEP）和促炎细胞因子（包括肿瘤坏死因子α（TNF-α）和白细胞介素-6（IL-6））等分子。这些分子的活性密切相关，三者在调节生物体的生理过程中都起着重要作用[10,18,23]. LEP促进单核细胞和巨噬细胞的活化，刺激它们产生TNF-α和IL-6。LEP在炎症反应中的重要性也与C反应蛋白（CRP）的产生有关[1,19,20,25]. TNF-α在脂肪组织中的作用包括（i）抑制调节脂肪酸和葡萄糖代谢的基因表达，以及（ii）减少具有抗高血糖能力的某些脂肪因子的分泌[12]. 此外，影响胰岛素受体酪氨酸激酶活性的TNF-α活性增加与肥胖、胰岛素抵抗和椎板炎高度相关[13,30]. IL-6的功能包括抑制脂联素分泌，脂联素是一种抗炎激素。IL-6主要由单核细胞和巨噬细胞产生，也由成纤维细胞、淋巴细胞和内皮细胞产生。与LEP类似，IL-6刺激急性期蛋白的合成，尤其是CRP[2,8,16,24]. 对人类进行的研究表明，肥胖、胰岛素抵抗和血浆中高浓度IL-6之间存在密切关系。此外，IL-6和TNF-α抑制脂蛋白脂肪酶（LPL）的活性[17].
在研究EMS的发展过程中，经常考虑血清中TNF-α和IL-6的浓度。然而，这些因子的表达及其在组织中的定位却被忽视了。因此，本研究的目的是测量EMS小马皮下脂肪组织中IL-6、TNF-α和LEP的表达并观察其定位。我们假设皮下脂肪组织是促炎细胞因子的来源(即、IL-6和TNF-α）。所得结果与小鼠和人类实验模型中所研究细胞因子的血清当量相关。我们认为这些细胞因子在EMS发展过程中可能作为炎症介质发挥作用。我们认为，测量循环细胞因子的浓度和评估细胞蛋白水平对于更好地了解小马EMS发病机制至关重要。
道德认可
这项研究得到了Wrocław环境与生命科学大学（波兰）第二届地方伦理委员会的批准。
动物
共有16匹私人拥有的威尔士小马（8匹母马和8匹阉割马）用于实验。这些动物的年龄为7至15（10±3）岁，居住在波兰的两个省：下西里西亚和上西里西亚。所有动物都能在户外散步，大部分时间都在马厩外，并进行中等强度的锻炼。
案例定义
小马的分类分为两个阶段。最初，调查中包括30匹马。采用以下步骤筛选小马进行研究：（i）与主人进行广泛访谈，（ii）测量体重，（iii）估计身体状况评分（BCS）和冠颈评分系统（CNS）数量，（iv）触诊和蹄囊视觉评估，（v）X光检查，（vi）静息胰岛素水平的测量，（vii）葡萄糖-胰岛素联合试验（CGIT），以及（viii）LEP浓度的测量。在初步选择期间，对所有30只动物进行了临床检查（i-iv）。小马的排除标准包括：（a）正常体重(x个=260 kg），（b）BCS<6，CNS 0~1，（c）蹄上无分化生长环（慢性椎板炎的症状），以及（d）怀孕母马、有小马驹的母马或正在生长发育的幼马。入选标准如下：（a）超重(x个=290 kg）或肥胖(x个=325 kg）动物，（b）BCS 7~8（超重~肥胖）或8~9（肥胖~极度肥胖），（c）CNS 1~2分或3~5分，（d）蹄上生长环不同的肥胖小马，（e）蹄健康的超重动物（无症状慢性椎板炎）。研究中还纳入了CNS为1且超重（BSC为7）的小马。根据上述标准，排除了10匹小马（其中6匹体重正常，蹄上无分化生长环，中枢神经系统为1；1匹体重正常、中枢神经系统1，有慢性椎板炎迹象；1匹怀孕母马；1匹2岁的马，和1匹8个月大的小马驹）。最终，选择了20匹小马进行进一步研究（v-viii）。
对10匹肥胖小马进行X光检查，确定与椎板炎相关的棺材骨旋转和下沉的特征。其他超重的小马的特征是蹄囊内棺骨的方向正确。测量静息状态下的胰岛素水平，以便将动物进一步分为适当的组。归类为健康的小马的胰岛素水平为6～20 uU/mL，而胰岛素浓度为60～100 uU/mL的动物被分配到实验组。尽管静息胰岛素的参考值<20µU/mL，但结果处于临界状态的动物(即22~23µU/mL）。接下来，10匹CGIT结果阴性的小马被分配到BSC量表的7~8分和CNS量表的1~2分。LEP浓度分为正常值（3~4 ng/mL）或高值（>7 ng/mL）。浓度在5.0～6.7 ng/mL之间的小马被排除在研究之外。根据上述标准，四匹小马被排除在外。最终，小马被分为实验组（A组，EMS小马，n=8）和对照组（B组，健康小马，n=8）。
使用电子移动式波什马体重秤（德国波什）测量体重。使用Henneke等人开发的系统测定BCS[12]其中脂肪沉积的数值范围为1（较差）至9（极度肥胖）。此外，使用Carter等人提出的CNS对所有马进行评估[4]给出的数字范围为0（无可触及的波峰）到5（巨大的颈部）。进行X光检查以评估马匹的步态和蹄囊。此外，兽医进行触诊和视觉评估，他们能够识别椎板炎的亚临床和/或临床症状。临床检查还包括静息胰岛素水平分析和CGIT。在进行CGIT前16小时，马匹只获得了4公斤timothy干草。从颈静脉采集血液进行分析，以测量静息胰岛素和葡萄糖的水平。接下来，静脉注射50%葡萄糖溶液（150 mg/kg体重[bw]），然后立即静脉注射0.10 U/kg bw的胰岛素丸（Humulin R；Eli Lilly and Company，USA）。如前所述，在胰岛素给药后1、5、15、25、35、45、60、75、90、105、120、135和150分钟，使用血糖仪（Glucosens 1040；日本ARKRAY）测量葡萄糖浓度[6,21].
血液和组织样本采集
从所有小马的颈外静脉采集禁食血液样本（10 mL）。在整个采集过程中均采用无菌技术。将样品转移到带有血清凝血激活剂的聚丙烯管中（Monovette；Sarstedt，德国）。接下来，将样品在1137×g下离心10 min，温度4℃（MPW 54；MPW Med.instruments，Poland）。收集血清，制备四份等分样品并在液氮中冷冻以进行进一步分析。为了测量葡萄糖浓度，将血液收集到含有氟化物（作为糖酵解抑制剂）和EDTA（作为抗凝剂）的试管中（S-Monovette；Sarstedt）。在采集后24小时内对保存的血液进行分析。在局部麻醉下，从每匹马的鬃毛根部采集脂肪组织样本（2 g）（2%利格诺卡宁；波兰波兰波尔法·华沙）。组织样品在10%的福尔马林缓冲液中培养24小时，温度为4℃，并用磷酸盐缓冲盐-PBS（德国Sigma-Aldrich）清洗。通过增加50%、60%、70%、80%、96%、100%和100%乙醇的梯度，对所有样品进行脱水。然后将样品浸入乙醇/二甲苯1:1和透明二甲苯中，在室温下均浸泡1小时。然后将样品包埋在石蜡中。
酶联免疫吸附试验
分析血清等分试样以确定胰岛素、LEP、IL-6和TNF-α的浓度。根据制造商的说明，使用特定的ELISA试剂盒（胰岛素试剂盒；瑞典Mercadia；LEP试剂盒；美国USBiological；IL-6和TNF-α试剂盒；Genorise Scientific，美国）测量每个因子。在分析之前，对所有样品进行短暂离心（1137×g；5分钟；温度4℃）。在化验之前，血清样本不需要稀释，因此直接转移到预先涂有特定一级抗体的平板上。样品在室温下与捕获抗体孵育2小时，但TNF-α试剂盒除外，其中样品孵育1小时。使用样品后，测量胰岛素需要立即添加酶结合物。与一级抗体孵育后，从每个孔中抽吸血清样本，并用洗涤缓冲液（与分析试剂盒一起提供）清洗平板四到六次。对于IL-6试验和TNF-α二次检测抗体，样品在室温下与检测抗体孵育20分钟，而带有抗LEP二次检测血清的样品在37℃孵育30分钟。接下来，按照上述步骤清洗盘子。检测试剂盒中包含的停止溶液用于抑制反应。使用微孔板阅读器（德国BMG LABTECH）在450 nm处立即测量每个孔的光密度。用于实验的胰岛素试剂盒的灵敏度为0.01µg/L，而以co值（CV）表示的分析精密度在分析内和分析间分别为<10%和<12%。用于LEP测定的试验灵敏度为0.242 ng/mL，而组内和组间CV分别低于4%和5%。用于IL-6和TNF-α测量的试验的灵敏度为0.8 pg/mL，组内CV为6%。IL-6和TNF-α试验的组间CV均为9%。
脂肪组织的组织化学和免疫组织化学检查
脂肪组织样品用Microm HM 340E切片机（德国卡尔蔡司）切割成5µm厚的切片，并放置在组织切片上（丹麦达科）。随后用二甲苯将切片脱蜡，并在乙醇中再水化（浓度从100%降至50%），然后用蒸馏水清洗。接下来，用苏木精（Shandon；Thermo Scientific，美国）对载玻片染色8分钟，在室温下用流动自来水冲洗10分钟，并在室温下使用曙红（Shanden；Thermo-Scientistic）染色5分钟。然后用乙醇（浓度从50%增加到100%）洗涤切片，然后用二甲苯进行脱水，并用DPX安装介质密封（AquaMed，波兰）。用光学显微镜（Axio Imager A1；卡尔蔡司）观察载玻片。
对于免疫组织化学，将组织样品切割成3µm厚的切片，在二甲苯中脱蜡，并在浓度降低的酒精中再水化（浓度从100降低到50%）。使用EnVision系统（Dako）可视化抗原-抗体反应。使用抗IL-6（Genorise Scientific）和TNF-α（R&D Systems，USA）的多克隆抗体进行免疫过氧化物酶标记。抗原热诱导回收是通过将载玻片与靶回收溶液（pH 9.0；Dako）在96℃孵育20分钟来进行的。用3%过氧化氢阻断内源性过氧化物酶活性，然后在室温下用Tris缓冲盐水（TBS）清洗载玻片5分钟。然后在20℃下用一级抗体标记组织切片20分钟。抗体稀释至1:10。用迈尔苏木精对切片进行复染1分钟，用自来水冲洗，在乙醇中脱水（浓度从50%增加到100%），并用盖玻片封闭在安装介质中。使用光学显微镜（Axio Imager A1；卡尔蔡司）进行分析。
统计分析
使用Shapiro-Wilk检验确定数据的正态性，而使用Levene检验评估方差的相等性。使用参数（Student’st吨)或非参数（Mann-Whitney U）测试。所有分析均使用适用于Windows的STATISTICA 10.0软件（美国StatSoft）进行。P（P）值<0.05被认为是显著的。
小马的临床特征
根据临床数据建立的两个实验组的特征见表1A组（n=8）为EMS小马。这一组的特征是生长环发散，表明慢性椎板炎。该组小马的BCS（8.37±051）和CNS（4.0±0.76）值也较高。BSC的标准95%可信区间（95%CI）为7.92~8.82，而CNS的标准95%置信区间为3.31~4.69。此外，A组马的体脂分布是EMS动物的典型特征(即尤其是在尾巴底部、鬃毛和眼睛周围）。A组所有马的静息胰岛素水平均升高（74.75±13.95 mU/mL；95%CI=62.29-87.21）。此外，血糖浓度在45分钟内没有恢复到基线水平，如阳性CGIT结果所示（130.75±10.33 mg/dL；95%CI=121.50-140）。LEP的平均浓度为7.72±0.17 ng/mL（95%CI=7.57-7.87），平均体重为325±2.44 kg（95%CI=322.82-327.17）。
对照组小马（B，n=8）没有出现椎板炎的临床症状。对照马的平均BCS值为7.25±0.46（95%CI=6.88-7.68），而平均CNS值为1.62±0.51（95%CI=1.17-2.07）。与A组动物相比，对照小马没有EMS马特有的非典型体脂分布。B组小马的静息胰岛素浓度正常（10.25±4.68 mU/mL；95%CI=6.07-14.43）。CGIT结果为阴性。此外，胰岛素注射45分钟后，葡萄糖浓度降至正常水平（73.75±9.61 mg/dL；95%可信区间=65.17-82.33）。血清LEP平均水平为3.97±0.05 ng/mL（95%CI=3.93-4.02），平均体重为290±2.39 kg（95%CI=287.87-292.12）。
EMS小马和健康动物的脂肪组织学研究
通过对EMS小马和健康动物的脂肪组织样本进行比较，发现A组马的组织被巨噬细胞和淋巴细胞高度浸润，这些巨噬细胞和淋巴细胞主要位于脂肪细胞之间的细胞间隙（A组为图1)。在B组的组织样本中未观察到炎症细胞浸润（图1)。此外，从EMS组获得的脂肪组织样本显示出纤维化迹象，而健康小马的样本缺乏这些特征。
脂肪组织中促炎细胞因子的分布与循环水平的比较
在脂肪组织样本中，用免疫组织化学染色检测IL-6和TNF-α，用ELISA检测这些因子的血清水平。EMS小马脂肪细胞中IL-6的表达较高（图1)与健康人相比（面板F图1)。然而，两组组织样本中IL-6的分布相似。IL-6在脂肪细胞的细胞膜和细胞核周围大量积聚。发现A组样本中的血管被巨噬细胞和淋巴细胞浸润（图G图1)。相反，在B组的切片中未观察到炎症迹象（图1)。血清IL-6浓度分析表明，EMS小马的细胞因子水平较高(x个=1.905微克/毫升；95%置信区间=1.902-1.907）。健康动物的平均IL-6浓度为1.886µg/mL（95%CI=1.884-1.887）。这些差异具有统计学意义(第页=0.0000；图2)。EMS和健康小马脂肪细胞中的TNF-α水平具有可比性。该蛋白主要位于脂肪细胞核周围的区域（图1)。EMS小马的血清TNF-α水平较高，平均浓度为1.970µg/mL（95%CI=1.960-1.980）。健康小马的平均血清TNF-α浓度为1.250µg/mL（95%CI=1.220-1.280；图3)。观察到的差异具有统计学意义(第页= 0.0007).
统计分析还显示了血清LEP浓度的差异(第页= 0.0007). A组的平均LEP水平为7.72 ng/mL。另一方面，B组的平均LEP浓度为3.97 ng/mL(图4).
肥胖是EMS的主要症状，被认为是一种很难诊断的复杂疾病[5,7,14]. 这种情况的另一个典型特征是脂肪组织分布不均，主要分布在尾部、眼睛和颈部的底部[6]. 兽医用于诊断EMS的方法旨在确认或排除症状。识别EMS病例最常用的方法是CGIT。然而，这项技术的应用对动物生命构成了真正的威胁。因此，非常需要建立更有效和安全的方法，以便在早期阶段诊断EMS[15].
脂肪组织不仅储存脂肪，而且在代谢调节和炎症过程中发挥重要作用。众所周知，脂肪组织细胞(即脂肪细胞和巨噬细胞）是炎症介质细胞因子的主要来源[7,29,35]. 在我们的实验中，我们观察到EMS组脂肪细胞肥大和巨噬细胞浸润。这些特征也是病理性肥胖的典型特征。我们的结果与动物和人类实验模型的结果一致，因为脂肪细胞的大小决定了脂肪组织中浸润巨噬细胞的百分比[31].
我们还注意到，与对照组相比，EMS小马皮下脂肪组织中IL-6的表达更高。IL-6和胰岛素抵抗在肥胖病例中的作用尚不完全清楚。然而，临床研究表明，外周血中IL-6浓度、体脂百分比和胰岛素抵抗之间存在显著相关性[27,32]. 我们推测马血清中IL-6浓度的测定可能有助于EMS的诊断。因此，IL-6在EMS发病机制中的作用需要进一步详细研究。
一些研究人员特别关注TNF-α在代谢紊乱过程中的重要性[三,26,33]. 本研究中两组动物血清中TNF-α水平的比较分析表明，EMS小马显著增加了这种细胞因子的水平。另一方面，免疫组织化学分析显示，两组皮下脂肪中的TNF-α表达水平相当。然而，如前所述，TNF-α也定位于内脏脂肪，这些沉积可能影响了这种细胞因子的血清浓度升高[三,11]. 在本研究中，患有EMS的小马体内循环TNF-α的高水平与Suagge等人的报告值一致[28]和Vick等人[35]. 这些发现表明，患有急性高胰岛素血症和/或肥胖的小马血浆中促炎细胞因子水平显著升高。
考虑到文献和本研究的结果，脂肪组织和胰岛素似乎在TNF-α和IL-6活性的调节中起着重要作用。此外，马的体重、胰岛素和血浆LEP浓度有密切关系[9,34]. 我们的结果表明，从EMS马采集的血清中LEP浓度显著升高。TNF-α、IL-6和LEP活性引起的分子和细胞变化影响生物体的系统代谢[三,6,7,10]. 因此，确定这些脂肪因子之间的相关性对于评估动物的健康状况和预测EMS的发展可能很重要。
总之，我们的研究结果表明，IL-6和TNF-α可能参与了小马EMS的发生发展。脂肪组织中促炎细胞因子表达与这些因子的血清浓度之间的关系需要进一步研究。未来对这种相关性的研究不仅对理解EMS的发展有价值，而且对创建高效、安全的诊断方法以及新的治疗策略也有价值。
该研究是在国家科学中心（波兰）资助的编号为NN 308266138的研究项目范围内进行的，并由Wrocław生物技术中心（KNOW）2014-2018年计划支持出版。
|
|
-
Agrawal S、Gollapudi S、Su H、Gupta S。瘦素通过JAK2/STAT3和p38MAPK/ERK1/2信号通路激活人类B细胞分泌TNF-α、IL-6和IL-10。临床免疫学杂志2011；31:472–478.
-
Barnes TC、Anderson ME、Moots RJ。白细胞介素-6的多方面：白细胞介素-6在系统性硬化症炎症、血管病变和纤维化中的作用。国际风湿病杂志2011；2011:721608.
-
Bertin E、Nguyen P、Guenouou M、Durlach V、Potron G、Leutenegger M。2型糖尿病患者的肿瘤坏死因子α（TNF-α）血浆水平基本上取决于内脏脂肪量。糖尿病Metab J 2000；26:178–182.
-
Carter RA、Geor RJ、Staniar WB、Cubitt TA、Harris PA。通过标准化评分系统和马匹和小马的形态测量来评估明显的肥胖症。兽医J 2009；179:204–210.
-
Dugdale AH、Curtis GC、Cripps P、Harris PA、Argo CM。饮食限制对超重和肥胖小马的身体状况、组成和福利的影响。《马兽医杂志》2010；42:600–610.
-
Frank N.马代谢综合征。兽医临床北美马实践2011；27:73–92.
-
Frank N、Geor RJ、Bailey SR、Durham AE、Johnson PJ。马代谢综合征。兽医实习医学杂志2010；24:467–475.
-
Gabay C.白细胞介素-6与慢性炎症。关节炎研究，2006；8补充2:S3。
-
Gordon ME、McKeever KH、Betros CL、Manso Filho HC。年轻健康赛马与成熟不健康标准马的血浆瘦素、ghrelin和脂联素浓度。兽医J 2007；173:91–100.
-
Greenberg AS，Obin MS。肥胖与脂肪组织在炎症和代谢中的作用。美国临床营养学杂志2006；83补遗：461S–465S。
-
Hajer GR，van Haeften TW，Visseren FL.肥胖、糖尿病和血管疾病中的脂肪组织功能障碍。《欧洲心脏杂志》2008；29:2959–2971.
-
Henneke DR、Potter GD、Kreider JL、Yeates BF。母马的状况评分、身体测量和体脂百分比之间的关系。《马兽医杂志》1983；15:371–372.
-
Hotamisligil GS，Spiegelman BM。肿瘤坏死因子α：肥胖与糖尿病联系的关键成分。糖尿病1994；43:1271–1278.
-
约翰逊私人有限公司。马代谢综合征周围库欣综合征。兽医诊所北美马临床2002；18:271–293.
-
Johnson PJ、Wiedmeyer CE、Messer NT、Ganjam VK。马匹肥胖对人类肥胖的医学影响。糖尿病科学技术杂志2009；3:163–174.
-
Kishimoto T.白细胞介素-6：一种多效性细胞因子的发现。关节炎研究与治疗2006；8补充2:S2。
-
Kern PA、Ranganatan S、Li C、Wood L、Ranganathan G.脂肪组织肿瘤坏死因子和白细胞介素-6在人类肥胖和胰岛素抵抗中的表达。美国生理内分泌代谢杂志2001；280:E745–E751。
-
Kershaw EE，Flier JS。脂肪组织作为内分泌器官。《临床内分泌代谢杂志》2004；89:2548–2556.
-
Loffreda S、Yang SQ、Lin HZ、Karp CL、Brengman ML、Wang DJ、Klein AS、Bulkley GB、Bao C、Noble PW、Lane MD、Diehl AM。瘦素调节促炎免疫反应。FASEB J 1998；12:57–65.
-
Lord GM、Matarese G、Howard JK、Baker RJ、Bloom SR、Lechler RI。瘦素调节T细胞免疫反应并逆转饥饿诱导的免疫抑制。《自然》1998；394:897–901.
-
Marycz K，Moll E，Grzesiak J.功能性营养素对马代谢综合征患者胰岛素抵抗的影响。2014年《巴基斯坦兽医杂志》；34:189–192.
-
Marycz K、Toker NY、Czogaa J、Michalak I、Nicpon J、Grzesiak J。使用SEM EDX和ICP-OES对马代谢综合征（EMS）影响的马毛元素组成的调查。《J Anim Vet Advv 2013》；12:146–152.
-
Nieto-Vazquez I、Fernández-Veledo S、Krämer DK、Vila-Bedmar R、Garcia-Guerra L、Lorenzo M.与肥胖相关的胰岛素抵抗：TNF-α的联系。《2008年生理生化档案》；114:183–194.
-
Ouchi N、Kihara S、Funahashi T、Matsuzawa Y、Walsh K。肥胖、脂联素和血管炎症疾病。《利皮多尔杂志》2003年；14:561–566.
-
Ouchi N，Parker JL，Lugus JJ，Walsh K.脂肪因子炎症和代谢性疾病。Nat Rev Immunol 2011；11:85–97.
-
Popa C、Netea MG、van Riel PL、van der Meer JW、Stalenhoef AF。肿瘤坏死因子-α在慢性炎症状态、中间代谢和心血管风险中的作用。脂质研究杂志2007；48:751–762.
-
Rabe K、Lehrke M、Parhofer KG、Broedl UC。脂肪因子与胰岛素抵抗。2008年分子医学；14:741–751.
-
Suagee JK、Corl BA、Crisman MV、Hulver MW、McCutcheon LJ、Geor RJ。急性高胰岛素血症对马炎症蛋白的影响。2011年兽医免疫病理学；142:141–146.
-
Suagee JK，Corl BA，Geor RJ。促炎细胞因子在马胰岛素抵抗发展中的潜在作用。动物（巴塞尔）2012；2:243–260.
-
Treiber K、Carter R、Gay L、Williams C、Geor R。有牧场相关椎板炎病史的小马的炎症和氧化还原状态。兽医免疫病理学2009；129:216–220.
-
Wiesberg SP、McCann D、Desai M、Rosenbaum M、Leibel RL、Ferrante AW Jr.肥胖与脂肪组织中巨噬细胞的积聚有关。《临床投资杂志》2003年；112:1796–1808.
-
炎症综合征：脂肪组织细胞因子在与肥胖相关的代谢紊乱中的作用。《美国肾脏学会杂志》2004；15:2792–2800。
-
Wyse CA、McNie KA、Tannahill VJ、Murray JK、Love S。苏格兰骑马肥胖的流行率。2008年兽医记录；162:590–591.
-
Yang R，Barouch LA。瘦素信号与肥胖：心血管后果。Circ Res 2007；101:545–559.
-
Vick MM、Adams AA、Murphy BA、Sessions DR、Horohov DW、Cook RF、Shelton BJ、Fitzgerald BP。马的炎症细胞因子、肥胖和胰岛素敏感性之间的关系。《动画科学杂志》2007；85:1144–1155.
